Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يظهر هنا بروتوكول لقياس الأوكسجين الكلوي في النخاع والضغط الجزئي لأكسجين البول غير الباضع في نموذج خنزير صدمة نزفية لتحديد الضغط الجزئي لأكسجين البول كمؤشر مبكر لإصابة الكلى الحادة (AKI) ونقطة نهاية إنعاش جديدة.

Abstract

ما يصل إلى 50 ٪ من المرضى الذين يعانون من صدمة يصابون بإصابة الكلى الحادة (AKI) ، ويرجع ذلك جزئيا إلى ضعف التروية الكلوية بعد فقدان الدم الشديد. يتم تشخيص AKI حاليا بناء على تغير في تركيز الكرياتينين في الدم من خط الأساس أو فترات طويلة من انخفاض إنتاج البول. لسوء الحظ ، فإن بيانات تركيز الكرياتينين في مصل الدم الأساسية غير متوفرة في معظم المرضى الذين يعانون من الصدمات ، وطرق التقدير الحالية غير دقيقة. بالإضافة إلى ذلك ، قد لا يتغير تركيز الكرياتينين في الدم حتى 24-48 ساعة بعد الإصابة. أخيرا ، يجب أن يستمر قلة البول لمدة لا تقل عن 6 ساعات لتشخيص AKI ، مما يجعله غير عملي للتشخيص المبكر. مناهج تشخيص AKI المتاحة اليوم ليست مفيدة للتنبؤ بالمخاطر أثناء إنعاش المرضى الذين يعانون من الصدمة. تشير الدراسات إلى أن الضغط الجزئي البولي للأكسجين (PuO2) قد يكون مفيدا لتقييم نقص الأكسجة الكلوي. تم تطوير جهاز مراقبة يربط بين القسطرة البولية وكيس جمع البول لقياس PuO2 بشكل غير جراحي. يشتمل الجهاز على مستشعر أكسجين بصري يقدر PuO2 بناء على مبادئ تبريد التلألؤ. بالإضافة إلى ذلك ، يقيس الجهاز تدفق البول ودرجة الحرارة ، وهذا الأخير لضبط الآثار المربكة للتغيرات في درجات الحرارة. يتم قياس تدفق البول للتعويض عن آثار دخول الأكسجين خلال فترات انخفاض تدفق البول. توضح هذه المقالة نموذجا خنزيريا للصدمة النزفية لدراسة العلاقة بين PuO2 غير الباضع ونقص الأكسجة الكلوي وتطور AKI. أحد العناصر الرئيسية للنموذج هو الوضع الجراحي الموجه بالموجات فوق الصوتية في النخاع الكلوي لمسبار الأكسجين ، والذي يعتمد على ستوكات بصرية غير مغلفة. سيتم أيضا قياس PuO2 في المثانة ومقارنتها بقياسات الكلى وقياسات PuO2 غير الباضعة. يمكن استخدام هذا النموذج لاختبار PuO 2 كعلامة مبكرة ل AKI وتقييم PuO2 كنقطة نهاية إنعاش بعد النزف الذي يدل على العضو النهائي بدلا من الأوكسجين الجهازي.

Introduction

تؤثر إصابة الكلى الحادة (AKI) على ما يصل إلى 50٪ من المرضى الذين يعانون من الصدمات الذين يتم إدخالهم إلى وحدة العناية المركزة1. يميل المرضى الذين يصابون ب AKI إلى الحصول على فترات إقامة أطول في المستشفى ووحدة العناية المركزة وخطر أكبر بثلاثة أضعاف للوفاة2،3،4. حاليا ، يتم تعريف AKI بشكل شائع من خلال إرشادات تحسين النتائج العالمية لأمراض الكلى (KDIGO) ، والتي تستند إلى التغيرات في تركيز الكرياتينين في الدم من خط الأساس أو فترات قلة البول المطولة5. بيانات تركيز الكرياتينين الأساسية غير متوفرة في معظم المرضى الذين يعانون من الصدمات ، ومعادلات التقدير غير موثوقة ولم يتم التحقق من صحتها في المرضى الذين يعانون من الصدمة6. بالإضافة إلى ذلك ، قد لا يتغير تركيز الكرياتينين في الدم حتى 24 ساعة على الأقل بعد الإصابة ، مما يحول دون التحديد المبكر والتدخل7. بينما تشير الأبحاث إلى أن إخراج البول هو مؤشر مبكر ل AKI من تركيز الكرياتينين في الدم ، تتطلب معايير KDIGO ما لا يقل عن 6 ساعات من قلة البول ، مما يحول دون التدخلات التي تستهدف الوقاية من الإصابة8. كما تتم مناقشة عتبة إخراج البول بالساعة المثلى والمدة المناسبة لقلة البول لتحديد AKI ، مما يحد من فعاليتها كعلامة مبكرة للمرض 9,10. وبالتالي ، فإن التدابير التشخيصية الحالية ل AKI ليست مفيدة في إعدادات الصدمات ، وتؤدي إلى تأخر تشخيص AKI ، ولا توفر معلومات في الوقت الفعلي فيما يتعلق بحالة خطر المريض لتطوير AKI.

في حين أن تطور AKI في بيئة الصدمة معقد ومن المحتمل أن يرتبط بعدة أسباب مثل ضعف التروية الكلوية بسبب نقص حجم الدم ، أو انخفاض تدفق الدم الكلوي بسبب تضيق الأوعية ، أو الالتهاب المرتبط بالصدمة ، أو إصابة نقص التروية ، فإن نقص الأكسجة الكلوي هو عامل مشترك بين معظم أشكال AKI11،12. على وجه الخصوص ، تكون منطقة النخاع في الكلى شديدة التأثر بعدم التوازن بين الطلب على الأكسجين والعرض في حالة الصدمة بسبب انخفاض توصيل الأكسجين والنشاط الأيضي العالي المرتبط بإعادة امتصاص الصوديوم. وبالتالي ، إذا كان من الممكن قياس أكسجة النخاع الكلوي ، فقد يكون من الممكن مراقبة حالة خطر المريض لتطوير AKI. في حين أن هذا ليس ممكنا سريريا ، فإن الضغط الجزئي البولي للأكسجين (PuO2) عند مخرج الكلى يرتبط ارتباطا وثيقا بأكسجة الأنسجة النخاعية13,14. وقد أظهرت دراسات أخرى أنه من الممكن قياس المثانة PuO 2 وأنه يتغير استجابة للمنبهات التي تغير الأكسجين النخاعي ومستويات الحوض الكلوي PuO2 ، مثل انخفاض في تدفق الدم الكلوي 15،16،17. تشير هذه الدراسات إلى أن PuO2 قد يشير إلى تروية العضو النهائي ويمكن أن يكون مفيدا لرصد تأثير التدخلات في إعدادات الصدمات على وظائف الكلى.

لمراقبة PuO 2 بشكل غير جراحي ، تم تطوير جهاز PuO2 غير جراحي يمكنه الاتصال بسهولة بنهاية القسطرة البولية خارج الجسم. تتكون شاشة PuO2 غير الباضعة من ثلاثة مكونات رئيسية: مستشعر درجة الحرارة ، ومستشعر الأكسجين لتبريد التلألؤ ، ومستشعر التدفق الحراري. نظرا لأن كل مستشعر أكسجين يعتمد بصريا ويعتمد على علاقة ستيرن-فولمر لتحديد العلاقة بين التلألؤ وتركيز الأكسجين ، فإن مستشعر درجة الحرارة ضروري لتعويض أي آثار مربكة محتملة للتغيرات في درجة الحرارة. يعد مستشعر التدفق مهما لتحديد كمية إخراج البول وتحديد اتجاه وحجم تدفق البول. يتم توصيل جميع المكونات الثلاثة بواسطة مجموعة من موصلات قفل luer للذكور والإناث وعلى شكل حرف T وأنابيب مرنة من البولي فينيل كلوريد (PVC). تتصل النهاية مع الموصل المخروطي بمخرج القسطرة البولية ، وتربط النهاية بأنبوب فوق الموصل المخروطي الشرائح فوق الموصل الموجود على كيس جمع البول.

على الرغم من القياس البعيد إلى المثانة ، أظهرت دراسة حديثة أن انخفاض PuO2 البولي أثناء جراحة القلب يرتبط بزيادة خطر الإصابة ب AKI18,19. وبالمثل ، ركزت النماذج الحيوانية الحالية بشكل أساسي على الكشف المبكر عن AKI أثناء جراحة القلب والإنتان14،20،21،22. وبالتالي ، لا تزال هناك أسئلة حول استخدام هذا الجهاز الجديد في إعدادات الصدمة. الهدف من هذا البحث هو إنشاء PuO2 كعلامة مبكرة ل AKI والتحقيق في استخدامه كنقطة نهاية إنعاش في المرضى الذين يعانون من الصدمة. تصف هذه المخطوطة نموذجا خنزيريا للصدمة النزفية يتضمن وضع جهاز مراقبة PuO 2 غير الباضع، ومستشعر PuO2 للمثانة، ومستشعر أكسجين الأنسجة في النخاع الكلوي. ستتم مقارنة البيانات من جهاز المراقبة غير الباضع ب PuO2 في المثانة وقياسات الأكسجين الغازية للأنسجة. تشتمل الشاشة غير الباضعة أيضا على مستشعر تدفق سيكون مفيدا لفهم العلاقة بين معدل تدفق البول ودخول الأكسجين ، مما يقلل من القدرة على استنتاج أكسجة الأنسجة النخاعية الكلوية من PuO2 غير الباضع أثناء عبور البول للمسالك البولية. بالإضافة إلى ذلك ، ستتم مقارنة البيانات من مستشعرات الأكسجين الثلاثة بالعلامات الحيوية الجهازية ، مثل متوسط الضغط الشرياني. الفرضية المركزية هي أن بيانات PuO2 غير الغازية سترتبط ارتباطا وثيقا بمحتوى الأكسجين النخاعي الغازي وستعكس نقص الأكسجة النخاعي أثناء الإنعاش. تتمتع مراقبة PuO2 غير الباضعة بالقدرة على تحسين النتائج المتعلقة بالصدمات من خلال تحديد AKI في وقت مبكر والعمل كنقطة نهاية إنعاش جديدة بعد النزف الذي يدل على العضو النهائي بدلا من الأوكسجين الجهازي.

Protocol

وافقت اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات بجامعة يوتا على جميع البروتوكولات التجريبية الموضحة هنا. قبل التجربة ، تم تأقلم ما مجموعه 12 من خنازير يوركشاير المخصية أو غير الحامل التي يتراوح وزنها بين 50 و 75 كجم وبين 6-8 أشهر في مرفقاتها لمدة 7 أيام على الأقل. خلال هذه الفترة ، يتم توجيه جميع الرعاية من قبل طبيب بيطري ووفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر ولوائح ومعايير قانون رعاية الحيوان. يتم صيام الحيوانات طوال الليل قبل تحريض التخدير ولكن يسمح لها بحرية الوصول إلى الماء.

1. تجميع المستشعر

  1. قطع قطعة 6 سم من أنابيب المطاط الصناعي بالحرارة (TPE) ، وقطع 25 مم من 1/8 بوصة و 3/16 في أنابيب PVC ، وقطع 31 مم من 1/8 بوصة و 3/16 في أنابيب PVC.
  2. حفر ثقب في الجزء العلوي من الغطاء غير تنفيس لتناسب الطرف المكشوف لمسبار درجة الحرارة ؛ ابدأ بمثقاب 3/32 بوصة ، ثم استخدم مثقاب 1/8 بوصة.
  3. استخدم مثقاب 5/32 بوصة لحفر الجزء العلوي من الموصل T ليناسب مستشعر الأكسجين.
  4. حرك القطعة الأقصر من أنبوب PVC 1/8 بوصة فوق جانب مدخل مستشعر التدفق. حرك قطعة 1/8 الأطول من الأنابيب البلاستيكية فوق جانب المخرج (كما هو محدد بواسطة السهم الموجود على مستشعر التدفق نفسه) لمستشعر التدفق. حرك الأقصر والأطول 3/16 في قطع من الأنابيب البلاستيكية على الأطوال المقابلة من 1/8 في الأنابيب البلاستيكية. أدخل الطرف الشائك لموصل قفل luer الذكر في الطرف المفتوح لأنبوب PVC 1/8.
    ملاحظة: إذا لزم الأمر ، استخدم مسدسا حراريا لتسخين الأنبوب قبل الانزلاق فوق التركيبات الشائكة. من الممكن أيضا استخدام كحول الأيزوبروبيل لتليين الطرف الشائك لتسهيل تحريك الأنبوب فوق الموصل الشائك.
  5. خلط الغراء المتوافق حيويا.
  6. كشف طرف مسبار درجة الحرارة عن طريق إزالة أي غلاف أو أنبوب واقي. املأ الجزء الداخلي من أنبوب الثرمستور بغراء متوافق حيويا ولكن لا تغطي الطرف المكشوف.
  7. قم بتجميع الأجزاء كما هو موضح في الشكل 1. استخدم الغراء لتأمين كل وصلة قفل luer ، عند إدخال الثرمستور في الغطاء غير المهواة ، وقبل تحريك 3/8 في أنبوب TPE فوق الطرف الشائك.
  8. قبل التعقيم ، تأكد من عدم لف الغطاء الأزرق الموجود على عصا الأكسجين بإحكام شديد ، وإلا سيكون من الصعب التراجع عنه بعد التعقيم.
    ملاحظة: تظهر صورة لجهاز مجمع في الشكل 1 كمرجع. في هذه التجربة ، تم توصيل كابل الألياف الضوئية بوحدة كهروضوئية تحتوي على برنامج مصمم للعمل مع مستشعرات الأكسجين المحددة المستخدمة في الجهاز. سيعمل أي مستشعر أكسجين قائم على تبريد التلألؤ وجهاز جمع البيانات المتوافق. بالإضافة إلى ذلك ، تم تصميم وحدة مخصصة ولوحة دوائر مطبوعة لتوصيل مستشعر التدفق ومسبار درجة الحرارة. تم استخدام البرامج المخصصة لجمع البيانات وعرضها في الوقت الفعلي.

2. الإجراء التجريبي

  1. تحريض التخدير والمراقبة.
    1. قم بتخدير الحيوان بالحقن العضلي المشترك للكيتامين (2.2 مجم / كجم) والزيلازين (2.2 مجم / كجم) وتلازول (4.4 مجم / كجم).
    2. اعتمادا على حجم الحيوان ، ضع أنبوبا داخليا مكبولا بحجم مناسب (على الأرجح بين 7 مم و 8 مم) بمساعدة منظار الحنجرة.
    3. ضع مزلق العين على كلتا العينين.
    4. بعد الحث ، تهوية الحيوان ميكانيكيا مع الحفاظ على التخدير مع 1.5 ٪ -3.0 ٪ إيزوفلوران الغازية مختلطة في الأكسجين. اضبط جزء الأكسجين المستوحى بين 40٪ -100٪ ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي إلى 4 سم H2O ، وحجم المد والجزر إلى 6-8 مل / كجم ، واضبط معدل التنفس وحجم المد والجزر للحفاظ على نهاية المد والجزرCO 2 من 35-45 مم زئبق.
    5. راقب وتأكد من عمق التخدير المناسب من خلال تقييم نغمة الفك ، ومنعكس الجفن كل 15 دقيقة تقريبا ، وغياب الحركة التلقائية طوال التجربة. بالإضافة إلى ذلك ، راقب المعلمات السريرية لتروية الأنسجة (لون الغشاء المخاطي ، وقت إعادة ملء الشعيرات الدموية ، معدل ضربات القلب) ، قياس التأكسج النبضي ، CO2 في نهاية المد والجزر ، درجة حرارة الجسم الأساسية ، ومخطط كهربية القلب.
    6. ضع الحيوان في راقد ظهري على بطانية دافئة وقم بتأمين كل ساق على الطاولة.
    7. البروتوكول هو إجراء عدم البقاء على قيد الحياة مع القتل الرحيم للحيوان في نهاية التجربة ، كما هو موضح في القسم 5.
  2. تحضير الحيوان للتجربة.
    1. قم بإعداد جميع مواقع البزل (المدرجة في الخطوات 2.2.3-2.2.7) عن طريق تنظيف الجلد بثلاثة مقشرات متناوبة من الكلورهيكسيدين متبوعة بالكحول. بعد الفرك الثالث ، ضع الكلورهيكسيدين واتركه حتى يجف تماما ، ثم قم بثني موقع الجراحة بطريقة معقمة.
    2. تسلل محليا إلى جميع مواقع البزل والشق باستخدام 2٪ يدوكائين لتخفيف الآلام المحلية.
    3. باستخدام توجيه الموجات فوق الصوتية وتقنية Seldinger ، ضع قسطرة 9 Fr في الوريد الوداجي الخارجي الأيمن لتسريب الدواء ومراقبة الضغط الوريدي المركزي وقسطرة 7 Fr في الوريد الفخذي الأيمن للإنعاش.
    4. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 7 Fr في الشريان العضدي الأيمن.
    5. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 7 Fr في الشريان الفخذي الأيمن.
    6. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 7 Fr في الشريان الفخذي الأيسر.
    7. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع غمد 5 Fr في الشريان السباتي الأيمن أو الأيسر.
    8. راقب الضغط البعيد إلى بالون انسداد الأوعية الدموية الإنعاش لقسطرة الشريان الأورطي (REBOA) عبر غمد الشريان الفخذي الأيسر.
      1. قم بتوصيل محول ضغط يمكن التخلص منه بالقسطرة الشريانية البعيدة عن بالون REBOA.
    9. راقب الضغط القريب من بالون قسطرة REBOA عبر غمد الشريان السباتي.
      1. قم بتوصيل محول ضغط يمكن التخلص منه بالقسطرة الشريانية القريبة من بالون REBOA.
    10. إجراء بضع البطن خط الوسط عن طريق إجراء شق على طول خط الوسط من البطن ، بدءا من الجزء السفلي من القص وتنتهي في العانة.
    11. مع فتح البطن ، حدد المثانة وقم بإجراء بضع المثانة ، أو قم بعمل شق صغير ، لإدخال طرف قسطرة بولية 20 Fr في المثانة. أغلق بضع المثانة مع وضع القسطرة البولية في مكانها باستخدام خيط محفظة. بعد وضع القسطرة في مكانها ، ثبتها على الجلد بالغرز.
    12. قبل توصيل مخرج القسطرة بكيس جمع البول، أدخل الطرف المخروطي الشكل لجهاز مراقبة PuO2 غير الباضع في مخرج القسطرة.
    13. ضع الأنبوب المفتوح في نهاية شاشة PuO2 الجديدة فوق الموصل المخروطي الشكل على الأنبوب المتصل بكيس جمع البول.
    14. إزالة الطحال للقضاء على النقل التلقائي الناجم عن النزيف.
      1. حدد موقع الطحال. حدد هيلوم الطحال أو الموقع الذي يدخل فيه الشريان الطحال والوريد إلى الطحال. المشبك وعبور كل سفينة.
      2. بعد القطع ، اربط كل وعاء باستخدام عقدة ميلر المعدلة باستخدام خيوط 2-0.
  3. ضع الأداة لقياس المثانة PuO2 وأكسجة الأنسجة.
    1. قياس PuO2 عند مخرج المثانة.
      1. تحديد البالون على القسطرة. أسفل البالون مباشرة ، قم بعمل شق على طول المحور الطويل للقسطرة ، مما يضمن عدم قطع التجويف الذي يتصل بالبالون.
      2. بعد إجراء الشق ، أدخل موصل t يحتوي على مادة الاستشعار في الشق.
      3. استخدم غراء الأنسجة لتثبيت الموصل t في مكانه.
      4. قم بتوصيل كابل الألياف الضوئية من جهاز جمع بيانات المثانة بالموصل الذي يحتوي على مادة الاستشعار.
      5. أنشئ ملفا جديدا على جهاز جمع البيانات ولاحظ فارق التوقيت بين جهاز التجميع المستقل والأجهزة الأخرى المستخدمة في التجربة.
        1. بالنسبة لجهاز جمع البيانات المستخدم في هذه الدراسة: اضغط على السهم الخلفي للوصول إلى القائمة الرئيسية.
        2. انتقل إلى إعدادات القياس وانقر على موافق. استخدم الأسهم لتمييز مربع متصفح القياس واضغط على موافق.
        3. اضغط على السهم الأيمن لإنشاء ملف جديد. اكتب اسم الملف الجديد وحدد تم.
        4. قم بتمييز اسم الملف الجديد وحدد موافق. انتقل إلى شاشة القياس وانقر على موافق لبدء التسجيل.
    2. قياس أكسجة الأنسجة الكلوية النخاعية.
      1. تحديد موقع الكلى داخليا.
      2. حرك الأمعاء بحيث يكون لديك خط واضح من الموقع والوصول إلى الكلية بأكملها.
      3. أدخل المستشعر في قسطرة قياس 2 بوصة 18. اضبط موصل قفل luer على المستشعر بحيث يتعرض طرف المستشعر. قم بإزالة القسطرة ووضعها فوق إبرة قياس 18.
      4. ضع إبرة قياس 18 و 2 في القسطرة في النخاع الكلوي تحت توجيه الموجات فوق الصوتية.
      5. قم بإزالة الإبرة، مع إبقاء القسطرة في مكانها. قم بتمرير مستشعر الأنسجة عبر القسطرة واستخدم قفل luer لتوصيل المستشعر بالقسطرة.
      6. استخدم غراء الأنسجة لتثبيت القسطرة في مكانها.
      7. قم بتوصيل مستشعر الأنسجة بصندوق جمع البيانات.
      8. انتظر لمدة 10 دقائق قبل البدء في البروتوكول التجريبي بعد إعداد الأجهزة والحيوان. وستعتبر هذه فترة خط أساس.
  4. بروتوكول تجريبي
    1. قبل البدء في الإجراء التجريبي ، تأكد من أن متوسط الضغط الشرياني (MAP) هو ≥65 مم زئبق. إذا كان MAP أقل من العتبة ، فقم بإعطاء ما يصل إلى 5 مل / كجم من محلول بلوري متساوي التوتر. إذا ظل MAP أقل من 65 مم زئبق ، فقم بحقن النورإبينفرين (0.02 ميكروغرام / كجم / دقيقة) حتى يتم تحقيق MAP المستهدف.
    2. إحداث صدمة نزفية.
      1. قم بإزالة 25٪ (يقدر ب 60 مل / كجم) من حجم الدم المقدر للحيوان من خلال غمد الشريان العضدي الأيمن على مدى 30 دقيقة في أكياس جمع الدم السيترات المهتاجة بلطف. ضع علامة على بداية إزالة الدم ك t = 0 دقيقة.
      2. يخزن الدم المنزوع في حمام ماء دافئ على حرارة 37 درجة مئوية.
      3. ثم قم بإجراء التوزيع العشوائي لتعيين الحيوانات إما إلى REBOA بالدم الكامل أو REBOA مع مجموعة البلورات (n = 6 لكل مجموعة).
    3. ضع قسطرة REBOA.
      1. أدخل قسطرة 7 Fr REBOA في غمد الشريان الفخذي الأيمن. ضع بالون القسطرة على الفور أعلى من الحجاب الحاجز وتأكد من الموقع باستخدام التنظير الفلوري.
      2. عند t = 30 دقيقة ، قم بنفخ بالون REBOA وأغلق الشريان الأورطي تماما لمدة 45 دقيقة.
    4. بدء الإنعاش وإدارة الرعاية الحرجة.
      1. عند t = 70 دقيقة ، قم بنقل كل بدمه المسفوك على مدار 15 دقيقة.
      2. ينقع الكالسيوم في الوريد لمدة تزيد عن 10 دقائق لمنع نقص كلس الدم الناجم عن السيترات.
      3. عند t = 75 دقيقة ، قم بتفريغ بالون REBOA على مدار 10 دقائق.
      4. حتى t = 360 دقيقة ، قم بإنعاش الحيوان بالسوائل والنورادرينالين للحفاظ على MAP > 65 مم زئبق.
  5. نهاية التجربة والقتل الرحيم
    1. اجمع أي عينات متبقية من الدم أو البول.
    2. القتل الرحيم للحيوان عن طريق حقن مزيج من بنتوباربيتال الصوديوم (390 ملغ) والفينيتوين الصوديوم (50 ملغ) (1 مل / 10 رطل).

3. معالجة البيانات

  1. مزامنة الوقت لجميع ملفات البيانات.
    1. استنادا إلى الأوقات التي تمت ملاحظتها على كل جهاز بالنسبة لبعضها البعض وبداية التجربة، قم بمحاذاة جميع ملفات البيانات بحيث يشير t = 0 إلى بداية التجربة.
  2. قم بإزالة أي نقاط بيانات مرتبطة بعلامات الخطأ من مستشعر التدفق.
    ملاحظة: أنواع الأخطاء هي معدل التدفق العالي والهواء في الخط. يشير خطأ معدل التدفق العالي إلى أن معدل التدفق تجاوز حد إخراج المستشعر. يتم رفع علامة خطأ Air-in-Line عندما يكتشف المستشعر الهواء في قناة التدفق.
  3. تجاهل البيانات المرتبطة بالتدفق السلبي.
    1. بمجرد أن يصبح التدفق سالبا ، تتبع مستوى الصوت الذي يتدفق عبر المستشعر في الاتجاه الخلفي.
    2. بعد أن يصبح التدفق موجبا ، تتبع الحجم وقارنه بحجم التدفق السلبي لتضمين القياسات من البول المفرغ مؤخرا فقط.

النتائج

يوضح الشكل 1 صورة لشاشة PuO2 غير الغازية الموصوفة في هذه المخطوطة. يوضح الشكل 2 مخططا لقياسات MAP وقياسات PuO2 غير الغازية في موضوع واحد أثناء تجربة مشابهة لنموذج نزيف الخنازير الموصوف. في بداية التجربة ، عندما بدأ النزف ، كان هناك انخفاض في MAP و PuO2

Discussion

AKI هو أحد المضاعفات الشائعة في المرضى الذين يعانون من الصدمات ، وحاليا ، لا يوجد جهاز مراقبة بجانب السرير تم التحقق من صحته لأكسجة أنسجة الكلى ، مما قد يتيح اكتشاف AKI المبكر وتوجيه التدخلات المحتملة. تصف هذه المخطوطة استخدام وأدوات نموذج صدمة نزفية خنزفية للخنازير لإنشاء PuO2 غير الباض...

Disclosures

N. Silverton و K. Kuck و L. Lofgren هم مخترعون لبراءة اختراع وطلب براءة اختراع يحيط بالشاشة غير الغازية المستخدمة في هذه الدراسة. هذا النموذج الأولي قيد التطوير للنظر التجاري من قبل N. Silverton و K. Kuck ، ولكن حتى الآن ، لم يحدث أي نشاط تجاري. يعلن المؤلفون الآخرون عدم وجود مصالح متنافسة. تقع مسؤولية تفسير هذه البيانات والإبلاغ عنها على عاتق المؤلفين وحدهم.

Acknowledgements

يتم تمويل العمل في هذه المنحة من قبل معهد العلوم السريرية والانتقالية بجامعة يوتا من خلال البرنامج التجريبي للدراسات الانتقالية والسريرية ومكتب وزارة الدفاع لبرامج البحوث الطبية الموجهة من الكونغرس (PR192745).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1/8" PVC tubingQosinaSKU: T4307Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubingQosinaSKU: T4310Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing QosinaSKU: T2204Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bitDewaltN/AFor building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible GlueMasterbondEP30MEDPart of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensorPresensDP-PSt3Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement devicePresensFibox 4Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrubVetoneN/AFor scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lockQosinaSKU: 51500Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tubeVetone600508For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium)Vetone11168For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistorNovamed10-1610-040Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming systemHotDogV106For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement deviceOptronixN/AOxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensorOptronixNX-BF/OT/EOxygen/Temperature bare-fibre sensor
IsofluraneVetone501017To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solutionHenrySchein1537930 or 1534612Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensorSensirionLD20-2600BPart of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connectorQosinaSKU: 11549Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connectorQosinaSKU: 20024Part of noninvasive PuO2 monitor
NorepinephrineHenryScheinAIN00610Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement devicePresensEOM-O2-miniElectro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap QosinaSKU: 65418Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stickPresensSST-PSt3-YOPPart of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platformAD InstrumentsN/AFor data collection
REBOA catheterCertus Critical CareN/AUsed in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr)Boston ScientificC1894for intravascular access
SutureEthiconC013DFor securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locksQosinaSKU: 88214Part of noninvasive PuO2 monitor

References

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

188

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved