Monitorización no invasiva e invasiva de la hipoxia renal en un modelo porcino de shock hemorrágico

Resumen

Aquí se presenta un protocolo para medir la oxigenación renal en la médula y la presión parcial de oxígeno en orina no invasiva en un modelo porcino de shock hemorrágico para establecer la presión parcial de oxígeno en orina como un indicador temprano de lesión renal aguda (LRA) y un nuevo criterio de valoración de reanimación.

Resumen

Hasta el 50% de los pacientes con traumatismo desarrollan lesión renal aguda (LRA), en parte debido a una mala perfusión renal después de una pérdida grave de sangre. Actualmente, la LRA se diagnostica en función de un cambio en la concentración de creatinina sérica desde el inicio o períodos prolongados de disminución de la producción de orina. Desafortunadamente, los datos basales de concentración de creatinina sérica no están disponibles en la mayoría de los pacientes con trauma, y los métodos de estimación actuales son inexactos. Además, la concentración de creatinina sérica puede no cambiar hasta 24-48 h después de la lesión. Por último, la oliguria debe persistir durante un mínimo de 6 h para diagnosticar la LRA, por lo que no es práctica para el diagnóstico temprano. Los enfoques diagnósticos de LRA disponibles hoy en día no son útiles para predecir el riesgo durante la reanimación de pacientes con trauma. Los estudios sugieren que la presión urinaria parcial de oxígeno (_PuO2) puede ser útil para evaluar la hipoxia renal. Se desarrolló un monitor que conecta el catéter urinario y la bolsa de recolección de orina para medir_PuO2 de forma no invasiva. El dispositivo incorpora un sensor óptico de oxígeno que estima_PuO2 basado en principios de extinción de luminiscencia. Además, el dispositivo mide el flujo urinario y la temperatura, esta última para ajustar los efectos de confusión de los cambios de temperatura. El flujo urinario se mide para compensar los efectos de la entrada de oxígeno durante los períodos de bajo flujo de orina. Este artículo describe un modelo porcino de shock hemorrágico para estudiar la relación entre el PuO₂ no invasivo, la hipoxia renal y el desarrollo de LRA. Un elemento clave del modelo es la colocación quirúrgica guiada por ultrasonido en la médula renal de una sonda de oxígeno, que se basa en una microfibra óptica sin vaina. PuO 2 también se medirá en la vejiga y se comparará con el riñón y las mediciones no invasivas de PuO₂. Este modelo se puede utilizar para probar PuO 2 como un marcador temprano de LRA y evaluar PuO₂ como un punto final de reanimación después de una hemorragia que es indicativo de oxigenación de órganos terminales en lugar de sistémica.

Introducción

La lesión renal aguda (LRA) afecta hasta al 50% de los pacientes con traumatismo ingresados en la unidad de cuidados intensivos¹. Los pacientes que desarrollan LRA tienden a tener estancias hospitalarias y de cuidados intensivos más largas y un riesgo de mortalidad tres veces mayor ^2,3,4. Actualmente, la LRA se define más comúnmente en las guías Kidney Disease Improving Global Outcomes (KDIGO), que se basan en cambios en la concentración de creatinina sérica desde el inicio o períodos de oliguria prolongada⁵. Los datos basales de concentración de creatinina no están disponibles en la mayoría de los pacientes con trauma, y las ecuaciones de estimación no son fiables y no han sido validadas en pacientes con traumatismo⁶. Además, la concentración de creatinina sérica puede no cambiar hasta al menos 24 h después de la lesión, lo que impide la identificación temprana y la intervención⁷. Si bien la investigación sugiere que la diuresis es un indicador más temprano de LRA que la concentración de creatinina sérica, los criterios KDIGO requieren un mínimo de 6 h de oliguria, lo que excluye las intervenciones dirigidas a la prevención de lesiones⁸. También se debaten el umbral óptimo de diuresis por hora y la duración adecuada de la oliguria para definir la LRA, lo que limita su efectividad como marcador precoz de la enfermedad ^9,10. Por lo tanto, las medidas diagnósticas actuales para la LRA no son útiles en ámbitos de trauma, conducen a un diagnóstico tardío de LRA y no proporcionan información en tiempo real sobre el estado de riesgo de un paciente para desarrollar LRA.

Si bien el desarrollo de LRA en un contexto traumático es complejo y probablemente asociado con varias causas, como una mala perfusión renal debido a hipovolemia, reducción del flujo sanguíneo renal debido a vasoconstricción, inflamación relacionada con el trauma o lesión por isquemia-reperfusión, la hipoxia renal es un factor común entre la mayoría de las formas de LRA^11,12. En particular, la región medular del riñón es altamente susceptible a un desequilibrio entre la demanda y el suministro de oxígeno en el entorno de trauma debido a la reducción del suministro de oxígeno y la alta actividad metabólica asociada con la reabsorción de sodio. Por lo tanto, si fuera posible medir la oxigenación del bulbo renal, puede ser posible controlar el estado de riesgo de un paciente para desarrollar IRA. Si bien esto no es clínicamente factible, la presión parcial urinaria de oxígeno (PuO₂) en la salida del riñón se correlaciona fuertemente con la oxigenación del tejido medular^13,14. Otros estudios han demostrado que es posible medir el_PuO2 vesical y que cambia en respuesta a estímulos que alteran el oxígeno medular y los niveles de PuO₂ en la pelvis renal, como una disminución del flujo sanguíneo renal^15,16,17. Estos estudios indican que el PuO₂ puede indicar perfusión de órganos terminales y podría ser útil para monitorizar el impacto de las intervenciones en ámbitos de traumatismo sobre la función renal.

Para monitorear PuO 2 de forma no invasiva, se desarrolló un monitor de PuO₂ no invasivo que puede conectarse fácilmente al extremo de un catéter urinario fuera del cuerpo. El monitor no invasivo PuO₂ consta de tres componentes principales: un sensor de temperatura, un sensor de oxígeno de extinción de luminiscencia y un sensor de flujo térmico. Dado que cada sensor de oxígeno se basa ópticamente y se basa en la relación Stern-Volmer para cuantificar la relación entre la luminiscencia y la concentración de oxígeno, es necesario un sensor de temperatura para compensar cualquier posible efecto de confusión de los cambios de temperatura. El sensor de flujo es importante para cuantificar la producción de orina y para determinar la dirección y magnitud del flujo de orina. Los tres componentes están conectados por una combinación de conectores luer lock macho, hembra y en forma de t y tubos flexibles de cloruro de polivinilo (PVC). El extremo con el conector cónico se conecta a la salida del catéter urinario, y el extremo con tubo sobre el conector cónico conecta los portaobjetos sobre el conector en la bolsa de recolección de orina.

A pesar de medir distalmente a la vejiga, un estudio reciente mostró que el bajo nivel de PuO₂ urinario durante la cirugía cardíaca se asocia con un mayor riesgo de desarrollar LRA^18,19. Del mismo modo, los modelos animales actuales se han centrado principalmente en la detección precoz de LRA durante la cirugía cardíaca y la sepsis 14,20,21,22. Por lo tanto, quedan preguntas sobre el uso de este novedoso dispositivo en entornos de trauma. El objetivo de esta investigación es establecer la_PuO2 como un marcador temprano de LRA e investigar su uso como criterio de valoración de reanimación en pacientes con trauma. Este manuscrito describe un modelo porcino de shock hemorrágico que incluye la colocación del monitor no invasivo de_PuO2, un sensor de PuO₂ de vejiga y un sensor de oxígeno tisular en la médula renal. Los datos del monitor no invasivo se compararán con el PuO₂ vesical y las mediciones invasivas de oxígeno tisular. El monitor no invasivo también incluye un sensor de flujo que será útil para comprender la relación entre la tasa de flujo de orina y la entrada de oxígeno, lo que reduce la capacidad de inferir la oxigenación del tejido medular renal a partir de PuO₂ no invasivo a medida que la orina atraviesa el tracto urinario. Además, los datos de los tres sensores de oxígeno se compararán con los signos vitales sistémicos, como la presión arterial media. La hipótesis central es que los datos no invasivos de PuO₂ se correlacionarán fuertemente con el contenido de oxígeno medular invasivo y reflejarán hipoxia medular durante la reanimación. La monitorización no invasiva de PuO₂ tiene el potencial de mejorar los resultados relacionados con el trauma al identificar la LRA antes y servir como un nuevo criterio de valoración de reanimación después de la hemorragia que es indicativo de oxigenación sistémica en lugar de órgano terminal.

Protocolo

El Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Utah aprobó todos los protocolos experimentales descritos aquí. Antes del experimento, un total de 12 cerdos de Yorkshire machos castrados o hembras no embarazadas que pesaban entre 50 y 75 kg y entre 6 y 8 meses de edad se aclimataron en sus recintos durante al menos 7 días. Durante este período, todos los cuidados son dirigidos por un veterinario y de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y las Regulaciones y Normas de la Ley de Bienestar Animal. Los animales son ayunados durante la noche antes de la inducción de la anestesia, pero se les permite el libre acceso al agua.

1. Montaje del sensor

1. Corte una pieza de 6 cm de 3/8 en tubos de elastómero termoplástico (TPE), piezas de 25 mm de 1/8 de pulgada y 3/16 en tubos de PVC, y piezas de 31 mm de 1/8 de pulgada y 3/16 en tubos de PVC.
2. Perfore un orificio en la parte superior de la tapa sin ventilación para que se ajuste a la punta expuesta de la sonda de temperatura; Comience con una broca de 3/32 pulgadas, luego use una broca de 1/8 de pulgada.
3. Utilice una broca de 5/32 pulgadas para perforar la parte superior del conector T para que se ajuste al sensor de oxígeno.
4. Deslice la pieza más corta del tubo de PVC de 1/8 sobre el lado de entrada del sensor de flujo. Deslice la pieza más larga de 1/8 de pulgada de tubo de PVC sobre el lado de salida (según lo designado por la flecha en el sensor de flujo) del sensor de flujo. Deslice los 3/16 más cortos y más largos en piezas de tubería de PVC sobre las longitudes correspondientes de la tubería de PVC de 1/8. Inserte el extremo de púas del conector de bloqueo luer macho en el extremo abierto del tubo de PVC de 1/8.
   NOTA: Si es necesario, use una pistola de calor para calentar el tubo antes de deslizarse sobre accesorios de púas. También es posible usar alcohol isopropílico para lubricar el extremo de púas para facilitar el deslizamiento del tubo sobre el conector de púas.
5. Mezclar el pegamento biocompatible.
6. Exponga la punta de la sonda de temperatura quitando cualquier revestimiento o tubo protector. Llene el interior del tubo del termistor con pegamento biocompatible, pero no cubra la punta expuesta.
7. Ensamble las piezas como se muestra en la figura 1. Use el pegamento para asegurar cada conexión de bloqueo luer, al insertar el termistor en la tapa sin ventilación, y antes de deslizar el tubo 3/8 in TPE sobre el extremo de púas.
8. Antes de la esterilización, asegúrese de que la tapa azul de la barra de oxígeno no esté demasiado torcida, o será difícil de deshacer después de la esterilización.
   NOTA: En la Figura 1 se muestra una imagen de un dispositivo ensamblado como referencia. Para este experimento, el cable de fibra óptica se conectó a un módulo electroóptico que contiene software diseñado para trabajar con los sensores de oxígeno específicos utilizados en el dispositivo. Cualquier sensor de oxígeno basado en enfriamiento de luminiscencia y dispositivo de recopilación de datos compatible funcionará. Además, se diseñaron un módulo personalizado y una placa de circuito impreso para conectar el sensor de flujo y la sonda de temperatura. Se utilizó un software personalizado para recopilar y mostrar datos en tiempo real.

2. Procedimiento experimental

1. Inducción de anestesia y monitorización.
   1. Sedar al animal con una inyección intramuscular combinada de ketamina (2,2 mg/kg) y xilazina (2,2 mg/kg) y telazol (4,4 mg/kg).
   2. Dependiendo del tamaño del animal, coloque un tubo endotraqueal con manguito del tamaño adecuado (muy probablemente entre 7 mm y 8 mm) con la ayuda de un laringoscopio.
   3. Aplique lubricante para los ojos en ambos ojos.
   4. Después de la inducción, ventilar mecánicamente al animal con el mantenimiento de la anestesia con isoflurano gaseoso al 1,5% -3,0% mezclado en oxígeno. Ajuste la fracción de oxígeno inspirado entre 40% -100%, la presión positiva al final de la espiración a 4 cm H 2O, el volumen corriente a 6-8 ml / kg, y ajuste la frecuencia respiratoria y el volumen corriente para mantener el CO₂ al final de la espiración de 35-45 mmHg.
   5. Monitoree y confirme la profundidad adecuada de la anestesia evaluando el tono de la mandíbula, el reflejo palpebral aproximadamente cada 15 minutos y la ausencia de movimiento espontáneo durante todo el experimento. Además, monitoree los parámetros clínicos de perfusión tisular (color de la membrana mucosa, tiempo de llenado capilar, frecuencia cardíaca), oximetría de pulso,_CO2 espiratorio final, temperatura corporal central y electrocardiograma.
   6. Coloque al animal en reclinación dorsal sobre una manta caliente y asegure cada pata a la mesa.
   7. El protocolo es un procedimiento de no supervivencia con eutanasia del animal al final del experimento, como se describe en la sección 5.
2. Prepara al animal para el experimento.
   1. Prepare todos los sitios de punción (que se enumeran en los pasos 2.2.3-2.2.7) frotando la piel con tres exfoliantes alternados de clorhexidina seguidos de alcohol. Después del tercer exfoliante, aplique clorhexidina y deje que se seque por completo, luego cubra el sitio quirúrgico de manera estéril.
   2. Infiltrar localmente todos los sitios de punción e incisión con lidocaína al 2% para el alivio del dolor local.
   3. Usando la guía de ultrasonido y la técnica de Seldinger, coloque un catéter de 9 Fr en la vena yugular externa derecha para la infusión de medicamentos y la monitorización de la presión venosa central y un catéter de 7 Fr en la vena femoral derecha para la reanimación.
   4. Bajo guía ecográfica, coloque una vaina de 7 Fr en la arteria braquial derecha.
   5. Bajo guía ecográfica, coloque una vaina de 7 Fr en la arteria femoral derecha.
   6. Bajo guía ecográfica, coloque una vaina de 7 Fr en la arteria femoral izquierda.
   7. Bajo la guía de ultrasonido, coloque una vaina de 5 Fr en la arteria carótida derecha o izquierda.
   8. Controle la presión distal al balón de la oclusión endovascular reanimativa del catéter de aorta (REBOA) a través de la vaina de la arteria femoral izquierda.
      1. Conecte un transductor de presión desechable al catéter arterial que es distal al balón REBOA.
   9. Controle la presión proximal al balón del catéter REBOA a través de la vaina de la arteria carótida.
      1. Conecte un transductor de presión desechable al catéter arterial que es proximal al balón REBOA.
   10. Realice una laparotomía de línea media haciendo una incisión a lo largo de la línea media del abdomen, comenzando en la parte inferior del esternón y terminando en el pubis.
   11. Con el abdomen abierto, identifique la vejiga y realice una cistotomía, o haga una pequeña incisión, para insertar la punta de un catéter urinario de 20 Fr en la vejiga. Cierre la cistotomía con el catéter urinario en su lugar usando una sutura de cuerda de bolsa. Después de colocar el catéter, asegúrelo a la piel con suturas.
   12. Antes de conectar la salida del catéter a la bolsa de recolección urinaria, inserte el extremo en forma de cono del monitor no invasivo de PuO₂ en la salida del catéter.
   13. Coloque el tubo abierto en el extremo del novedoso monitor PuO₂ sobre el conector en forma de cono en el tubo que está conectado a la bolsa de recolección de orina.
   14. Extirpar el bazo para eliminar la autotransfusión inducida por hemorragia.
       1. Localiza el bazo. Identificar el hilio del bazo o el sitio donde la arteria esplénica y la vena entran en el bazo. Sujete y transecte cada vaso.
       2. Después de la transección, ligar cada vaso usando nudos Miller modificados usando suturas 2-0.
3. Coloque el instrumento para medir el PuO₂ de la vejiga y la oxigenación de los tejidos.
   1. Mida el_PuO2 a la salida de la vejiga.
      1. Identifique el balón en el catéter. Justo debajo del balón haga una incisión a lo largo del eje largo del catéter, asegurándose de que no corte la luz que se conecta al balón.
      2. Después de hacer la incisión, inserte un conector en T que contenga el material de detección en la incisión.
      3. Use pegamento de tejido para asegurar el conector en T en su lugar.
      4. Conecte el cable de fibra óptica del dispositivo de recolección de datos de la vejiga al conector que contiene el material de detección.
      5. Cree un nuevo archivo en el dispositivo de recopilación de datos y anote la diferencia de tiempo entre el dispositivo de recopilación independiente y otros dispositivos utilizados en el experimento.
         1. Para el dispositivo de recolección de datos utilizado en este estudio: presione la flecha hacia atrás para llegar al menú principal.
         2. Vaya a la configuración de medición y haga clic en Aceptar. Utilice las flechas para resaltar el cuadro del navegador de medición y pulse Aceptar.
         3. Presione la flecha derecha para crear un nuevo archivo. Escriba el nombre del nuevo archivo y seleccione Listo.
         4. Resalte el nuevo nombre de archivo y seleccione Aceptar. Navegue hasta la pantalla de medición y haga clic en Aceptar para comenzar a grabar.
   2. Medir la oxigenación del tejido renal medular.
      1. Identificar la ubicación del riñón internamente.
      2. Mueva el intestino para que tenga una línea clara de sitio y acceso a todo el riñón.
      3. Inserte el sensor en un catéter calibre 2" 18. Ajuste el conector luer lock del sensor para que la punta del sensor quede expuesta. Retire el catéter y colóquelo sobre una aguja de calibre 18.
      4. Coloque la aguja de calibre 18 y el catéter 2 en la médula renal bajo guía ecográfica.
      5. Retire la aguja, manteniendo el catéter en su lugar. Pase el sensor de tejido a través del catéter y use el bloqueo luer para conectar el sensor al catéter.
      6. Use pegamento de tejido para asegurar el catéter en su lugar.
      7. Conecte el sensor de tejido a la caja de recopilación de datos.
      8. Espere 10 minutos antes de comenzar el protocolo experimental después de preparar la instrumentación y el animal. Esto se considerará un período de referencia.
4. Protocolo experimental
   1. Antes de comenzar el procedimiento experimental, asegúrese de que la presión arterial media (PAM) sea de ≥65 mmHg. Si la PAM está por debajo del umbral, dar hasta dos bolos de 5 ml/kg de solución cristaloide isotónica. Si la PAM permanece por debajo de 65 mmHg, infundir norepinefrina (0,02 μg/kg/min) hasta que se alcance la PAM objetivo.
   2. Inducir shock hemorrágico.
      1. Retire el 25% (estimado en 60 ml / kg) del volumen de sangre estimado del animal a través de la vaina de la arteria braquial derecha durante 30 minutos en bolsas de recolección de sangre citrada suavemente agitadas. Marque el comienzo de la extracción de sangre como t = 0 min.
      2. Guarde la sangre extraída en un baño de agua tibia a 37 °C.
      3. Luego realice la aleatorización para asignar animales al grupo REBOA con sangre total o REBOA con cristaloides (n = 6 para cada grupo).
   3. Coloque el catéter REBOA.
      1. Inserte un catéter REBOA de 7 Fr en la vaina de la arteria femoral derecha. Coloque el balón del catéter inmediatamente superior al diafragma y confirme la ubicación mediante fluoroscopia.
      2. A t = 30 min, infle el balón REBOA y ocluya completamente la aorta durante 45 min.
   4. Iniciar la reanimación y administrar cuidados críticos.
      1. A t = 70 min, transfundir cada animal con su sangre derramada durante 15 min.
      2. Infundir calcio intravenoso durante 10 minutos para prevenir la hipocalcemia inducida por citrato.
      3. A t = 75 min, desinfla el globo REBOA durante 10 min.
      4. Hasta t = 360 min, resucitar al animal con líquidos y norepinefrina para mantener una PAM > 65 mmHg.
5. Fin del experimento y eutanasia
   1. Recoja cualquier resto de muestras de sangre u orina.
   2. Eutanasia al animal inyectando una combinación de pentobarbital sódico (390 mg) y fenitoína sódica (50 mg) (1 ml / 10 libras).

3. Tratamiento de datos

1. Sincronización de tiempo de todos los archivos de datos.
   1. En función de los tiempos que se anotaron en cada dispositivo en relación entre sí y el inicio del experimento, alinee todos los archivos de datos de modo que t = 0 indique el inicio del experimento.
2. Elimine todos los puntos de datos asociados con indicadores de error del sensor de flujo.
   NOTA: Los tipos de error son Caudal alto y Aire en línea. El error High Flow Rate indica que el caudal superó el límite de salida del sensor. El indicador de error Air-in-Line se activa cuando el sensor detecta aire en el canal de flujo.
3. Descarte los datos asociados con el flujo negativo.
   1. Una vez que el flujo se vuelve negativo, rastree el volumen que fluye más allá del sensor en la dirección hacia atrás.
   2. Después de que el flujo se vuelva positivo, realice un seguimiento del volumen y compárelo con el volumen del flujo negativo para incluir solo mediciones de orina evacuada recientemente.

Resultados

La Figura 1 muestra una imagen del monitor no invasivo de_PuO2 descrito en este manuscrito. La Figura 2 muestra un gráfico de MAP y mediciones no invasivas de_PuO2 en un solo sujeto durante un experimento similar al modelo de hemorragia porcina descrito. Al inicio del experimento, cuando se inició la hemorragia, hubo una caída en MAP y PuO₂. Después de la disminución inicial de PuO₂ , aumentó gradualmente hasta que...

Discusión

La LRA es una complicación común en pacientes con traumatismo y, actualmente, no existe un monitor de cabecera validado para la oxigenación del tejido renal, lo que podría permitir la detección temprana de LRA y guiar posibles intervenciones. Este manuscrito describe el uso y la instrumentación de un modelo de shock hemorrágico porcino para establecer el PuO₂ no invasivo como un indicador temprano de LRA y un nuevo punto final de reanimación en entornos de trauma.

Una de las...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1/8" PVC tubing	Qosina	SKU: T4307	Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubing	Qosina	SKU: T4310	Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing	Qosina	SKU: T2204	Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bit	Dewalt	N/A	For building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible Glue	Masterbond	EP30MED	Part of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensor	Presens	DP-PSt3	Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement device	Presens	Fibox 4	Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrub	Vetone	N/A	For scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lock	Qosina	SKU: 51500	Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tube	Vetone	600508	For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium)	Vetone	11168	For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistor	Novamed	10-1610-040	Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming system	HotDog	V106	For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement device	Optronix	N/A	OxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensor	Optronix	NX-BF/OT/E	Oxygen/Temperature bare-fibre sensor
Isoflurane	Vetone	501017	To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solution	HenrySchein	1537930 or 1534612	Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensor	Sensirion	LD20-2600B	Part of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connector	Qosina	SKU: 11549	Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connector	Qosina	SKU: 20024	Part of noninvasive PuO2 monitor
Norepinephrine	HenrySchein	AIN00610	Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement device	Presens	EOM-O2-mini	Electro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap	Qosina	SKU: 65418	Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stick	Presens	SST-PSt3-YOP	Part of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platform	AD Instruments	N/A	For data collection
REBOA catheter	Certus Critical Care	N/A	Used in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr)	Boston Scientific	C1894	for intravascular access
Suture	Ethicon	C013D	For securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locks	Qosina	SKU: 88214	Part of noninvasive PuO2 monitor