АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Здесь представлен протокол для измерения оксигенации почек в мозговом веществе и неинвазивного парциального давления кислорода в моче в модели свиней с геморрагическим шоком для установления парциального давления кислорода в моче в качестве раннего индикатора острого повреждения почек (ОПП) и новой реанимационной конечной точки.

Аннотация

У 50% пациентов с травмой развивается острое повреждение почек (ОПП), отчасти из-за плохой почечной перфузии после тяжелой кровопотери. В настоящее время ОПП диагностируется на основании изменения концентрации креатинина в сыворотке крови по сравнению с исходным уровнем или длительных периодов снижения диуреза. К сожалению, исходные данные о концентрации креатинина в сыворотке крови недоступны у большинства пациентов с травмой, а современные методы оценки неточны. Кроме того, концентрация креатинина в сыворотке крови может не изменяться до 24-48 ч после травмы. Наконец, олигурия должна сохраняться в течение как минимум 6 часов для диагностики ОПП, что делает ее непрактичной для ранней диагностики. Доступные сегодня подходы к диагностике ОПП бесполезны для прогнозирования риска во время реанимации пациентов с травмой. Исследования показывают, что парциальное давление кислорода в моче (PuO2) может быть полезно для оценки почечной гипоксии. Монитор, соединяющий мочевой катетер и мешок для сбора мочи, был разработан для неинвазивного измеренияPuO2. Устройство включает в себя оптический датчик кислорода, который оцениваетPuO2 на основе принципов гашения люминесценции. Кроме того, прибор измеряет поток мочи и температуру, причем последняя корректируется с учетом смешанных эффектов изменений температуры. Мочевой поток измеряется для компенсации эффектов проникновения кислорода в периоды низкого потока мочи. В данной статье описывается свиная модель геморрагического шока для изучения взаимосвязи между неинвазивнымPuO2, почковой гипоксией и развитием ОПП. Ключевым элементом модели является хирургическое размещение в мозговом веществе почки под контролем ультразвука кислородного зонда, который основан на непокрытом оптическом микроволокне. PuO2 также будет измеряться в мочевом пузыре и сравниваться с почечными и неинвазивными измерениямиPuO2. Эта модель может быть использована для тестирования PuO 2 в качестве раннего маркера ОПП и оценки PuO2 как реанимационной конечной точки после кровоизлияния, которая указывает на орган-мишень, а не на системную оксигенацию.

Введение

Острым повреждением почек (ОПП) страдают до 50% пациентов с травмой, поступающих в отделение интенсивной терапии1. Пациенты, у которых развивается ОПП, как правило, имеют более длительную продолжительность пребывания в больнице и отделении интенсивной терапии и в три раза больший риск смертности 2,3,4. В настоящее время ОПП чаще всего определяется рекомендациями по улучшению глобальных исходов заболеваний почек (KDIGO), которые основаны на изменениях концентрации креатинина в сыворотке крови по сравнению с исходным уровнем или периодами длительной олигурии5. Исходные данные о концентрации креатинина недоступны у большинства пациентов с травмой, а уравнения оценки ненадежны и не были подтверждены у пациентов с травмой6. Кроме того, концентрация креатинина в сыворотке крови может не изменяться по крайней мере через 24 часа после травмы, что исключает раннее выявление и вмешательство7. Хотя исследования показывают, что диурез является более ранним показателем ОПП, чем концентрация креатинина в сыворотке, критерии KDIGO требуют как минимум 6 часов олигурии, что исключает вмешательства, направленные на профилактику травм8. Также обсуждается оптимальный почасовой порог диуреза и соответствующая продолжительность олигурии для определения ОПП, что ограничивает его эффективность в качестве раннего маркера заболевания 9,10. Таким образом, современные диагностические меры для ОПП бесполезны в условиях травматологии, приводят к отсроченной диагностике ОПП и не предоставляют информацию в режиме реального времени о статусе риска развития ОПП у пациента.

В то время как развитие ОПП в условиях травмы является сложным и, вероятно, связано с несколькими причинами, такими как плохая почечная перфузия из-за гиповолемии, снижение почечного кровотока из-за вазоконстрикции, воспаление, связанное с травмой, или ишемия-реперфузионное повреждение, почечная гипоксия является распространенным фактором среди большинства форм ОПП11,12. В частности, область мозгового вещества почки очень подвержена дисбалансу между потребностью и предложением кислорода в условиях травмы из-за снижения доставки кислорода и высокой метаболической активности, связанной с реабсорбцией натрия. Таким образом, если бы можно было измерить оксигенацию мозгового вещества в почках, можно было бы контролировать состояние риска развития ОПП у пациента. Хотя это клинически неосуществимо, парциальное давление кислорода в моче (PuO2) на выходе из почки сильно коррелирует с оксигенацией медуллярной ткани13,14. Другие исследования показали, что можно измерить PuO 2 в мочевом пузыре и что он изменяется в ответ на стимулы, которые изменяют уровни медуллярного кислорода и PuO2 в почечной лоханке, такие как снижение почечного кровотока15,16,17. Эти исследования показывают, чтоPuO2 может указывать на перфузию органов-мишеней и может быть полезен для мониторинга влияния вмешательств в травматологических условиях на функцию почек.

Для неинвазивного мониторинга PuO2 был разработан неинвазивный монитор PuO2 , который может легко подключаться к концу мочевого катетера вне тела. Неинвазивный монитор PuO2 состоит из трех основных компонентов: датчика температуры, датчика люминесцентного гашения кислорода и датчика потока на тепловой основе. Поскольку каждый датчик кислорода имеет оптическую основу и опирается на соотношения Штерна-Фольмера для количественной оценки взаимосвязи между люминесценцией и концентрацией кислорода, датчик температуры необходим для компенсации любых потенциальных смешанных эффектов изменений температуры. Датчик потока важен для количественной оценки диуреза и определения направления и величины потока мочи. Все три компонента соединены комбинацией штекерных, гнездовых и Т-образных соединителей замка Луера и гибких трубок из поливинилхлорида (ПВХ). Конец с коническим соединителем соединяется с выходным отверстием мочевого катетера, а конец с трубкой над коническим соединителем соединяет направляющие через разъем на мешке для сбора мочи.

Несмотря на измерение дистально по отношению к мочевому пузырю, недавнее исследование показало, что низкий уровеньPuO2 в моче во время операции на сердце связан с повышенным риском развития ОПП18,19. Точно так же современные модели на животных в первую очередь сосредоточены на раннем выявлении ОПП во время кардиохирургии и сепсиса 14,20,21,22. Таким образом, остаются вопросы об использовании этого нового устройства в условиях травмы. Целью данного исследования является установлениеPuO2 в качестве раннего маркера ОПП и изучение его использования в качестве реанимационной конечной точки у пациентов с травмой. В этой рукописи описывается свиная модель геморрагического шока, которая включает размещение неинвазивного монитораPuO2, датчика PuO2 мочевого пузыря и тканевого датчика кислорода в мозговом веществе почки. Данные неинвазивного монитора будут сравниваться с измерениямиPuO2 мочевого пузыря и инвазивного кислорода в тканях. Неинвазивный монитор также включает в себя датчик потока, который будет полезен для понимания взаимосвязи между скоростью потока мочи и проникновением кислорода, что снижает способность делать выводы о насыщении кислородом медуллярной ткани почек из неинвазивного PuO2 при прохождении мочи через мочевыводящие пути. Кроме того, данные с трех датчиков кислорода будут сравниваться с системными показателями жизнедеятельности, такими как среднее артериальное давление. Основная гипотеза заключается в том, что неинвазивные данные PuO2 будут сильно коррелировать с инвазивным медуллярным содержанием кислорода и будут отражать медуллярную гипоксию во время реанимации. Неинвазивный мониторингPuO2 может улучшить исходы, связанные с травмой, за счет более раннего выявления ОПП и использования в качестве новой реанимационной конечной точки после кровоизлияния, которая свидетельствует о гениальном органе-мишени, а не о системной оксигенации.

протокол

Институциональный комитет по уходу за животными и их использованию Университета штата Юта одобрил все экспериментальные протоколы, описанные здесь. До эксперимента в общей сложности 12 кастрированных самцов или небеременных самок йоркширских свиней весом 50-75 кг и возрастом от 6 до 8 месяцев были акклиматизированы в своих вольерах не менее 7 дней. В течение этого периода всем уходом руководит ветеринар и в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных и Правилами и стандартами Закона о благополучии животных. Животных голодают в течение ночи перед введением анестезии, но им разрешается свободный доступ к воде.

1. Сборка датчика

  1. Отрежьте 6-сантиметровый кусок 3/8 трубки из термопластичного эластомера (TPE), 25 мм 1/8 дюйма и 3/16 трубки из ПВХ и 31 мм 1/8 дюйма и 3/16 дюйма из ПВХ.
  2. Просверлите отверстие в верхней части невентилируемого колпачка, чтобы оно соответствовало открытому наконечнику датчика температуры; Начните со сверла 3/32 дюйма, затем используйте сверло диаметром 1/8 дюйма.
  3. С помощью сверла диаметром 5/32 дюйма просверлите верхнюю часть Т-образного соединителя, чтобы она соответствовала датчику кислорода.
  4. Наденьте более короткий кусок трубки из ПВХ толщиной 1/8 дюйма на впускную сторону датчика потока. Наденьте более длинный 1/8 дюйма кусок трубки из ПВХ на выходную сторону (как указано стрелкой на самом датчике потока) датчика потока. Сдвиньте более короткие и длинные 3/16 кусков трубки из ПВХ на соответствующие длины трубки из ПВХ на 1/8 дюйма. Вставьте колючий конец штекерного соединителя замка Луера в открытый конец трубки из ПВХ толщиной 1/8 дюйма.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости используйте тепловую пушку для нагрева трубки перед скольжением по колючим фитингам. Также можно использовать изопропиловый спирт для смазки колючего конца, чтобы облегчить скольжение трубки по колючему соединителю.
  5. Смешайте биосовместимый клей.
  6. Обнажив наконечник датчика температуры, сняв защитную оболочку или трубку. Заполните внутреннюю часть трубки термистора биосовместимым клеем, но не закрывайте открытый наконечник.
  7. Соберите детали, как показано на рисунке 1. Используйте клей для закрепления каждого соединения замка Люэра при вставке термистора в невентилируемый колпачок и перед тем, как надеть трубку TPE на 3/8 по колючему концу.
  8. Перед стерилизацией убедитесь, что синий колпачок на кислородной палочке не закручен слишком сильно, иначе его будет трудно расстегнуть после стерилизации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изображение собранного устройства показано на рисунке 1 для справки. Для этого эксперимента оптоволоконный кабель был подключен к электронно-оптическому модулю, содержащему программное обеспечение, предназначенное для работы с конкретными датчиками кислорода, используемыми в устройстве. Подойдет любой датчик кислорода на основе гашения люминесценции и совместимое устройство сбора данных. Кроме того, был разработан специальный модуль и печатная плата для подключения датчика расхода и датчика температуры. Для сбора и отображения данных в режиме реального времени использовалось специальное программное обеспечение.

2. Экспериментальная процедура

  1. Индукция анестезии и мониторинг.
    1. Успокаивают животное комбинированным внутримышечным введением кетамина (2,2 мг/кг), ксилазина (2,2 мг/кг) и телазола (4,4 мг/кг).
    2. В зависимости от размера животного поместите эндотрахеальную трубку соответствующего размера (скорее всего, от 7 мм до 8 мм) с манжетами с помощью ларингоскопа.
    3. Нанесите смазку для глаз на оба глаза.
    4. После индукции механическую вентиляцию животного с поддержанием анестезии 1,5-3,0% газообразного изофлурана, смешанного с кислородом. Установите фракцию вдыхаемого кислорода в пределах 40-100%, положительное давление в конце выдоха на 4 см H 2O, дыхательный объем на 6-8 мл / кг и отрегулируйте частоту дыхания и дыхательный объем для поддержания CO2 в конце выдоха 35-45 мм рт.ст.
    5. Контролируйте и подтверждайте надлежащую глубину анестезии, оценивая тонус челюсти, пальпебральный рефлекс примерно каждые 15 минут и отсутствие спонтанных движений на протяжении всего эксперимента. Кроме того, контролируйте клинические параметры перфузии тканей (цвет слизистой оболочки, время наполнения капилляров, частоту сердечных сокращений), пульсоксиметрию, CO2 в конце выдоха, температуру тела и электрокардиограмму.
    6. Расположите животное в положении лежа на согревающем одеяле и прикрепите каждую ногу к столу.
    7. Протокол представляет собой процедуру невыживания с эвтаназией животного в конце эксперимента, как описано в разделе 5.
  2. Подготовьте животное к эксперименту.
    1. Подготовьте все места проколов (которые перечислены в шагах 2.2.3-2.2.7), очистив кожу тремя чередующимися скрабами хлоргексидина, а затем спиртом. После третьего скраба нанесите хлоргексидин и дайте полностью высохнуть, затем стерильно задрапируйте место операции.
    2. Локально инфильтрируйте все места проколов и разрезов 2% лидокаином для местного обезболивания.
    3. Используя ультразвуковой контроль и технику Сельдингера, поместите катетер 9 Fr в правую наружную яремную вену для инфузии лекарств и мониторинга центрального венозного давления и катетер 7 Fr в правую бедренную вену для реанимации.
    4. Под ультразвуковым контролем поместите оболочку 7 Fr в правую плечевую артерию.
    5. Под ультразвуковым контролем поместите оболочку 7 Fr в правую бедренную артерию.
    6. Под ультразвуковым контролем поместите оболочку 7 Fr в левую бедренную артерию.
    7. Под ультразвуковым контролем поместите оболочку 5 Fr в правую или левую сонную артерию.
    8. Контролируют давление дистальнее баллона реанимационной эндоваскулярной окклюзии катетера аорты (REBOA) через оболочку левой бедренной артерии.
      1. Подключите одноразовый датчик давления к артериальному катетеру, который находится дистальнее баллона REBOA.
    9. Контролируйте давление проксимальнее баллона катетера REBOA через оболочку сонной артерии.
      1. Подсоедините одноразовый датчик давления к артериальному катетеру, который находится проксимальнее баллона REBOA.
    10. Выполните срединную лапаротомию, сделав разрез по средней линии живота, начиная с нижней части грудины и заканчивая лобком.
    11. При открытой брюшной полости определите мочевой пузырь и выполните цистотомию или сделайте небольшой разрез, чтобы вставить кончик мочевого катетера 20 Fr в мочевой пузырь. Закройте цистотомию с помощью мочевого катетера с помощью кисетного шва. После того, как катетер будет на месте, закрепите его на коже швами.
    12. Перед подключением выходного отверстия катетера к мешку для сбора мочи вставьте конусообразный конец неинвазивного монитора PuO2 в выходное отверстие катетера.
    13. Поместите открытую трубку в конце нового монитора PuO2 над конусообразным соединителем на трубке, которая соединена с мешком для сбора мочи.
    14. Удалите селезенку, чтобы исключить аутотрансфузию, вызванную кровотечением.
      1. Найдите селезенку. Определите бугорок селезенки или место, где селезеночная артерия и вена входят в селезенку. Зажмите и пересеките каждый сосуд.
      2. После пересечения перевязать каждый сосуд модифицированными узлами Миллера с помощью швов 2-0.
  3. Поместите прибор для измеренияPuO2 мочевого пузыря и оксигенации тканей.
    1. ИзмерьтеPuO2 на выходе из мочевого пузыря.
      1. Определите баллон на катетере. Чуть ниже баллона сделайте надрез вдоль длинной оси катетера, следя за тем, чтобы не перерезать просвет, который соединяется с баллоном.
      2. После выполнения разреза вставьте в разрез Т-образный соединитель, содержащий чувствительный материал.
      3. Используйте тканевый клей, чтобы закрепить Т-образный соединитель на месте.
      4. Подключите оптоволоконный кабель от устройства сбора данных мочевого пузыря к разъему, содержащему чувствительный материал.
      5. Создайте новый файл на устройстве сбора данных и обратите внимание на разницу во времени между автономным устройством сбора и другими устройствами, используемыми в эксперименте.
        1. Для устройства сбора данных, используемого в этом исследовании: нажмите стрелку назад, чтобы перейти в главное меню.
        2. Перейдите в настройки измерения и нажмите «ОК». С помощью стрелок выделите поле браузера измерений и нажмите кнопку ОК.
        3. Нажмите стрелку вправо, чтобы создать новый файл. Введите имя нового файла и нажмите кнопку Готово.
        4. Выделите новое имя файла и нажмите кнопку ОК. Перейдите на экран измерения и нажмите «ОК», чтобы начать запись.
    2. Измеряют медуллярную оксигенацию почечной ткани.
      1. Определите расположение почки внутри.
      2. Переместите кишечник так, чтобы у вас была четкая линия участка и доступ ко всей почке.
      3. Вставьте датчик в 2-дюймовый катетер 18 калибра. Отрегулируйте разъем замка Люера на датчике так, чтобы наконечник датчика был открыт. Извлеките катетер и поместите его на иглу 18 калибра.
      4. Поместите иглу 18 калибра и катетер 2 калибра в мозговое вещество почки под ультразвуковым контролем.
      5. Извлеките иглу, удерживая катетер на месте. Проденьте тканевый датчик через катетер и с помощью замка Люера соедините датчик с катетером.
      6. Используйте тканевый клей, чтобы закрепить катетер на месте.
      7. Подключите тканевый датчик к блоку сбора данных.
      8. Подождите 10 минут, прежде чем начинать протокол эксперимента после подготовки приборов и животного. Этот период будет считаться базовым.
  4. Экспериментальный протокол
    1. Перед началом экспериментальной процедуры убедитесь, что среднее артериальное давление (MAP) составляет ≥65 мм рт.ст. Если MAP ниже порогового значения, дайте до двух болюсов изотонического кристаллоидного раствора по 5 мл / кг. Если MAP остается ниже 65 мм рт.ст., вводите норадреналин (0,02 мкг/кг/мин) до тех пор, пока не будет достигнут целевой MAP.
    2. Индуцируют геморрагический шок.
      1. Удалите 25% (по оценкам, 60 мл / кг) предполагаемого объема крови животного через оболочку правой плечевой артерии в течение 30 минут в аккуратно взбалтываемые пакеты для сбора цитратной крови. Отметьте начало забора крови как t = 0 мин.
      2. Храните удаленную кровь на теплой водяной бане при температуре 37 °C.
      3. Затем проведите рандомизацию, чтобы распределить животных либо в группу REBOA с цельной кровью, либо в группу REBOA с кристаллоидами (n = 6 для каждой группы).
    3. Установите катетер REBOA.
      1. Вставьте катетер 7 Fr REBOA в оболочку правой бедренной артерии. Поместите баллон катетера непосредственно над диафрагмой и подтвердите его местоположение с помощью рентгеноскопии.
      2. При t = 30 мин надуть баллон REBOA и полностью закрыть аорту на 45 мин.
    4. Инициируйте реанимацию и оказывайте интенсивную терапию.
      1. При t = 70 мин переливают каждому животному пролитую кровь в течение 15 мин.
      2. Вводите внутривенно кальций в течение 10 минут, чтобы предотвратить гипокальциемию, вызванную цитратом.
      3. При t = 75 мин сдуйте баллон REBOA в течение 10 мин.
      4. До t=360 мин реанимировать животное жидкостями и норадреналином для поддержания MAP > 65 мм рт.ст.
  5. Окончание эксперимента и эвтаназия
    1. Соберите оставшиеся образцы крови или мочи.
    2. Усыпьте животное, введя комбинацию пентобарбитала натрия (390 мг) и фенитоина натрия (50 мг) (1 мл / 10 фунтов).

3. Обработка данных

  1. Синхронизация по времени всех файлов данных.
    1. Основываясь на времени, которое было отмечено на каждом устройстве относительно друг друга и начала эксперимента, выровняйте все файлы данных таким образом, чтобы t = 0 указывало на начало эксперимента.
  2. Удалите с датчика расхода все точки данных, связанные с флагами ошибок.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Типы ошибок: «Высокая скорость потока» и «Воздух в линии». Ошибка «Высокий расход» указывает на то, что расход превысил выходной предел датчика. Флаг ошибки Air-in-Line поднимается, когда датчик обнаруживает воздух в канале потока.
  3. Откажитесь от данных, связанных с отрицательным потоком.
    1. Как только поток станет отрицательным, отслеживайте объем, который течет мимо датчика в обратном направлении.
    2. После того, как поток станет положительным, отслеживайте объем и сравнивайте его с объемом отрицательного потока, чтобы включить измерения только из недавно опорожненной мочи.

Результаты

На рисунке 1 показано изображение неинвазивного монитораPuO2 , описанного в этой рукописи. На рисунке 2 показан график измерений MAP и неинвазивногоPuO2 у одного субъекта во время эксперимента, аналогичного описанной модели кровотечения в свиньи. ...

Обсуждение

ОПП является распространенным осложнением у пациентов с травмой, и в настоящее время не существует утвержденного прикроватного монитора для оксигенации почечной ткани, который мог бы позволить раньше выявлять ОПП и направлять потенциальные вмешательства. В этой рукописи описывается...

Раскрытие информации

Н. Сильвертон, К. Кук и Л. Лофгрен являются изобретателями патента и патентной заявки, связанной с неинвазивным монитором, используемым в этом исследовании. Этот прототип находится в стадии разработки для коммерческого рассмотрения Н. Сильвертоном и К. Куком, но до сих пор никакой коммерческой деятельности не происходило. Другие авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов. Интерпретация и представление этих данных являются обязанностью только авторов.

Благодарности

Работа в рамках этого гранта финансируется Институтом клинических и трансляционных наук Университета штата Юта в рамках Пилотной программы трансляционных и клинических исследований и Управления Министерства обороны по программам медицинских исследований, направляемых Конгрессом (PR192745).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1/8" PVC tubingQosinaSKU: T4307Part of noninvasive PuO2 monitor
3/16" PVC tubingQosinaSKU: T4310Part of noninvasive PuO2 monitor
3/8" TPE tubing QosinaSKU: T2204Part of noninvasive PuO2 monitor
3/32" (1), 1/8" (1), 5/32" (1) drill bitDewaltN/AFor building noninvasive PuO2 monitor
Biocompatible GlueMasterbondEP30MEDPart of noninvasive PuO2 monitor
Bladder PuO2 sensorPresensDP-PSt3Oxygen dipping probe
Bladder oxygen measurement devicePresensFibox 4Stand-alone fiber optic oxygen meter
Chlorhexidine 4% scrubVetoneN/AFor scrubbing insertion or puncture sites
Conical connector with female luer lockQosinaSKU: 51500Part of noninvasive PuO2 monitor
Cuffed endotracheal tubeVetone600508For sedating the subject and providing respiratory support
Euthanasia solution (pentobarbital sodium|pheyntoin sodium)Vetone11168For euthanasia after completion of experiment
General purpose temperature probe, 400 series thermistorNovamed10-1610-040Part of noninvasive PuO2 monitor
HotDog veterinary warming systemHotDogV106For controlling subject temperature during experiment
Invasive tissue oxygen measurement deviceOptronixN/AOxyLite™ oxygen monitors
Invasive tissue oxygen sensorOptronixNX-BF/OT/EOxygen/Temperature bare-fibre sensor
IsofluraneVetone501017To maintain sedation throughout the experiment
Isotonic crystalloid solutionHenrySchein1537930 or 1534612Used during resuscitation in the critical care period
Liquid flow sensorSensirionLD20-2600BPart of noninvasive PuO2 monitor
Male luer lock to barb connectorQosinaSKU: 11549Part of noninvasive PuO2 monitor
Male to male luer connectorQosinaSKU: 20024Part of noninvasive PuO2 monitor
NorepinephrineHenryScheinAIN00610Infusion during resuscitation
Noninvasive oxygen measurement devicePresensEOM-O2-miniElectro optical module transmitter for contactless oxygen measurements
Non-vented male luer lock cap QosinaSKU: 65418Part of noninvasive PuO2 monitor
O2 sensor stickPresensSST-PSt3-YOPPart of noninvasive PuO2 monitor
PowerLab data acquisition platformAD InstrumentsN/AFor data collection
REBOA catheterCertus Critical CareN/AUsed in experimental protocol
Super Sheath arterial catheters (5 Fr, 7 Fr, 9 Fr)Boston ScientificC1894for intravascular access
SutureEthiconC013DFor securing catheter to skin and closing incisions
T connector, all female luer locksQosinaSKU: 88214Part of noninvasive PuO2 monitor

Ссылки

  1. Gomes, E., Antunes, R., Dias, C., Araújo, R., Costa-Pereira, A. Acute kidney injury in severe trauma assessed by RIFLE criteria: a common feature without implications on mortality. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 18, 1 (2010).
  2. Bihorac, A., et al. Incidence, clinical predictors, genomics, and outcome of acute kidney injury among trauma patients. Annals of Surgery. 252 (1), 158-165 (2010).
  3. Perkins, Z. B., et al. Trauma induced acute kidney injury. Plos One. 14 (1), 0211001 (2019).
  4. Lai, W. H., et al. Post-traumatic acute kidney injury: a cross-sectional study of trauma patients. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 24 (1), 136 (2016).
  5. Khwaja, A. KDIGO clinical practice guidelines for acute kidney injury. Nephron Clinical Practice. 120 (4), 179-184 (2012).
  6. Saour, M., et al. Assessment of modification of diet in renal disease equation to predict reference serum creatinine value in severe trauma patients: Lessons from an observational study of 775 cases. Annals of Surgery. 263 (4), 814-820 (2016).
  7. Ostermann, M., Joannidis, M. Acute kidney injury 2016: diagnosis and diagnostic workup. Critical Care. 20 (1), 299 (2016).
  8. Koeze, J., et al. Incidence, timing and outcome of AKI in critically ill patients varies with the definition used and the addition of urine output criteria. BMC Nephrology. 18 (1), 70 (2017).
  9. Ralib, A., Pickering, J. W., Shaw, G. M., Endre, Z. H. The urine output definition of acute kidney injury is too liberal. Critical Care. 17 (3), 112 (2013).
  10. Ostermann, M. Diagnosis of acute kidney injury: Kidney disease improving global outcomes criteria and beyond. Current Opinion Critical Care. 20 (6), 581-587 (2014).
  11. Harrois, A., Libert, N., Duranteau, J. Acute kidney injury in trauma patients. Current Opinion Critical Care. 23 (6), 447-456 (2017).
  12. Ow, C. P. C., Ngo, J. P., Ullah, M. M., Hilliard, L. M., Evans, R. G. Renal hypoxia in kidney disease: Cause or consequence. Acta Physiologica. 222 (4), 12999 (2018).
  13. Leonhardt, K. O., Landes, R. R., McCauley, R. T. Anatomy and physiology of intrarenal oxygen tension: Preliminary study of the effets of anesthetics. Anesthesiology. 26 (5), 648-658 (1965).
  14. Stafford-Smith, M., Grocott, H. P. Renal medullary hypoxia during experimental cardiopulmonary bypass: a pilot study. Perfusion. 20 (1), 53-58 (2005).
  15. Kitashiro, S., et al. Monitoring urine oxygen tension during acute change in cardiac output in dogs. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 202-204 (1995).
  16. Sgouralis, I., et al. Bladder urine oxygen tension for assessing renal medullary oxygenation in rabbits: experimental and modeling studies. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 311 (3), 532-544 (2016).
  17. Kainuma, M., Kimura, N., Shimada, Y. Effect of acute changes in renal arterial blood flow on urine oxygen tension in dogs. Critical Care Medicine. 18 (3), 309-312 (1990).
  18. Zhu, M. Z. L., et al. Urinary hypoxia: an intraoperative marker of risk of cardiac surgery-associated acute kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 33 (12), 2191-2201 (2018).
  19. Silverton, N. A., et al. Noninvasive urine oxygen monitoring and the risk of acute kidney injury in cardiac surgery. Anesthesiology. 135 (3), 406-418 (2021).
  20. Lankadeva, Y. R., et al. Intrarenal and urinary oxygenation during norepinephrine resuscitation in ovine septic acute kidney injury. Kidney International. 90 (1), 100-108 (2016).
  21. Evans, R. G., et al. Renal hemodynamics and oxygenation during experimental cardiopulmonary bypass in sheep under total intravenous anesthesia. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 318 (2), 206-213 (2020).
  22. Sgouralis, I., Evans, R. G., Layton, A. T. Renal medullary and urinary oxygen tension during cardiopulmonary bypass in the rat. Mathematical Medicine and Biology. 34 (3), 313-333 (2017).
  23. Lankadeva, Y. R., Kosaka, J., Evans, R. G., Bellomo, R., May, C. N. Urinary oxygenation as a surrogate measure of medullary oxygenation during angiotensin II therapy in septic acute kidney injury. Critical Care Medicine. 46 (1), 41-48 (2018).
  24. Ngo, J. P., et al. Factors that confound the prediction of renal medullary oxygenation and risk of acute kidney injury from measurement of bladder urine oxygen tension. Acta Physiologica. 227 (1), 13294 (2019).
  25. Spahn, D. R., et al. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 23 (1), 98 (2019).
  26. Legrand, M., et al. Fluid resuscitation does not improve renal oxygenation during hemorrhagic shock in rats. Anesthesiology. 112 (1), 119-127 (2010).
  27. Badin, J., et al. Relation between mean arterial pressure and renal function in the early phase of shock: a prospective, explorative cohort study. Critical Care. 15 (3), 135 (2011).
  28. Ribeiro Junio, M. A. F., et al. The complications associated with resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). World Journal of Emergency Surgery. 13, 20 (2018).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

188

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены