JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول نموذج تبديل ورم العصب الظنبوبي ، والذي يستلزم آفة في العصب الظنبوبي مع تبديل لاحق لنهاية العصب القريب نحو وضع ما قبل الظنبوب أو الجانب تحت الجلد. يتم قياس الاختبار السلوكي لألم الورم العصبي وفرط التألم الأخمصي باستخدام خيوط فون فراي الأحادية.

Abstract

تبديل الورم العصبي الظنبوبي (TNT) هو نموذج للفئران يمكن فيه تقييم الأورام الخيفية في موقع الورم العصبي (العصب الظنبوبي) بشكل مستقل عن الألم الخيفي على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المعصب بواسطة العصب الجداري السليم. نموذج TNT هذا مناسب لاختبار علاجات آلام الورم العصبي ، مثل التفوق المحتمل لبعض العلاجات الجراحية المستخدمة بالفعل في العيادة ، أو لتقييم الأدوية الجديدة وتأثيرها على كل من طرق الألم في نفس الحيوان. في هذا النموذج ، يتم إجراء آفة بعيدة (neurotmesis) في العصب الظنبوبي ، ويتم نقل نهاية العصب القريب وتثبيتها تحت الجلد وقبل الظنبوب لتمكين تقييمات موقع الورم العصبي باستخدام خيوط أحادية Von Frey 15 جم. لتقييم الألم الخيفي على العصب الجدري ، يمكن استخدام خيوط Von Frey الأحادية عبر طريقة أعلى لأسفل في المنطقة الجانبية الأخمصية للمخلب الخلفي. بعد قطع العصب الظنبوبي ، تتطور فرط الحساسية الميكانيكية في موقع الورم العصبي في غضون أسبوع واحد بعد الجراحة وتستمر على الأقل حتى 12 أسبوعا بعد الجراحة. يتطور الألم الخيفي على السطح الأخمصي المعصب في الجدارية في غضون 3 أسابيع بعد الجراحة مقارنة بالطرف المقابل. في الأسبوع 12 ، يتشكل ورم عصبي على الطرف القريب من العصب الظنبوبي المقطوع ، ويشار إليه بتشتت ودوامات المحاور. بالنسبة لجراحة نموذج TNT ، يجب اتباع خطوات جراحية حرجة (دقيقة) متعددة ، وينصح ببعض ممارسات الجراحة تحت التخدير النهائي. بالمقارنة مع نماذج آلام الأعصاب الأخرى ، مثل نموذج إصابة العصب الذي تم تجنيبه ، يمكن اختبار الألم الخيفي فوق موقع الورم العصبي بشكل مستقل من فرط حساسية العصب الجداري في نموذج TNT. ومع ذلك ، يمكن اختبار موقع الورم العصبي فقط في الفئران ، وليس في الفئران. يمكن أن تساعد النصائح والتوجيهات الواردة في هذا البروتوكول مجموعات البحث التي تعمل على الألم على تنفيذ نموذج TNT بنجاح في منشآتها.

Introduction

كل جرح ، يتراوح من التمزقات البسيطة إلى بتر الأطراف بالكامل ، مصحوب بدرجات متفاوتة من إصابة الأعصاب الطرفية. يمكن أن تؤدي إصابة الأعصاب هذه إلى تكوين ورم عصبي ، وهو تشابك غير منظم للألياف العصبية المنبثقة. تصبح الأورام العصبية مؤلمة في 8٪ -30٪ من المرضى ، مما يؤثر بشدة على نوعية حياتهم1،2،3،4،5. بعد بتر الأطراف ، يتطور ألم الورم العصبي في 50٪ من المرضى6،7،8. تشمل الأعراض المبلغ عنها الرقة ، والألم التلقائي ، والألم الخيفي ، وفرط التألم ، وفرط الحساسية الميكانيكية أو الحرارية في المنطقة المعصبة9. عندما لا يتم علاجها بشكل كاف في غضون عام واحد ، يمكن أن يتطور ألم الورم العصبي إلى حالة الألم المزمن ، مما يؤدي إلى عبء مجتمعي مرتفع والتكاليف الطبية المرتبطةبه 10،11،12،13،14. بسبب ضعف فعالية التدخلات الدوائية الحالية ، يفضل علاج ألم الورم العصبي عن طريق الاستئصال الجراحي للورم العصبي المؤلم ، وعلاج العصب بتقنيات جراحية مختلفة ، كما هو موضح في الأدبيات15. من المهم ملاحظة أن تخفيف الألم الكامل أمر نادر الحدوث ، وغالبا ما يزداد الألم سوءا بمرور الوقت ، ولا يستفيد 40٪ من المرضى من الجراحة ، مما يشير إلى أن هناك حاجة إلى علاجات جديدة 1,16.

يساعد نموذج الفئران الموحد لألم الورم العصبي في فهم الآليات التي تدفع ألم الورم العصبي ، وقد يساعد في تحديد علاجات جديدة أو تقييم العلاجات الحالية المستخدمة في العيادة. تم وصف نموذج تبديل الورم العصبي الظنبوبي (TNT) لأول مرة بواسطة Dorsi et al. في 200817 وتم استخدامه من قبل مجموعات بحثية مختلفة18،19،20. الهدف العام من هذه الطريقة هو أن تكون قادرا على اختبار تقنيات العلاج المختلفة لألم الورم العصبي. ميزة النموذج على ، على سبيل المثال ، نموذج إصابة العصب المجنبة (SNI)21 ، هو أنه يسمح باختبار الأورام الخيفية في موقع الورم العصبي. وذلك لأن النموذج يتضمن نقل نهاية العصب القريب للعصب الظنبوبي إلى موضع ما قبل الظنبوب تحت الجلد ، حيث يمكن فحصه باستخدام خيوط فون فراي الأحادية. علاوة على ذلك ، يتطور الألم الخيفي على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المعصب بواسطة العصب الجداري السليم ، والذي يمكن تقييمه بشكل مستقل عن ألم الورم العصبي في نفس الحيوان. هذا مشابه لأعراض ألم الورم العصبي لدى المرضى ، حيث يحدث أحيانا ألم الأعصاب المستمر بعد إزالة ورم عصبي مؤلم بسبب الأعصاب المجاورة22. علاوة على ذلك ، فإن الألم الخيفي على العصب المقطوع المصاب بورم عصبي هو طريقة ألم مختلفة عن الألم الخيفي على العصب المجاور السليم. وبالتالي ، فإن هذا النموذج يسهل تقييم تأثير العلاجات الجديدة على كل من الألم الخيفي الموجود في موقع الورم العصبي وألم الأعصاب الأكثر انتشارا الذي تم اختباره في السطح الأخمصي للمخلب الخلفي. نظرا لأن الجراحة التي يتم إجراؤها لإنشاء نموذج TNT يمكن أن تكون صعبة ، فإن هذه الورقة توضح الإجراء لدعم الباحثين الذين ينفذون النموذج في منشآتهم.

Protocol

تم إجراء هذا البحث وفقا ل IVD (Instantie voor Dierenwelzijn Utrecht) والمبادئ التوجيهية للبحوث الحيوانية ، رقم المشروع AVD1150020198824.

1. قياسات خط الأساس فون فراي

  1. قبل الجراحة ، قم بإجراء قياسات خط الأساس وفقا لإجراء اختبار Von Frey ، الموضح أدناه في القسم 5 والقسم 6.

2. التخدير والتحضير

ملاحظة: أجريت هذه الدراسة على 15 من ذكور فأر Sprague Dawley التي كان عمرها 12 أسبوعا.

  1. تخدير الحيوانات عن طريق الحث مع 5 ٪ إيزوفلوران والحفاظ على التخدير مع 2 ٪ -3 ٪ إيزوفلوران.
    ملاحظة: عادة ما تؤدي الصيانة التي تحتوي على إيزوفلوران بنسبة 2٪ إلى تخدير كاف وتنفس تلقائي ، دون الحاجة إلى التنبيب الرغامي أو التهوية الميكانيكية.
  2. تحقق من ردود أفعال الحيوانات عن طريق قرص القدم بالملاقط. تأكد من أن الحيوان لا يستجيب قبل المتابعة. احلق مجال الجراحة من الركبة إلى الكاحل باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية وضع مرهم العيون على العينين لمنع الجفاف. حقن 0.5 ملغ/ كغ من كاربروفين مسكن تحت الجلد في منطقة البطن.
  3. ضع الجرذ المخدر على ظهره مع رأسه إما إلى اليسار أو اليمين والساق المراد تشغيلها بالقرب من الجراح. قم بتدوير الطرف الخلفي السفلي بحيث يواجه المليولوس الإنسي لأعلى. ضع الجرذ تحت مجهر جراحي مجسم مع تكبير 6x.
  4. تطهير المنطقة المحلوقة بثلاث جولات متناوبة من فرك اليود متبوعا بالكحول. ضع ورقة معقمة مع ثقب جراحي على الساق ، بحيث يكون حقل المنطوق فقط مرئيا. تأكد من الحفاظ على هذه الظروف المعقمة أثناء الجراحة.

3. الجراحة

  1. ضع قطعة قطن صغيرة أسفل الكاحل من أجل الحفاظ على مجال الجراحة أفقيا. حدد موقع الركبة وقم بعمل شق طولي برفق من 1-2 سم باستخدام مشرط على الجانب الإنسي من المخلب الخلفي من منتصف ربلة الساق إلى الكاحل. إذا لزم الأمر ، افتح الجلد وتحت الجلد بشكل أكبر بالمقص الصغير حتى تصبح طبقات العضلات مرئية.
  2. حدد الحزمة الوعائية العصبية السطحية على أنها خطان أو ثلاثة خطوط بيضاء وخط أرجواني / أحمر أكثر سمكا ، وأحيانا مع فروع ثانوية ، يمكن أن تتحرك بحرية فوق طبقات العضلات. باستخدام الكي الكهربائي (انظر جدول المواد) ، تخثر أي نزيف نشط أو ناز في مجال المنطوق. احرص على عدم إتلاف الحزمة الوعائية العصبية.
  3. تشريح بصراحة لفتح اللفافة بين عضلات الساق ، فقط خلف الحزمة الوعائية العصبية السطحية من 3.2. بين لفافة العضلات ، يمكن العثور على العصب الظنبوبي. يبلغ حجم العصب الظنبوبي حوالي ثلاثة أضعاف حجم العصب السطحي في الحزمة الوعائية العصبية. استخدم عظم الظنبوب كمعلم إضافي (يقع العصب الظنبوبي خلف عظم الظنبوب).
  4. التعرف على العصب الظنبوبي وتشعبه.
    ملاحظة: عادة ما يكون التشعب مرئيا بخط أخف طوليا فوق العصب.
  5. تشريح بعناية العصب الظنبوبي خالية من حزم الأوعية الدموية المحيطة. قم بإجراء التشريح عن طريق تحريك العصب الظنبوبي بصراحة وقطع الأنسجة المكشوفة التي تظهر بعض التمدد أثناء تحريك العصب الظنبوبي.
    ملاحظة: إذا تم ربط العصب الظنبوبي بالأوردة المتقاطعة بعد التشريح ، فيمكن تخثر هذه الأوردة من أجل كشف العصب الظنبوبي بأكمله. احرص على عدم تخثر حزمة الظنبوب نفسها.
  6. كشف العصب الظنبوبي عن قرب حتى يختفي تحت طبقة العضلات المتقاطعة. في هذه المرحلة ، يبدو أن العصب الظنبوبي يغوص بعمق أكبر في المخلب الخلفي باتجاه الركبة. كشف العصب الظنبوبي بعيدا حتى الكاحل.
    ملاحظة: عندما يتعرض العصب الظنبوبي بشكل بعيد ، ستزداد كمية ألياف الكولاجين المتقاطعة (أي الألياف المتعامدة مع اتجاه الألياف العصبية). يجب قطع ألياف الكولاجين هذه لتمكين الطول الكافي لنقل العصب الظنبوبي.
    1. عندما يتعرض العصب الظنبوبي بأكمله ، ضع طبقات العضلات مرة أخرى لتجنب جفاف العصب. إذا كان العصب يجف (أي يصبح أكثر صلابة ومملة وتجعدا) ، ولا يكفي تغطيته بطبقات العضلات ، أضف قطرات من المحلول الملحي لترطيبه.
  7. باستخدام أداة الجراحة المجهرية الحادة ، ويفضل أن يكون حامل إبرة دقيقة ، قم بتشريح الجلد قبل الظنبوب من طبقة العضلات تحت الجلد من أجل إنشاء نفق تحت الجلد. للقيام بذلك ، ارفع الجلد وادفع الطرف الحاد إلى الأنسجة ، بالتوازي مع الجلد. تأكد من أن نهاية النفق تقع قبل الظنبوب أو بشكل جانبي لضمان سهولة الوصول إلى المنطقة لاختبار الورم العصبي.
  8. زيادة الأيزوفلوران إلى 5٪. العودة إلى العصب الظنبوبي وفضحه (أي العودة إلى المكان الموضح في الخطوة 3.6). قطع العصب الظنبوبي (أي كلا الفرعين الأخمصيين) في المستوى البعيد بالقرب من الكاحل. خفض الأيزوفلوران إلى المستوى الطبيعي من 2٪ -3٪.
  9. قم بتغيير تكبير المجهر إلى 10x أو 16x. حدد العصب فوق العصبي الظنبوبي القريب من القطع الذي تم إجراؤه في الخطوة 3.8 ، أو في حالة التشعب الأقرب للعصب الظنبوبي ، حدد العصب فوق العصبي لكل من الفروع الأخمصية الإنسية والجانبية القريبة من القطع في الخطوة 3.8.
    ملاحظة: يكون epineurium أكثر بياضا وثباتا مقارنة بالألياف العصبية الموجودة بداخله ، والتي تكون أكثر صفراء وناعمة.
  10. ضع بعناية 8-0 خياطة النايلون (انظر جدول المواد) من خلال epineurium من نهاية العصب القريب عن طريق عقد epineurium بعناية مع ملاقط ووضع الإبرة بين العصب و epineurium مع لدغة من حوالي 0.5 ملم. اسحب الخيط من خلال وخذ لدغة بالإبرة تحت الجلد في نهاية النفق تحت الجلد المصنوع في الخطوة 3.7. اصنع عقدة ، والتي ستنقل العصب بشكل جانبي إلى النفق تحت الجلد.
    ملاحظة: إذا كان كلا الفرعين الأخمصيين يشتركان في عصبة عصبية مشتركة ، فيجب أن تكفي خياطة واحدة. إذا كان كلا الفرعين الأخمصيين لهما عصبة خاصة بهما ، فيجب تثبيت كل عصبة على حدة. تجنب وضع خياطة من خلال الجلد; فقط إصلاحه تحت الجلد.
  11. ضع خياطة أكثر سمكا بلون غامق (يفضل أن يكون خياطة زرقاء أو سوداء 4-0) تتدفق إلى نهاية العصب المثبت ، ولا تخترق الجلد. تأكد من أن الخيط مرئي من خارج الجلد. تحقق مما إذا كان العصب يبقى في مكانه بعد تحريك المخلب والعضلات. قطع نهايات خياطة مع نهاية خياطة أطول قليلا على 4-0 من على 8-0 خياطه.
  12. قم بتغيير تكبير المجهر مرة أخرى إلى 6x. أغلق الجلد بخيوط داخل البشرة باستخدام 8-0 خياطة وتنظيف البشرة بلطف مع 0.9 ٪ كلوريد الصوديوم باستخدام مسحة القطن.

4. العلاج بعد الجراحة

  1. ضع الفئران في قفص نظيف تحت منشفة ورقية في وضع مريح. إذا كانت الغرفة باردة ، ضع وسادة حرارة أسفل جزء من القفص (فقط تحت جزء من القفص حيث يجب أن يكون الحيوان قادرا على الهروب من الحرارة عند الحاجة). ضمان سهولة الوصول إلى الطعام والماء.
  2. لا تترك الفئران بعد الجراحة دون مراقبة حتى تستعيد وعيها الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي. يمكن إعادة الفئران إلى شركة الحيوانات الأخرى عندما يتعافى تماما من التخدير بعد الجراحة. هذا عادة ما يكون بعد 1 ساعة وعندما يظهر الجرذ نمط المشي الطبيعي والسلوك.
  3. بعد 24 ساعة و48 ساعة من الجراحة، يتم تطبيق جرعة 0.5 ملغ/كغ من كاربروفين تحت الجلد (منطقة البطن) لعلاج آلام ما بعد الجراحة.

5. اختبار فون فراي للجانب الأخمصي من الكفوف الخلفية

ملاحظة: يتم إجراء اختبار Von Frey (الخطوة 5 و 6) قبل الجراحة (لقياس خط الأساس) ، ومن 3 أيام بعد الجراحة.

  1. ضع الفئران في أقفاص سفلية سلكية شبكية قبل 1 أسبوع من قياس خط الأساس ، أو قبل أسبوعين من الجراحة ، لضمان التأقلم مع بيئة الاختبار.
  2. ابدأ بمقاييس خط الأساس قبل 1 أسبوع على الأقل من الجراحة. تأكد من إجراء ثلاثة قياسات أساسية مستقلة في أيام منفصلة.
  3. تحقق من أن الفئران هادئة في الأقفاص السفلية السلكية الشبكية. ضع سلسلة من خيوط Von Frey الأحادية بمقياس لوغاريتمي عمودي على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي.
    1. من أجل تحفيز العصب الجداري (فرط الحساسية) ، ضع الشعيرات الأحادية على الجانب الجانبي بالقرب من حدود الشعر. تجنب لمس وسادات القدم لأنها أكثر حساسية.
    2. لتحفيز العصب الظنبوبي (نقص الحساسية) ، ضع الشعيرات الأحادية في منتصف السطح الأخمصي للمخلب الخلفي. إذا تم تطبيق الشعيرات الأحادية في المنطقة الإنسية ، فقد يحفز ذلك أيضا العصب الصافن ، وهو فرع من العصب الفخذي (الشكل 1). تجنب لمس وسادات القدم.
  4. ابدأ بحيدة 4 جم. ضع قوة كافية على الشعيرات الأحادية بحيث ينحني الشعر ويمسك لمدة 3 ثوان ، ثم تحقق من استجابات الحيوان على الشعيرات الأحادية. الاستجابة الإيجابية هي الانسحاب المفاجئ للمخلب ، أو الخفقان المفاجئ ، أو لعق المخلب المفاجئ ، أو النطق. في بعض الحالات ، يتحرك الجرذ ويحاول العثور على / مهاجمة الشعيرات الأحادية.
  5. اختر الشعيرات الأحادية التالية بناء على الاستجابة للمثير عبر الطريقة23 لأعلى لأسفل. على سبيل المثال ، إذا استجاب الجرذ ، حفز بعد ذلك مع حيدة 2 غرام ؛ إذا لم يستجب الجرذ ، حفز مع حيدة 6 غرام ، وهلم جرا. في المجموع ، تطبيق 5-10 محفزات اعتمادا على رد الفعل.

6. اختبار فون فراي لموقع الورم العصبي

  1. التعامل مع الحيوانات يوميا لمدة لا تقل عن 5-7 أيام قبل التدابير الأساسية أو 2 أسابيع قبل الجراحة. تأكد من احتجاز الحيوانات كما هو موضح في الخطوة 6.2 ، بحيث تكون مريحة مع الوضع.
  2. امسك الفئران مع توجيه أنفها نحو طية الكوع. إذا تم وضع الجرذ في اليد اليمنى ، فيجب أن يتدلى مخلبه الخلفي الأيسر بحرية بين الإبهام الأيمن والسبابة (مساحة الويب الأولى). إذا تم وضع الجرذ في اليد اليسرى ، فيجب أن يتدلى مخلبه الخلفي الأيمن بحرية بين الإبهام الأيسر والسبابة.
  3. ابدأ بمقاييس خط الأساس قبل 1 أسبوع على الأقل من الجراحة. تأكد من إجراء ثلاثة قياسات أساسية مستقلة في أيام منفصلة.
  4. تحقق من أن الفئران هادئة ومريحة أثناء احتجازها. عند خط الأساس ، ضع الشعيرات الأحادية 15 جم برفق على السطح الظنبوبي للمخلب الخلفي المكشوف. بعد الجراحة ، ضع حيدة 15 جم على الخيط المرئي (على سبيل المثال ، في موقع الورم العصبي). ضع قوة كافية على الشعيرات الأحادية بحيث ينحني الشعر ويمسك لمدة 1 ثانية.
    1. سجل رد الفعل على كل مثير. تتضمن خيارات رد الفعل عدم وجود رد فعل ، والانسحاب البطيء ، والانسحاب السريع ، والنطق. سجل الاستجابة على أنها 0 نقطة لعدم وجود رد فعل ونقطة واحدة للسحب البطيء أو السحب السريع أو النطق.
  5. كرر خمس مجموعات من خمسة تطبيقات للخيوط الأحادية ، مع 2-3 ثوان بين كل تطبيق و 2-3 دقائق أو أكثر بين المجموعات الخمس. في المجموع ، يجب أن يكون لكل مخلب خلفي 25 تطبيقا للخيوط الأحادية مع استجابات مسجلة.

7. استعادة العينات للأنسجة والتحضير

ملاحظة: يتم إجراء الفحص النسيجي بعد 12 أسبوعا من الجراحة الأولية.

  1. حث على التخدير وإعداد الحيوانات كما هو موضح في الخطوات 2.2 و 2.3 و 2.4.
  2. قم بعمل شق برفق من 2-3 سم باستخدام مشرط فوق الندبة التي تم إجراؤها بواسطة الجراحة الأولية ، ولكن احرص على عدم قطع عميق جدا حيث يتم وضع العصب بشكل سطحي.
  3. تحديد موضع الورم العصبي ، وتشريح بعناية الورم العصبي والعصب خالية من الأنسجة الندبية المحيطة ، ووضع الورم العصبي المحصود في المثبت. لتقييم مورفولوجيا الورم العصبي ، يفضل أن يكون النسيج مضمنا طوليا في البارافين أو راتنجات الايبوكسي كما وصفه Tork et al.18.
  4. بعد حصاد الأنسجة ، القتل الرحيم للفئران تحت التخدير النهائي (5 ٪ إيزوفلوران) عن طريق ثقب القلب أو قطع الرأس.
    ملاحظة: ينصح أولا بحصاد الورم العصبي قبل قتل الفئران ، لأنه من الأسهل بعد ذلك التمييز بين الورم العصبي والأنسجة المحيطة به في الجسم الحي.

النتائج

أظهر التقييم في موقع الورم العصبي زيادة الحساسية لتطبيق خيوط 15 g von Frey الأحادية. عند خط الأساس ، استجابت الفئران عادة ل 10٪ -15٪ (± 13٪) من 25 تطبيقا لخيوط أحادية 15 جم. ارتفع معدل الاستجابة إلى 45٪ -50٪ (± 24٪) 1 أسبوع بعد جراحة TNT. على الجانب المقابل، كان عدد الاستجابات بعد الجراحة مشابها لتلك الموجودة ?...

Discussion

الخطوات الحاسمة في البروتوكول
يتضمن نموذج TNT قطع العصب الظنبوبي ونقله بشكل جانبي وتحت الجلد إلى موقع ما قبل الظنبوب لتمكين اختبار حساسية الورم العصبي ، بالإضافة إلى فرط التألم الأخمصي على العصب الجداري. في نموذج TNT ، من المهم أن يكون مكان الورم العصبي مرئيا للباحثين. لذلك ، يفضل ...

Disclosures

أفاد المؤلفون أنه ليس لديهم تضارب في المصالح. على الرغم من أن هذا العمل البحثي تم تمويله جزئيا من قبل Axogen ، إلا أن الشركة لم يكن لها أي تأثير على تنفيذ الدراسة وعلى النتائج.

Acknowledgements

نود أن نشكر سابين فيرستيج على المساعدة أثناء الجراحة المجهرية وأنجا فان دير سار وترودي أوسترفيلد-رومين من مختبر الحيوانات المشتركة (Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) لمساعدتهم في إعداد المجهر وغرفة الجراحة ورعاية الحيوانات.

تم تمويل هذا البحث من قبل Axogen.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AesthesioLinton Instrumentation514007 until 5140150.6 g until 15 g monofilaments
CarprofenLocal Veterinary Pharmacyn/aThe local veterinary pharmacy makes caprofen dilution
Cotton swabsNobamed974255
ElectrocauteryFine Science Tools18010-00
Ethanol 70%Interchema BV400406
Ethilon 4.0Johnson & Johnson1854GIMPORTANT: the color should be blue or black
Ethilon 8.0Johnson & JohnsonBV130-5
Isoflo, isoflurane ZoetisDechra Veterinary ProductsB506
Mesh bottom cagesStoeltingCo57816 and 57824
Micro forcepsFine Science Tools11251-35
Micro needle holder Fine Science Tools12076-12
Micro scissorsFine Science Tools15019-10
Micro tweezersFine Science Tools11254-20
NaCl 0.9%TrademedH7 1000-FRE
Needle holderFine Science Tools12004-16
Ophthalmic ointment Local Veterinary Pharmacyn/aThe local veterinary pharmacy makes the ophthalmic ointment
ScalpelFine Science Tools10003-12
ScissorsFine Science Tools14001-12
Stereo surgical microscopeLeicaA60 F
Sterile sheet with holeEvercare OneMed1555-01
Surgical blade nr.15Fine Science Tools10015-00
TweezersFine Science Tools11617-12

References

  1. Stokvis, A., vander Avoort, D. J., van Neck, J. W., Hovius, S. E., Coert, J. H. Surgical management of neuroma pain: a prospective follow-up study. Pain. 151 (3), 862-869 (2010).
  2. Domeshek, L. F., et al. Surgical treatment of neuromas improves patient-reported pain, depression, and quality of life. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (2), 407-418 (2017).
  3. Lame, I. E., Peters, M. L., Vlaeyen, J. W., Kleef, M., Patijn, J. Quality of life in chronic pain is more associated with beliefs about pain, than with pain intensity. European Journal of Pain. 9 (1), 15-24 (2005).
  4. Koch, H., Haas, F., Hubmer, M., Rappl, T., Scharnagl, E. Treatment of painful neuroma by resection and nerve stump transplantation into a vein. Annals of Plastic Surgery. 51 (1), 45-50 (2003).
  5. Fisher, G. T., Boswick, J. A. Neuroma formation following digital amputations. Journal of Trauma. 23 (2), 136-142 (1983).
  6. Bowen, J. B., Ruter, D., Wee, C., West, J., Valerio, I. L. Targeted muscle reinnervation technique in below-knee amputation. Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (1), 309-312 (2019).
  7. Jensen, T. S., Krebs, B., Nielsen, J., Rasmussen, P. Phantom limb, phantom pain and stump pain in amputees during the first 6 months following limb amputation. Pain. 17 (3), 243-256 (1983).
  8. Woo, S. L., et al. Regenerative peripheral nerve interfaces for the treatment of postamputation neuroma pain: a pilot study. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 4 (12), 1038 (2016).
  9. Arnold, D. M. J., et al. Diagnostic criteria for symptomatic neuroma. Annals of Plastic Surgery. 82 (4), 420-427 (2019).
  10. Liedgens, H., Obradovic, M., De Courcy, J., Holbrook, T., Jakubanis, R. A burden of illness study for neuropathic pain in Europe. Clinicoeconomics and Outcomes Research. 8, 113-126 (2016).
  11. Langley, P. C., Van Litsenburg, C., Cappelleri, J. C., Carroll, D. The burden associated with neuropathic pain in Western Europe. Journal of Medical Economics. 16 (1), 85-95 (2013).
  12. Dworkin, R. H., et al. Interpreting the clinical importance of group differences in chronic pain clinical trials: IMMPACT recommendations. Pain. 146 (3), 238-244 (2009).
  13. Mackinnon, S. E., Dellon, A. L. Results of treatment of recurrent dorsoradial wrist neuromas. Annals of Plastic Surgery. 19 (1), 54-61 (1987).
  14. Harden, R. N. Chronic neuropathic pain. Mechanisms, diagnosis, and treatment. Neurologist. 11 (2), 111-122 (2005).
  15. Poppler, L. H., et al. Surgical interventions for the treatment of painful neuroma: a comparative meta-analysis. Pain. 159 (2), 214-223 (2018).
  16. Eberlin, K. R., Ducic, I. Surgical algorithm for neuroma management: a changing treatment paradigm. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 6 (10), 1952 (2018).
  17. Dorsi, M. J., et al. The tibial neuroma transposition (TNT) model of neuroma pain and hyperalgesia. Pain. 134 (3), 320-334 (2008).
  18. Tork, S., et al. Application of a porcine small intestine submucosa nerve cap for prevention of neuromas and associated pain. Tissue Engineering Part A. 26 (9-10), 503-511 (2020).
  19. Miyazaki, R., Yamamoto, T. The efficacy of morphine, pregabalin, gabapentin, and duloxetine on mechanical allodynia is different from that on neuroma pain in the rat neuropathic pain model. Anesthesia and Analgesia. 115 (1), 182-188 (2012).
  20. Tian, J., et al. Swimming training reduces neuroma pain by regulating neurotrophins. Medicine and Science in Sports Exercise. 50 (1), 54-61 (2018).
  21. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87 (2), 149-158 (2000).
  22. Poublon, A. R., et al. The anatomical relationship of the superficial radial nerve and the lateral antebrachial cutaneous nerve: A possible factor in persistent neuropathic pain. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 68 (2), 237-242 (2015).
  23. Dixon, W. J. Efficient analysis of experimental observations. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 20 (1), 441-462 (1980).
  24. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. Journal of Visualized Experiments. (61), e3393 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

191

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved