JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

قارن هذا البروتوكول الثقوب عن طريق الجلد وعبر خلف الصفاق في نموذج تنكس القرص الفقري للأرانب (IVDD). كلتا الطريقتين تحفزت IVDD. ومع ذلك ، أدى النهج عبر خلف الصفاق إلى تغييرات أكثر شمولا وانخفاض معدل الوفيات.

Abstract

تقارن هذه الدراسة فعالية طريقتين لإحداث تنكس القرص الفقري (IVDD) في الأرانب: ثقب الحلقة الليفية عن طريق الجلد وعبر خلف الصفاق. تم تعيين خمسة عشر من الأرانب البيضاء النيوزيلندية السليمة بشكل عشوائي إلى ثلاث مجموعات: الزائفة ، والثقب عن طريق الجلد ، والثقب عبر خلف الصفاق. تم إجراء تقييم شامل ، بما في ذلك معدلات الوفيات ، والتقييمات المورفولوجية والنسيجية ، والتصوير الإشعاعي ، وتحليل المؤشرات الحيوية ، لضمان مقارنة دقيقة ومفصلة بين الطريقتين. توضح النتائج أن كلتا تقنيتي الثقب نجحتا في تحفيز IVDD في نموذج الأرانب. ومع ذلك ، أدى النهج عبر خلف الصفاق إلى تغيرات تنكسية أكثر وضوحا في الأقراص الفقرية مع الحفاظ على معدل وفيات أقل بكثير مقارنة بالطريقة عن طريق الجلد. تسلط هذه النتائج الضوء على مزايا النهج عبر خلف الصفاق في نمذجة IVDD. تقدم هذه الدراسة رؤى قيمة حول إنشاء نماذج IVDD وتضع أساسا للتحقيقات المستقبلية في استراتيجيات العلاج الفعالة لآلام أسفل الظهر ، مما يؤدي في النهاية إلى تحسين نتائج المرضى.

Introduction

على مدى العقود القليلة الماضية ، ظهرت آلام أسفل الظهر (LBP) كأهم اضطراب عضلي هيكلي يؤثر على نوعية الحياة1. أصبح الليرة اللبنانية مصدر قلق متزايد الأهمية للصحة العامة ، حيث يفرض عبئا اقتصاديا كبيرا على المجتمع بسبب العمالة المفقودة والنفقات الطبية الإضافية2،3. في الولايات المتحدة وحدها ، تتجاوز التكاليف المباشرة وغير المباشرة المرتبطة بالليرة اللبنانية 100 مليار دولار سنويا ، بما في ذلك النفقات الطبية وخسائر الدخل وخسائرالعمالة. غالبا ما يحدث LBP بسبب تنكس القرص الفقري (IVDD) 5،6،7،8. نظرا لارتفاع معدل انتشار LBP وتأثيره الاقتصادي ، فإن النمذجة الدقيقة ل IVDD أمر بالغ الأهمية لاستكشاف استراتيجيات العلاج.

لفهم الفيزيولوجيا المرضية ل IVDD وتقييم استراتيجيات العلاج ، تم تطوير واستخدام العديد من النماذج الحيوانية قبل السريرية في الجسم الحي 9. تم استخدام طرق متعددة في هذه النماذج للحث على تنكس القرص ، بما في ذلك إصابة القرص الجراحي أو الكيميائي ، والإجهاد الميكانيكي غير الجراحي ، والتعديل الجيني ، والحدوث الطبيعي10. من بين هذه الطرق ، تمثل الإصابة الجراحية ما يصل إلى 64.9٪ من تحريض IVDD ، مع كون ثقب الإبرة هو التقنية الجراحية الأساسية11. يتميز نموذج ثقب الإبرة بسهولة إنشائه والحد الأدنى من الضرر الذي يلحق بحيوانات التجارب. تشمل مناهج ثقب الإبرة الشائعة الوصول المفتوح خلف الصفاق إلى مساحة القرص القطني والثقب الخلفي الوحشي عن طريق الجلد. يمكن تحديد عمق الإدخال باستخدام المراقبة الشعاعية أو طول الإبرة. والجدير بالذكر أن النهج عن طريق الجلد قد يقلل من تلف الأنسجة علاجي المنشأ مقارنة بالطرق الجراحية المفتوحة ، بينما يوفر الوصول إلى خلف الصفاق فائدة ميزات التصور المباشر التي لم تتم مقارنتها كميا في الأدبيات السابقة. بينما بحثت الدراسات في آثار استخدام الإبر بأقطار مختلفة12 وثقب أقراصمختلفة 10 على تحريض IVDD ، فإن الدراسات المقارنة التي تركز على مناهج ثقب الإبرة المختلفة لا تزال محدودة. يوفر نموذج الأرانب المختار فائدة خاصة للباحثين الذين يحتاجون إلى دراسات طولية فعالة من حيث التكلفة مع تقييمات تصوير متكررة ، نظرا لتشابهه التشريحي مع الأقراص البشرية ومزاياه على نماذج القوارض من حيث الحجم والهيكل13.

في هذه الدراسة ، تم إنشاء نماذج الأرانب من IVDD القطني باستخدام طريقتين: الوصول المفتوح خلف الصفاق لثقب مساحة القرص القطني والبزل الخلفي الجانبي عن طريق الجلد. تم تحليل مجموعة شاملة من مقاييس النتائج ، بما في ذلك التغيرات المورفولوجية والنسيجية والإشعاعية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

التزمت الإجراءات التجريبية الحيوانية بصرامة بدليل رعاية واستخدام المختبر الصادر عن المعاهد الوطنية للصحة وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات التجريبي بجامعة تشنغدو للطب الصيني التقليدي (رقم الموافقة على الأخلاقيات: 2021-23). تم استخدام خمسة عشر أرنبا نيوزيلندا أبيض سليما يبلغ من العمر 4 أشهر ونظيفا (2.25 كجم ± 0.25 كجم) ، بما في ذلك سبعة ذكور وثماني إناث. تم إيواء في بيئة بدرجة حرارة الغرفة تتراوح بين 23 درجة مئوية ± 3 درجات مئوية ورطوبة تتراوح بين 60٪ ± 10٪ تقريبا لمدة أسبوع واحد من التكيف ، مع حرية الوصول إلى الماء والغذاء. قبل التجربة ، تم تعيين الأرانب ال 15 بشكل عشوائي إلى واحدة من ثلاث مجموعات: المجموعة الوهمية (المجموعة أ) ، ومجموعة البزل الليفي الحلقي عن طريق الجلد (المجموعة ب) ، ومجموعة ثقب الحلقة الليفية الفضائية عبر الصفاق (المجموعة ج) ، مع خمسة أرانب في كل مجموعة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. إنشاء نموذج IVDD للأرانب عن طريق ثقب الحلقة الليفية عن طريق الجلد

ملاحظة: تم إنشاء نموذج IVDD للأرانب باستخدام طريقة البزل الحلقي الليفي عن طريق الجلد. اتبع الإجراء طريقة نمذجة الثقب الموصوفة بواسطة Luo TD et al.14 وتم إجراؤه تحت توجيه الأشعة السينية (الشكل 1).

  1. تحضير الأرنب.
    1. قم بصيام الأرانب لمدة 24 ساعة قبل الجراحة ، مع ضمان الوصول إلى الماء.
    2. يتم تطبيق التخدير عن طريق الحقن الوريدي بنسبة 3٪ من البنتوباربيتال الصوديوم (1.3 مل/كغ) في وريد الأذن (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
    3. تأكد من التخدير الناجح عن طريق التحقق من عدم الحركة ، واسترخاء العضلات ، ونقص منعكس القرنية ، وغياب الاستجابة للألم.
  2. ضع ووضع علامة على الأرنب.
    1. ثبت الأرنب في وضع الانبطاح على لوحة التثبيت.
    2. حلق وإعداد المنطقة الجراحية ، ثم تحسس معالم العظام.
    3. المس المعالم العظمية على ظهر أسفل ظهر الأرنب. حدد موقع الضلع السفلي على الأرنب ، والذي يتوافق عادة مع الفقرة فوق العملية الشوكية L1 مباشرة.
    4. حدد العملية الشائكة أسفل هذه الفقرة مباشرة لتحديد العملية الشائكة L1.
    5. حدد أعلى نقاط القمم الحرقفية ، تقريبا مع الفقرة L6.
    6. تتبع من العملية الشائكة L1 لتحديد كل عملية شائكة بالتتابع وصولا إلى L7.
    7. استخدم قلم وسم لتمييز العملية الشائكة L1 بوضوح على ظهر الأرنب.
    8. انتقل إلى العملية الشائكة التالية وقم بتمييزها على أنها L2.
    9. استمر في وضع علامة على كل عملية شائكة لاحقة على أنها L3 و L4 و L5 و L6 و L7. تأكد من أن كل علامة مميزة وبترتيب تسلسلي لتحديد الهوية بوضوح.
  3. حدد موقع الثقب وحدد موقعه.
    1. جس العمليات المستعرضة وحدد موقع نقطة المنتصف بين الأطراف البعيدة ل L5 و L6.
    2. ضع علامة على هذه النقطة واستعد لإدخال إبرة الثقب فوقها حوالي 1 سم.
  4. أدخل إبرة الثقب.
    1. أمسك إبرة الثقب أفقيا وأدخلها باتجاه الأرض ، مما يؤدي إلى كسر الجلد.
    2. تقدم الإبرة للوصول إلى الجسم الفقري L4 وتحقق من الوضع الصحيح تحت توجيه الأشعة السينية.
    3. قم بإمالة الإبرة رأسية قليلا بزاوية حوالي 20 درجة باتجاه القرص الفقري L4-5. ثقب القرص وتأكيد دقة الثقب تحت فحص الأشعة السينية.
  5. إجراء ثقوب القرص.
    1. ثقب الحلقة الليفية بدقة ، باستخدام توجيه الأشعة السينية إذا لزم الأمر.
    2. كرر عملية الثقب للأقراص الفقرية L2-3 و L3-4 ، مع ثقب كل مرة.
    3. حافظ على عمق ثقب يبلغ حوالي 5 مم مع وقت مكوث يبلغ 5 ثوان لكل قرص.
  6. رعاية ما بعد العملية
    1. تطهير وتضميد موقع البزل.
    2. حقن البنسلين في العضل في الألوية الكبرى بجرعة 40,000 U لكل أرنب يوميا لمدة 3 أيام.
      ملاحظة: اضبط النهج إذا واجهت الإبرة أنسجة صلبة. استخدم توجيه الأشعة السينية للثقب الدقيق. راقب تعافي الأرنب وقدم الرعاية المناسبة.

2. إنشاء نموذج IVDD للأرانب عن طريق ثقب الحلقة الليفية عبر الفضاء خلف الصفاق

ملاحظة: تم إنشاء نموذج IVDD للأرانب باستخدام طريقة ثقب الحلقة الليفية الليفية عبر خلف الصفاق12 (الشكل 2).

  1. قم بصيام الأرانب لمدة 24 ساعة قبل الجراحة ، مما يسمح بالوصول إلى الماء.
  2. تخدير الأرنب عن طريق حقن 3٪ من الصوديوم البنتوباربيتال (1.3 مل / كغ) في وريد الأذن (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  3. تأكد من أن الأرنب غير متحرك ، مع عضلات مسترخية ، ولا يوجد رد فعل للقرنية ، ولا استجابة للألم للضغط لتأكيد التخدير الناجح.
  4. ثبت الأرنب في وضع الانبطاح على لوحة التثبيت.
  5. حلق وإعداد المنطقة الجراحية.
  6. ملامح العظام ، بمناسبة العمليات الشائكة القطنية L1-L7 على ظهر أسفل الظهر للأرنب بقلم وسم.
  7. أعد ملامسة العمليات العرضية للأرنب لتحديد موقع الشق الجراحي.
  8. ضع ستارة معقمة وقم بتطهير الجلد المحلي لضمان ظروف معقمة.
  9. استخدم نهجا خلف الصفاق الخلفي لتشريح اللفافة والعضلات طبقة تلو الأخرى ، مما يؤدي إلى تعريض الجانب الجانبي للقرص الفقري القطني.
  10. ثقب الحلقة الليفية بإبرة ثقب على عمق حوالي 5 مم ووقت سكون 5 ثوان.
  11. قم بثقب الأقراص الفقرية L3-4 و L4-5 و L5-6 بالتتابع ، مما يضمن ثقب كل قرص مرة واحدة فقط.
  12. خياطة الأنسجة طبقة تلو الأخرى باستخدام خيط خياطة قطرها 0.25 مم.
  13. تطهير وضمادة موقع البزل بعد النمذجة.
  14. حقن البنسلين في العضل في الألوية الكبيرة للأرنب يوميا بجرعة 40,000 U لكل أرنب لمدة ثلاثة أيام متتالية.
    ملاحظة: استخدم البنسلين بمواصفات 800,000 وحدة / قارورة ورقم الموافقة 140051251 الأدوية البيطرية.

3. اختيار نماذج IVDD وتقييم النتائج

  1. تقييم الوفيات والحالة العامة للأرانب
    1. راقب الأرانب أسبوعيا لتحديد البقاء على قيد الحياة وتسجيل الحالة العامة ، بما في ذلك الحالة العقلية وأنماط النشاط وتناول الطعام والماء ، بالإضافة إلى إخراج البراز والبول.
    2. سجل الملاحظات بدقة ولاحظ أي تغييرات في الحالة.
  2. مراقبة وزن الأرانب
    1. سجل وزن جسم الأرانب قبل وبعد إنشاء النموذج ، وكذلك قبل جمع الأنسجة.
    2. تأكد من تسجيل الوزن بدقة ولاحظ أي تغييرات مهمة.
  3. التقييم الإشعاعي
    1. احصل على تصوير رنين مغناطيسي سهمي 1.5T T2 لتسلسل النبات الفقري القطني بالكامل لكل أرنب أبيض قبل وبعد 4 أسابيع من إنشاء النموذج.
    2. لاحظ مدى تنكس القرص الفقري.
    3. قم بإجراء تقييم كمي لتنكس القرص الفقري باستخدام نظام تصنيف Pfirrmann المعدل الذي اقترحه Griffith et al.15. اطلب من ثلاثة أخصائيي أشعة مستقلين أعمى تقييم تسلسلات التصوير بالرنين المغناطيسي المرجحة ب T2 وفقا للمعايير المعمول بها: ارتفاع القرص ، وشدة إشارة النواة اللبية ، وسلامة الليف الحلقي.
    4. تحديد الدرجات النهائية من خلال الإجماع عندما تتجاوز التناقضات مستوى صف واحد. قم بإجراء جميع التقييمات باستخدام برنامج عرض DICOM القياسي مع إعدادات العرض المعايرة.
  4. التقييم النسيجي المرضي والتسجيل
    1. قم بالقتل الرحيم للأرانب بعد 4 أسابيع من النمذجة باستخدام جرعة زائدة في الوريد من الصوديوم البنتوباربيتال (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) ، ثم قم بحصاد الأقراص الفقرية L2-L3 و L3-L4 و L4-L5 بسرعة على الجليد15.
    2. قم بتثبيت أقراص L2-L3 في 4٪ بارافورمالدهيد وقم بتخزين العينات المتبقية عند -80 درجة مئوية.
    3. اغمر الأقراص الثابتة في محلول مزيل للتكلس ، مثل 10٪ EDTA ، مما يضمن الغمر الكامل. قم بتغيير محلول إزالة الكلس كل 2-3 أيام للحفاظ على الفعالية.
    4. راقب عملية إزالة الكلس بانتظام حتى يتم تحقيق إزالة الكلس الكامل ، والتي قد تستغرق من عدة أيام إلى أسبوع ، اعتمادا على حجم القرص وسمكه.
    5. اشطف الأقراص منزوعة الكلس جيدا بالماء الجاري لإزالة أي آثار لمحلول إزالة الكلس.
    6. قم بتجفيف الأقراص عن طريق غمرها في سلسلة من محاليل الإيثانول المتدرجة ، بدءا من 70٪ من الإيثانول وزيادة تدريجية إلى 100٪ من الإيثانول. قم بإجراء كل خطوة من خطوات الجفاف لمدة 1-2 ساعة لكل درجة.
    7. تسلل الأقراص المجففة بشمع البارافين (نقطة الانصهار 56-58 درجة مئوية) لمدة 2 ساعة على الأقل ، مما يضمن التسلل الكامل.
    8. قم بتضمين الأقراص المخللة في كتلة شمع ، ووضعها للتقسيم. اترك كتلة الشمع تبرد وتتصلب تماما.
    9. قسم الأقراص المدمجة إلى شرائح رفيعة وموحدة (5-10 ميكرومتر) باستخدام ميكروتوم. قم بتركيب الأقسام على شرائح زجاجية لمزيد من التحليل ، مثل التلوين النسيجي أو الكيمياء المناعية12،13.
    10. قم بإجراء تلطيخ الهيماتوكسيلين واليوزين (HE) ، والتقط الصور تحت المجهر البصري ، وقم بتعيين درجات تلطيخ HE باستخدام مقياس الدرجات النسيجيالمرضي IVD 12.
  5. اختبار TUNEL
    1. إزالة الشمع وإعادة ترطيب أقسام أنسجة القرص الفقري ، ثم إجراء استرجاع المستضد ونفاذية الغشاء.
    2. أضف خليطا من الكاشف 1 (TdT) والكاشف 2 (dUTP) بنسبة 1: 9 واحتضانه في غرفة رطبة.
    3. اغسل الأقسام باستخدام المخزن المؤقت PBS ، وقم بتطبيق صبغة DAPI ، واحتضانها في الظلام في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقائق.
    4. التقط الصور باستخدام ماسح ضوئي بانورامي مؤتمت بالكامل وبرنامج معالجة.
  6. كشف السيتوكين
    1. قتل الأرانب التجريبية (الخطوة 3.4.1) وجمع عينات الدم من الشريان الأورطي البطني.
    2. عينات دم أرنب الطرد المركزي عند 2000 × جم لمدة 10 دقائق عند 25 درجة مئوية لفصل المصل عن خلايا الدم. اجمع المادة الطافية (المصل) بعناية ، مع التأكد من عدم تضمين أي بقايا خلوية.
    3. اتبع التعليمات الواردة في مجموعة ELISA للكشف عن تعبير TGF-β في عينات المصل.
    4. قم بإعداد الكواشف والمعايير وفقا للتوجيهات الواردة في مجموعة ELISA.
    5. أضف عينات المصل إلى الآبار المناسبة في لوحة ELISA.
    6. احتضن اللوحة في درجة الحرارة والمدة الموصى بها وفقا لتعليمات المجموعة.
    7. اغسل اللوحة حسب التعليمات لإزالة الكواشف غير المرتبطة.
    8. أضف الجسم المضاد للكشف والكواشف الضرورية الأخرى ، باتباع بروتوكول المجموعة.
    9. احتضان اللوحة مرة أخرى للوقت ودرجة الحرارة المحددين.
    10. اغسل الطبق جيدا لإزالة الكواشف الزائدة.
    11. أضف محلول الركيزة إلى الآبار واحتضنه للفترة الموصى بها للسماح بتطوير اللون.
    12. قم بقياس الكثافة الضوئية (OD) باستخدام مقياس الطيف الضوئي بالطول الموجي المحدد في تعليمات المجموعة.
    13. احسب تركيزات العينة عن طريق استبدال قيم OD في المعادلة المقدمة أو باستخدام المنحنى القياسي المتولد من التركيزات المعروفة للمعايير.

4. التحليل الإحصائي

  1. إجراء التحليل الإحصائي باستخدام البرامج المتاحة تجاريا.
  2. عبر عن المتغيرات المستمرة كمتوسط ± انحراف معياري.
  3. استخدم ANOVA أحادي الاتجاه لاختبار الاختلافات بين المجموعات.
  4. تطبيق اختبارات LSD للمقارنات الزوجية.
  5. استخدم المقاييس المتكررة ANOVA لتحليل بيانات المقاييس المتكررة.
  6. إجراء تحليل ارتباط سبيرمان لتقييم الارتباط بين المتغيرات.
  7. اضبط مستوى الدلالة على α = 0.05 واعتبر قيم P الأقل من 0.05 ذات دلالة إحصائية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تم إجراء العمليات الجراحية دون مطارقات. توفي أرنب واحد من المجموعة ب (مجموعة البزل عن طريق الجلد) بعد العملية. استأنفت جميع الأخرى أنماط التغذية والنشاط الطبيعية بعد الجراحة ونجت طوال الفترة التجريبية. لم يلاحظ أي نزيف أو عدوى طويلة الأمد في مواقع الجراحة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

تشير نتائج هذه الدراسة إلى أن كلا من أساليب البزل عن طريق الجلد وعبر خلف الصفاق فعالة في إحداث تنكس القرص الفقري (IVDD) في نماذج الأرانب. والجدير بالذكر أنه بناء على تقييم شامل للحالة العامة ، والوفيات ، والتقييم النسيجي المرضي ، ومقايسة TUNEL ، ومستويات TGF-β في الدم ، أدى نموذ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

اي.

Acknowledgements

تم دعم هذا المشروع من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82004497) ، ومؤسسة علوم ما بعد الدكتوراه الصينية (رقم 2021M693788) ، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82105043) ، ومؤسسة العلوم الطبيعية لمقاطعة سيتشوان (رقم 2023NSFSC1814).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.3 T Veterinary Maenetic Resonance lmaging(MRI)NINGBO CHUANSHANJIACSJ-MR
Alcohol medicalLIRCON20230107
Benzylpenicillin potassiumJiangxi Keda Animal Pharmaceutical140051251
Haemostatic forcepsSHINVA20211239
Injection syringeCONPUVON20153151307
Knife bladesHons Medincal20210615
Medical absorbent cotton ball  Cofoe20210006
Medical suture needleShanghai Xiaoyi Medical Devices 20192020430
Medullo-puncture needleYangzhou Jiangzhou Medical Devices20190902Used to puncture lumbar disc
Physiological salineNeilMed C1210504D2
Povidone iodine solutionSichuan IJIS Medical Technology 20221209
Quasi-microbalanceExplorer
Rabbit dissection operating table Zhenhua BiomedicalZH-BXT-3Z
ShaverAUX
Statistical analysis softeareIBMSPSS
Sterile gauzeCofoe20202140675
Surgical glovesDR.LERSH20172140028
Surgical knife Hons Medinca20210019
Surgical tweezersSHINVA20210233
USB-C data transmission lineKINI
White light photography microscope Nikon Eclipse Ci-L

References

  1. Vos, T., et al. Years lived with disability (YLDS) for 1160 sequelae of 289 diseases and injuries 1990-2010: A systematic analysis for the global burden of disease study 2010. Lancet. 380 (9859), 2163-2196 (2012).
  2. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. Biomed Res Int. 2016, 5952165(2016).
  3. Risbud, M. V., Shapiro, I. M. Role of cytokines in intervertebral disc degeneration: Pain and disc content. Nat Rev Rheumatol. 10 (1), 44-56 (2014).
  4. Katz, J. N. Lumbar disc disorders and low-back pain: Socioeconomic factors and consequences. J Bone Joint Surg Am. 88 (Suppl 2), 21-24 (2006).
  5. Cheung, K. M. The relationship between disc degeneration, low back pain, and human pain genetics. Spine J. 10 (11), 958-960 (2010).
  6. Knezevic, N. N., Candido, K. D., Vlaeyen, J. W. S., Van Zundert, J., Cohen, S. P. Low back pain. Lancet. 398 (10294), 78-92 (2021).
  7. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Ann Rheum Dis. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  8. Takatalo, J., et al. Does lumbar disc degeneration on magnetic resonance imaging associate with low back symptom severity in young finnish adults. Spine (Phila Pa 1976). 36 (25), 2180-2189 (2011).
  9. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. Spine J. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  10. Liang, T., et al. Constructing intervertebral disc degeneration animal model: A review of current models. Front Surg. 9, 1089244(2022).
  11. Poletto, D. L., Crowley, J. D., Tanglay, O., Walsh, W. R., Pelletier, M. H. Preclinical in vivo animal models of intervertebral disc degeneration. Part 1: A systematic review. JOR Spine. 6 (1), e1234(2023).
  12. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: Correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).
  13. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  14. Luo, T. D., et al. A percutaneous, minimally invasive annulus fibrosus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. J Orthop Surg (Hong Kong). 26 (3), 2309499018792715(2018).
  15. Griffith, J. F., et al. Modified Pfirrmann grading system for lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 32 (24), E708-E712 (2007).
  16. Lipson, S. J., Muir, H. Experimental intervertebral disc degeneration: Morphologic and proteoglycan changes over time. Arthritis Rheum. 24 (1), 12-21 (1981).
  17. Wang, Y., Wu, Y., Deng, M., Kong, Q. Establishment of a rabbit intervertebral disc degeneration model by percutaneous posterolateral puncturing of lumbar discs under local anesthesia. World Neurosurg. 154, e830-e837 (2021).
  18. Gruber, H. E., et al. A new small animal model for the study of spine fusion in the sand rat: Pilot studies. Lab Anim. 43 (3), 272-277 (2009).
  19. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. Eur Spine J. 17 (1), 2-19 (2008).
  20. Gandhi, S. D., et al. Intradiscal delivery of anabolic growth factors and a metalloproteinase inhibitor in a rabbit acute lumbar disc injury model. Int J Spine Surg. 14 (4), 585-593 (2020).
  21. Omlor, G. W., et al. A new porcine in vivo animal model of disc degeneration: Response of anulus fibrosus cells, chondrocyte-like nucleus pulposus cells, and notochordal nucleus pulposus cells to partial nucleotomy. Spine (Phila Pa 1976). 34 (25), 2730-2739 (2009).
  22. Serigano, K., et al. Effect of cell number on mesenchymal stem cell transplantation in a canine disc degeneration model. J Orthop Res. 28 (10), 1267-1275 (2010).
  23. Daly, C. D., et al. A comparison of two ovine lumbar intervertebral disc injury models for the evaluation and development of novel regenerative therapies. Global Spine J. 8 (8), 847-859 (2018).
  24. Kim, J. S., et al. The rat intervertebral disk degeneration pain model: Relationships between biological and structural alterations and pain. Arthritis Res Ther. 13 (5), R165(2011).
  25. Lim, K. Z., et al. Ovine lumbar intervertebral disc degeneration model utilizing a lateral retroperitoneal drill bit injury. J Vis Exp. (123), e55753(2017).
  26. Zhang, Y., et al. Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model. Spine (Phila Pa 1976). 36 (19), 1519-1527 (2011).
  27. Freemont, A. J. The cellular pathobiology of the degenerate intervertebral disc and discogenic back pain. Rheumatology (Oxford). 48 (1), 5-10 (2009).
  28. Vergroesen, P. P., et al. Mechanics and biology in intervertebral disc degeneration: A vicious circle. Osteoarthritis Cartilage. 23 (7), 1057-1070 (2015).
  29. Natarajan, R. N., Andersson, G. B., Patwardhan, A. G., Verma, S. Effect of annular incision type on the change in biomechanical properties in a herniated lumbar intervertebral disc. J Biomech Eng. 124 (2), 229-236 (2002).
  30. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  31. Melrose, J., Roberts, S., Smith, S., Menage, J., Ghosh, P. Increased nerve and blood vessel ingrowth associated with proteoglycan depletion in an ovine annular lesion model of experimental disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (12), 1278-1285 (2002).
  32. Elmounedi, N., et al. Impact of needle size on the onset and the progression of disc degeneration in rats. Pain Physician. 25 (6), 509-517 (2022).
  33. Tellegen, A. R., et al. Intradiscal delivery of celecoxib-loaded microspheres restores intervertebral disc integrity in a preclinical canine model. J Control Release. 286, 439-450 (2018).
  34. Vadalà, G., et al. The transpedicular approach as an alternative route for intervertebral disc regeneration. Spine. 38 (6), E319-E324 (2013).
  35. Yang, J. J., Li, F., Hung, K. C., Hsu, S. H., Wang, J. L. Intervertebral disc needle puncture injury can be repaired using a gelatin-poly (γ-glutamic acid) hydrogel: An in vitro bovine biomechanical validation. Eur Spine J. 27 (10), 2631-2638 (2018).
  36. Xi, Y., et al. Minimally invasive induction of an early lumbar disc degeneration model in rhesus monkeys. Spine (Phila Pa 1976). 38 (10), E579-E586 (2013).
  37. Elliott, D. M., Sarver, J. J. Young investigator award winner: Validation of the mouse and rat disc as mechanical models of the human lumbar disc. Spine (Phila Pa 1976). 29 (7), 713-722 (2004).
  38. Smit, T. H. The use of a quadruped as an in vivo model for the study of the spine - biomechanical considerations. Eur Spine J. 11 (2), 137-144 (2002).
  39. Romaniyanto, F. N. U., et al. Effectivity of puncture method for intervertebral disc degeneration animal models: Review article. Annals Med Surg. 85 (7), 3501-3505 (2023).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

IVDD

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved