JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف تقنية لحصاد الأعضاء الطرفية الدهليزية البشرية في ظل ظروف فسيولوجية أثناء استئصال المتاهة وتحليلها باستخدام التلوين المناعي.

Abstract

يصعب دراسة الأذن الداخلية للإنسان الحي لأنها مغلفة بعظم كبسولة الأذن الكثيفة التي تحد من الوصول إلى الأنسجة البيولوجية. تعتمد طرق علم الأنسجة المرضية للعظام الصدغية التقليدية على بروتوكولات إزالة الكلس الطويلة والمكلفة التي تستغرق من 9 إلى 10 أشهر وتقلل من أنواع تحليل الأنسجة الممكنة بسبب تدهور الحمض النووي الريبي. هناك حاجة ماسة لتطوير طرق للوصول إلى أنسجة الأذن الداخلية البشرية الجديدة لفهم أمراض الأذن بشكل أفضل ، مثل مرض مينيير ، على المستوى الخلوي والجزيئي. تصف هذه الورقة تقنية لحصاد الأعضاء الطرفية الدهليزية البشرية من متبرع حي في ظل ظروف فسيولوجية. خضع فرد مصاب بمرض مينيير و "نوبات قطرات" مقاومة لحقن جنتاميسين داخل الطبلة لاستئصال المتاهة. تم إجراء استئصال الخشاء التقليدي لأول مرة ، وتم تحديد القنوات نصف الدائرية الأفقية والعلوية (SCC). تم ملء تجويف الخشاء بمحلول ملحي متوازن بحيث يمكن فتح المتاهة في ظل ظروف فسيولوجية أكثر للحفاظ على سلامة الخلية. تم استخدام منظار داخلي بدرجة صفر مع نظام ري غمد لتنظيف العدسة لتصور تجويف الخشاء المغمور ، وتم استخدام لدغ ماسي 2 مم لهيكل عظمي وفتح SCCs الأفقية والعليا ، متبوعا بالدهليز. تم حصاد الأمبولات وجزء من قنوات القناة للخلايا العليا والجانبية. تم حصاد اليوتريكول بالمثل. تم وضع الأنسجة المحصودة على الفور في محلول عازل مثلج ثم تم تثبيتها لمدة ساعة واحدة في 4٪ بارافورمالدهيد في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS). تم شطف الأنسجة عدة مرات في 1x PBS وتخزينها لمدة 48 ساعة عند 4 درجات مئوية. خضعت عينات الأنسجة للتلطيخ المناعي بمزيج من الأجسام المضادة الأولية ضد tenascin-C (Calyx) ، oncomodulin (خلايا الشعر الstreolar) ، calretinin (خلايا الشعر الكأس والنوع الثاني) ، بروتين الحويصلة المشبكية 2 (الألياف والعروات الصادرة) ، β-tubulin 1 (الكأس والعروات الواردة) ، تليها الحضانة مع الأجسام المضادة الثانوية المترافقة بالفلوروفور. ثم تم شطف عينات الأنسجة وتركيبها لفحص المجهر متحد البؤر. كشفت الصور عن وجود خلايا شعر أمبولر وبقعة وهياكل عصبية. يوضح هذا البروتوكول أنه من الممكن حصاد أنسجة الأذن الداخلية البشرية السليمة وعالية الجودة من المتبرعين الأحياء وقد يوفر أداة مهمة لدراسة أمراض الأذن.

Introduction

يصعب دراسة الأذن الداخلية للإنسان الحي نظرا لموقعها داخل عظم الكبسولة الأذنية الكثيفة للعظم الصدغي. وبالتالي ، كان الوصول إلى الأنسجة الداخلية البشرية محدودا ، واعتمد الباحثون بشكل أساسي على حصاد الأنسجة بعد الوفاة. كان علم الأنسجة العظمية الصدغي بعد الوفاة (TBH) أداة مهمة لفهم أمراض الأذن البشرية لأكثر من 100 عام1،2،3. يتم تحضير أنسجة TBH عن طريق حصاد العظم الصدغي بعد الوفاة ، وهي عملية طويلة (9-10 أشهر) لإزالة الكلس وتحضير الأنسجة ، تليها تلطيخ الهيماتوكسيلين واليوزين. في حين أن TBH سيظل أداة أساسية للكشف عن معلومات جديدة حول الأذن الداخلية البشرية السليمة والمريضة ، فإن أوقات ما بعد الوفاة الطويلة وطرق معالجة الأنسجة الطويلة والقاسية تحد من فائدتها لأغراض معينة ، مما يستلزم طرقا مساعدة لدراسة أنسجة الأذن الداخلية البشرية. يمكن للتصوير بالرنين المغناطيسي عالي الدقة تصور أعضاء الأذن الداخلية ولكنه يفتقر إلى الدقة الكافية لعرض الهياكل على المستوى الخلوي أو الجزيئي4،5. بسبب هذه التحديات ، لا تزال العديد من أمراض الأذن الداخلية للإنسان غير مفهومة جيدا.

النهج البديل هو حصاد أنسجة الأذن الداخلية أثناء الجراحة. أثناء استئصال المتاهة أو استئصال الورم الشفاني الدهليزي عبر التاهة ، يتم التضحية بأنسجة الأذن الداخلية عن قصد. تم استخدام الأوتريلات التي يتم حصادها من المرضى أثناء استئصال الورم الشفاني الدهليزي عبر التاهة لتوصيف مورفولوجيا خلايا الشعر الدهليزي6،7،8 ودراسة تجديد خلايا الشعر9،10. في الآونة الأخيرة ، تم تطوير تقنيات لحصاد أعضاء الأذن الداخلية من المتبرعين بالأعضاء باستخدام نهج عبر القناة يمكن استخدامه لإزالة الأذن والأعضاء النهائية الدهليزية الأخرى المحتملة من خلال نافذة بيضاوية موسعة مع الحد الأدنى من صدمة الأنسجة11،12. باستخدام هذه التقنية ، كان من الممكن توصيف ملفات تعريف النسخ أحادية الخلية للجسمالبشري 13. ومع ذلك ، فإن هذه التقنيات تعرض أعضاء الأذن الداخلية لظروف غير فسيولوجية أثناء الحصاد. على وجه التحديد ، قد تتعرض أعضاء الأذن الداخلية لغياب السائل المحيط باللمف والغمر في الري الطبيعي بالحفر الملحي ، والذي يحتوي على تركيبة أيونية مختلفة اختلافا كبيرا عن السائل المحيط اللمفاوي. علاوة على ذلك ، يصعب تصور المتاهة الغشائية المجففة ، حتى مع التكبير الأقصى لمجهر التشغيل ، مما يجعل التشريح الجراحي الرضحي صعبا. قد تؤدي الصدمة الميكانيكية إلى مزيد من الضرر للأنسجة ، وتشير تجربتنا القصصية إلى أن الأنسجة الجراحية غالبا ما تكون ذات جودة غير كافية من التلوين المناعي بسبب التلف الميكانيكي والتنكس الخلوي. هناك حاجة إلى تقنيات جديدة لحصاد أنسجة الأذن الداخلية البشرية بشكل غير رضحي للدراسات البيولوجية التي قد توضح أمراض الأذن الداخلية البشرية غير المفهومة جيدا. نصف هنا تقنية تحت الماء لحصاد الأعضاء النهائية الدهليزية البشرية في ظل ظروف فسيولوجية أكثر أثناء استئصال المتاهة وتحليلها باستخدام التلوين المناعي.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تم تطوير هذا البروتوكول بموافقة مجلس المراجعة المؤسسية (IRB) لكلية الطب بجامعة جونز هوبكنز (IRB00203441) ووفقا للسياسات المؤسسية لاستخدام الأنسجة البشرية والمواد التي يحتمل أن تكون معدية. تم إجراء جمع الأنسجة أثناء استئصال المتاهة ، وهو جزء من الرعاية السريرية القياسية لمرض مينيير المتمرد مع نوبات التساقط.

1. استئصال المتاهة وحصاد الأنسجة

  1. الحصول على موافقة مجلس إدارة مجلس المراجعة المؤسسية المحلية (IRB) ، ومراجعة السياسات المؤسسية لاستخدام المواد البشرية والمعدية ، والحصول على الموافقة على التبرع بالأنسجة قبل استخدام هذا البروتوكول. إجراء حصاد الأنسجة أثناء استئصال المتاهة الجراحية أو نهج translabyrinthine للقناة السمعية الداخلية ، والتي تعد جزءا من الرعاية السريرية القياسية.
  2. جهز المريض.
    1. قبل تحريض التخدير ، ناقش مع فريق التخدير تجنب الشلل طويل المفعول حتى يمكن مراقبة العصب الوجهي.
    2. بمجرد تحفيز التخدير العام ، قم بتنبيب المريض وتدوير طاولة العمليات 180 درجة. ضع أقطاب مراقبة العصب الوجهي وتأكد من إعطاء الوقاية بالمضادات الحيوية قبل الجراحة.
    3. حقن 1٪ ليدوكائين مع 1: 100،000 أدرينالين في القناة السمعية الخارجية ومنطقة ما بعد الأذن. تحضير الأذن بالطريقة القياسية باستخدام البيتادين.
  3. استخدم شفرة # 15 لإنشاء شق منحني قياسي (5-6 سم) خلف الطية الخلفية للأذن.
  4. ارفع الأنسجة الرخوة بعد الأذن.
    1. تحديد اللفافة الصدغية بشكل متفوق ورفع سديلة الجلد بعد الأذن الأمامية باتجاه قناة الأذن.
    2. قم بإنشاء شق معياري على شكل 7 أشكال السمحاق ورفع السمحاق من الأمام حتى يتم تحديد العمود الفقري لهينلي وقناة الأذن العظمية. ضع ضاعدات إعادة التدريب الذاتي.
  5. إجراء استئصال الخشاء
    1. إجراء استئصال الخشاء الكامل ، وتحديد التيجمين بشكل متفوق ، والجيب السيني للخلف ، وترقق القناة السمعية الخارجية من الأمام.
    2. تحديد القناة نصف الدائرية الأفقية والعملية القصيرة للإنكوس.
      ملاحظة: لا ينبغي صحن الخشاء لضمان بقائها وعاء قادر على الاحتفاظ بالسائل لجمع الأنسجة تحت الماء.
  6. تحديد القنوات نصف الدائرية (SC).
    1. تحت مجهر التشغيل (تكبير 2-4x) ، استخدم لدغ ماسي خشن 3 مم لإزالة الخلايا الهوائية المحيطة بالمتاهة الجانبية إلى SC العلوي ، والخلايا الهوائية تحت المقوسة ، والخلايا الهوائية المتاهة الرجعية خلف SC الخلفي ، وتمتد بشكل متفوق إلى crus المشترك.
  7. اغمر المتاهة.
    1. اغمر تجويف الخشاء في محلول ملحي متوازن (BSS) وتصور المتاهة باستخدام منظار داخلي بدرجة صفر مع نظام ري غمد لتنظيف العدسة.
    2. استخدم نظام الري بغمد تنظيف العدسة لري تجويف الخشاء باستخدام BSS ، مما يؤدي إلى إزالة الدم والسماح بتحسين الرؤية للمتاهة.
  8. الخط الأزرق 'SCs.
    1. مع الحفاظ على مستوى مناسب من BSS في تجويف الخشاء واستخدام المنظار للتصور ، استخدم نتوءا ماسيا مقاس 3 مم إلى "الخط الأزرق" جميع القنوات الثلاث نصف الدائرية عن طريق الحفر بعناية بعيدا عن عظم الكبسولة الأذنية حتى تظهر القناة نصف الدائرية كخط مزرق عند عرضها بالمنظار الداخلي.
    2. قم بالري بشكل متقطع بمحلول BSS باستخدام نظام الري لغسل الدم وتحقيق التصور المناسب ، كما هو موضح في الشكل 1.
  9. حصاد SC ampullae.
    1. تحت BSS ، أدخل قبة القناة نصف الدائرية الجانبية واتبع ذلك من الأمام حتى يتم تحديد الأمبولات الخاصة بها. أدخل SC العلوي واتبع هذا وسطيا نحو الأمبولات ، والتي يمكن حصادها باستخدام أمبولات SC العليا ، اقطع قناة SC الجانبية بشكل حاد لتسهيل الإزالة.
    2. ارفع أمبولات SC الأفقية والفائقة عن الكريستا باستخدام إبرة روزين وافصل الألياف الواردة عن الظهارة والمتاهة الغشائية. ثم قم بإزالة هذه الهياكل.
    3. قم بعبور قبة SC الخلفية واتبع هذا بشكل أدنى وأمام أمبولاته. وبالمثل ، قم بحصاد أمبولات SC الخلفية وضع جميع الأنسجة في BSS على الجليد.
  10. حصاد البقعة.
    1. قم بإزالة العظم بين أمبولات SC الأفقية والخلفية لكشف الدهليز. ستتمزق الجدران الغشائية للرحم مع إزالة الأمبولات. طالما يتم الحفاظ على مستوى السوائل ، ستظل البقعة ملتصقة من الأمام. ارفعه وقم بإزالته.
    2. الكيس يجلس داخل التجويف الكروي. ارفعه بشكل حاد وإزالته من العطلة. وبالمثل ، ضع عينات الأنسجة في BSS على الجليد.
  11. نقل عينات الأنسجة على الجليد من غرفة العمليات إلى المختبر لتثبيتها في غضون ساعة واحدة من الحصاد.

2. الكيمياء المناعية والتصوير

  1. إصلاح العينة.
    1. ضع عينة الأنسجة في 4٪ بارافورمالدهيد (PFA) في 1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات (1x PBS) في درجة حرارة الغرفة (RT) مع هزاز لطيف أو اهتزاز مداري (100 دورة في الدقيقة) لمدة ساعة واحدة.
      ملاحظة: محلول PFA بنسبة 4٪ (لإجمالي 5 مل): 625 مل من محلول مخزون PFA بنسبة 32٪ + 500 مل من 10xPBS + 3875 مل من ddH2O.
  2. انقل عينات الأنسجة إلى محلول 1x PBS واشطفها 3 × 15 دقيقة (أو أكثر إذا لزم الأمر) في RT مع هزاز لطيف أو اهتزاز مداري.
  3. قم بإزالة النسيج الضام الزائد تحت مجهر التشريح في 1x PBS في RT.
  4. قم بفك الكلس للعينة.
    1. نقل عينات الأنسجة إلى 5٪ حمض الإيثيلين ديامين تترا أسيتيك (EDTA) في محلول 1x PBS لتنظيف الظهارة الحسية من بقايا العظام الدقيقة والأذن. قم بتشغيل الحضانة لمدة 15-30 دقيقة في RT ، مع هزاز لطيف أو اهتزاز مداري.
  5. مرة أخرى ، انقل عينات الأنسجة إلى محلول 1x PBS واشطفها 3 × 15 دقيقة (أو أكثر إذا لزم الأمر) في RT مع هزاز لطيف أو اهتزاز مداري.
  6. ضع 125-200 مل من المخزن المؤقت للحجب 2x (2x BB) على كل عينة واحتضنه لمدة 1.5-5 ساعات عند RT أو بين عشية وضحاها (ON) عند 4 درجات مئوية. قم بتشغيل الحضانة تحت اهتزاز مداري مستمر.
    ملاحظة: 2x المخزن المؤقت للحجب (2x BB): 1 جم من ألبومين مصل الأبقار (BSA) مذاب في ما يصل إلى 5 مل من 1x PBS مكمل بنسبة 0.5٪ Triton X-100. يعمل BSA كعامل حجب لمواقع ربط المستضد غير المحددة.
  7. صبغة باستخدام الأجسام المضادة الأولية.
    1. ضع 120-150 مل من مجموعة من الأجسام المضادة الأولية المذابة في 1x BB على التخفيف المطلوب. ضع الأجسام المضادة للأرانب المضادة للتناسين سي عند تخفيف 1: 200 (2.5 ميكروغرام / مل) ، والأجسام المضادة للأونكومودولين للماعز عند تخفيف 1: 200 (2.5 ميكروغرام / مل) ، والفأر المضاد للكالريتينين عند تخفيف 1: 300 (2.2 ميكروغرام / مل) ، و DAPI عند تخفيف 1: 1000 (1 ميكروغرام / مل). بعد ذلك ، انقل العينة (المغطاة) إلى 4 درجات مئوية (الثلاجة أو الغرفة الباردة) تحت اهتزاز مداري لطيف لحضانة ON.
      ملاحظة: 1x BB: امزج حجما متساويا من 2x BB و 1x PBS مع 0.5٪ Triton X-100.
  8. اشطف عينات المناديل في محلول 1x PBS ، 3 × 15 دقيقة (أو أكثر إذا لزم الأمر) ، في RT مع هزاز لطيف.
  9. وصمة عار باستخدام الجسم المضاد الثانوي.
    1. ضع 120-150 مل من مزيج من الأجسام المضادة الثانوية المترافقة بالفلوروفور المذابة في 1x BB عند تخفيف 1: 2000 (1 ميكروغرام / مل). قم بتطبيق الجسم المضاد الثانوي المترافق المضاد للأرانب 488 نانومتر ، والجسم المضاد الثانوي المضاد للفأر 568 نانومتر ، والجسم المضاد الثانوي المضاد للماعز 647 نانومتر.
    2. بعد ذلك ، قم باحتضان العينة (المغطاة) عند RT تحت اهتزاز مداري لطيف لمدة 1.5-2 ساعة (أو ON عند 4 درجات مئوية).
  10. اشطف عينات المناديل في محلول 1x PBS ، 3 × 15 دقيقة (أو أكثر إذا لزم الأمر) ، في RT مع هزاز لطيف.
  11. إجراء التشريح الدقيق والتركيب.
    1. تحت المجهر التشريح ، قم بإزالة الأنسجة الزائدة والأغشية من حول الظهارة الدهليزية الحسية. استخدم 70٪ من الإيثانول لتنظيف سطح شريحة الأنسجة الزجاجية ، وجففها في الهواء ، وقم بتطبيق قطرة 55 مل من وسط التثبيت المناسب.
    2. انقل عينات الأنسجة الحسية إلى وسط التركيب. استخدمي ملقطا دقيقا لتوجيه العينات برفق مع وضع جانب حزمة الشعر لأعلى في وسط التثبيت.
    3. ضع زجاج غطاء بالحجم المناسب برفق على وسط التثبيت الذي يحتوي على العينات ، في محاولة للحد من فقاعات الهواء. تأكد من أن زجاج الغطاء بدرجة سمك # 1.5 مطلوبة للفحص المجهري متحد البؤر.
    4. ضع الشرائح في منطقة مظلمة (على سبيل المثال ، درج مقاعد البدلاء) للسماح لوسط التثبيت بالضبط. أغلق زجاج الغطاء بالشريحة باستخدام طلاء أظافر شفاف واتركه يجف في منطقة مظلمة قبل فحصه بالمجهر متحد البؤر. بعد ذلك ، قم بتخزين الشرائح المختومة في الظلام (صندوق الشرائح لمجلد الشرائح) عند 4 درجات حتى التصوير.
  12. استخدم مجهرا متحد البؤر بتكبير 40x-100x مع قنوات 488 نانومتر و 657 نانومتر لتصوير العينة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

باستخدام هذه التقنية ، تم حصاد أمبولات القناة البشرية والجانبية والعليا سليمة مع الحد الأدنى من الصدمات (الشكل 2). كما يتضح من الشكل 2 ، يمكن حصاد الأمبولات بجزء كبير من القناة الغشائية. أظهرت الملصقات المناعية الفلورية باستخدام مضاد تينا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

تصف هذه الورقة تقنية جديدة للحصاد تحت الماء للأعضاء الطرفية الدهليزية في BSS باستخدام المناظير الداخلية وتحليلها باستخدام التصوير المناعي الفلوري. هنا ، نوضح حصاد الأعضاء الطرفية الدهليزية السليمة مع خلايا الشعر الدهليزي السليمة وجودة الأنسجة الكافية لنجاح الملصقات ا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر محمد ليهار على مساعدته في هذا المشروع. تم دعم هذا العمل من قبل المعهد الوطني للصمم واضطرابات التواصل الأخرى (U24DC020850).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
10x Phosphate Buffered Saline StockSigma-AldrichP5493
32% Paraformaldehyde Stock SolutionThermoFisher Scientific50-980-495
Alexa Fluor 488 Anti-Rabbit Secondary AntibodyJackson Immunoresearch111545144
Alexa Fluor 568 Anti-Mouse Secondary AntibodyJackson Immunoresearch115575146
Alexa Fluor 647 Anti-Goat Secondary AntibodyJackson Immunoresearch705607003
Balanced Salt SolutionThermoFisher Scientific14040117
Bovine Serum AlbuminSigma-Aldrich10711454001
Confocal microscopeNikon A1 A1
Cover glass (18 mm x 18 mm, thickness #1.5 )Corning 2850-18
Endo-Scrub 2 Lens Cleaning SheathMedtronicIPCES2SYSKIT
Ethylenediaminetetraacetic (EDTA) Acid SolutionSigma-AldrichE8008
Goat Anti-oncomodulin AntibodyR&D SystemsAF6345
Hopkins 0 Degree TelescopeKarl Storz
Mouse Anti-calretinin AntibodyBD Biosciences610908
ProLong Gold antifade reagentInvitrogenP10144
Rabbit Anti-tenascin C AntibodyMilliporeAB19013
Triton X-100Sigma-Aldrich9036-19-5

References

  1. Monsanto, R. D. C., Pauna, H. F., Paparella, M. M., Cureoglu, S. Otopathology in the United States: History, Current Situation, and Future Perspectives. Otol Neurotol. 39 (9), 1210-1214 (2018).
  2. Nager, G. T. Pathology of the Ear and Temporal. , Williams and Wilkins Pubs. Baltimore, MD. (1993).
  3. Schuknecht, H. Pathology of the Ear. , Lea and Febiger Pubs. Philadelphia, PA. (1993).
  4. Swartz, J. D., Loevner, L. A. Imaging of the Temporal Bone. , 4th edition, Thieme Medical Pubs. Stuttgart. (2009).
  5. Nagururu, N. V., Akbar, A., Ward, B. K. Using magnetic resonance imaging to improve diagnosis of peripheral vestibular disorders. J Neurol Sci. 439, 120300(2022).
  6. Hızlı, Ö, et al. Quantitative vestibular labyrinthine otopathology in temporal bones with vestibular schwannoma. Otolaryngol Head Neck Surg. 154 (1), 150-156 (2016).
  7. Sans, A., Bartolami, S., Fraysse, B. Histopathology of the peripheral vestibular system in small vestibular schwannomas. Am J Otol. 17 (2), 326-324 (1996).
  8. Johnson Chacko, L., et al. Growth and cellular patterning during fetal human inner ear development studied by a correlative imaging approach. BMC Dev Biol. 19 (1), 11(2019).
  9. Taylor, R. R., et al. Regenerating hair cells in vestibular sensory epithelia from humans. Elife. 7, e34817(2018).
  10. Warchol, M. E., Lambert, P. R., Goldstein, B. J., Forge, A., Corwin, J. T. Regenerative proliferation in inner ear sensory epithelia from adult guinea pigs and humans. Science. 259 (5101), 1619-1622 (1993).
  11. Aaron, K. A., et al. Selection criteria optimal for recovery of inner ear tissues from deceased organ donors. Otol Neurotol. 43 (4), e507-e514 (2022).
  12. Vaisbuch, Y., et al. Surgical Approach for rapid and minimally traumatic recovery of human inner ear tissues from deceased organ donors. Otol Neurotol. 43 (4), e519-e525 (2022).
  13. Wang, T., et al. Single-cell transcriptomic atlas reveals increased regeneration in diseased human inner ear balance organs. Nat Commun. 15 (1), 4833(2024).
  14. Creighton, F. X., Zhang, L., Ward, B., Carey, J. P. Hearing outcomes for an underwater endoscopic technique for transmastoid repair of superior semicircular canal dehiscence. Otol Neurotol. 42 (10), e1691-e1697 (2021).
  15. Schoo, W. W., Schoo, D. P., Chen, J. X., Carey, J. P. Underwater plugging of superior canal dehiscence via the middle cranial fossa is possible. Otolaryngol Head Neck Surg. 169 (6), 1702-1703 (2023).
  16. Basura, G. J., et al. Clinical practice guideline: Ménière's disease. Otolaryngol Head Neck Surg. 162 (2_suppl), S1-S55 (2020).
  17. Chandrasekhar, S. S., et al. Clinical practice guideline: Sudden hearing loss (Update). Otolaryngol Head Neck Surg. 161 (1_suppl), S1-S45 (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved