بدعم من المنح المقدمة من المعاهد الكندية للأبحاث الصحية ، وسرطان الدم والغدد اللمفاوية والمجتمع في كندا ومؤسسة الليمفوما في كندا.

إعداد الكواشف ملاحظة : جميع PBS يحتوي الكالسيوم والمغنيسيوم 2 + 2 + <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كشف الكاشف إضافة 20μM - 7 - 4 - الأمينية كلوروميثيل الكومارين ، تي BOC - يسين ، ميثيونين أميد (BOC - LM - تواجه المركز) إلى درجة حرارة الغرفة في برنامج تلفزيوني. وسوف تتطلب كل خلية تعليق 2mL كاشف الكشف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 1 ٪ لامتصاص العرق (خلايا ثابت) تمييع 4 ٪ محلول المخزون بارافورمالدهيد في درجة حرارة الغرفة في برنامج تلفزيوني. بارافورمالدهيد قسامة 1mL 1 ٪ لكل أنبوب FACS. هناك حاجة إلى ثلاث أنابيب FACS لكل شرط التجريبية (مثلا 32Dkit ، 32Dkit PD150606 + ، + 32Dkit PD98059 حاجة 9 FACS أنابيب) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PD150606 (calpain المانع) إعادة PD150606 في DMSO إلى التركيز النهائي لل100mM. حماية هذا الكاشف وجميع الخلايا المعالجة معها بعيدا عن الضوء لمدة من هذه التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PD98059 (MEK1 المانع) إعادة PD98059 في DMSO إلى التركيز النهائي لل50mM. </li></ol> تحضير خلايا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنمو الخلايا في 32Dkit 5 × 05 حتي 01 أكتوبر × 10 6 خلية لكل مليلتر في OPTI - MEM الإعلام تستكمل مع مصل بقري جنيني من 5 ٪ ، WEHI - 3 طاف كمصدر للIL - 3 (أو أي مصدر آخر لمثل هذه IL - 3 كما البروتين المؤتلف) ، 0.1 ٪ 2 - المركابتويثانول والمضادات الحيوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع 12 × 10 6 خلايا 32Dkit في أنابيب فالكون three 15mL (4 × 10 6 خلايا في أنبوب). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه الخلايا في 1000 دورة في الدقيقة لمدة 5 دقائق عند 15 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح لطاف. Resuspend الخلايا في برنامج تلفزيوني 2mL غرفة درجة الحرارة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> معاملة بعضهم مع التعليق الخلية 50μM PD150606. ضمان حماية العينة من الضوء من خلال تغطية أنبوب فالكون بورق الألمنيوم. دوامة لفترة وجيزة ثم احتضان لمدة عشرين إلى ثلاثين دقيقة في درجة حرارة الغرفة في الظلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علاج تعليق الخلية الثانية مع 20μM PD98059. لوحة الخلايا في نسيج الثقافة طبق 35mm واحتضان لمدة 2 ساعة على 37 درجة مئوية. </li></ol> Calpain الفحص في خلايا الثابتة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين أن العينات مع PD150606 يحتضنها ، والشروع في مقايسة calpain على عينات غير المعالجة. تبدأ بإضافة 2mL كاشف الكشف لتعليق كل خلية. إضافة 1mL الفور للتعليق خلية / الكشف عن خليط كاشف للأنابيب FACS معدة مسبقا مع بارافورمالدهيد 1 ٪ (0 نقطة زمنية دقيقة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الايقاف الخلية مع كاشف الكشف لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة. ثم يضاف 1mL لتعليق الخلية إلى أنبوب FACS مع 1mL بارافورمالدهيد 1 ٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة احتضان الايقاف الخلية مع خليط الكشف لمدة 5 دقائق إضافية في درجة حرارة الغرفة. ثم يضاف 1mL لتعليق الخلية إلى أنبوب FACS مع 1mL بارافورمالدهيد 1 ٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكرار الفحص calpain على الخلايا 32Dkit التي تم التعامل مع مثبطات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح الخلايا في الظلام بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيليه اليوم التالي الخلايا في 1800 دورة في الدقيقة لمدة 5 دقائق عند 15 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح لطاف. Resuspend الخلايا في برنامج تلفزيوني 750uL. مكان الخلايا والحفاظ على الجليد في الظلام. </li></ol> الحصول على بيانات عن خلايا الثابتة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل الخلايا باستخدام الثاني LSR دينار بحريني (العلوم البيولوجية). يتم تعيين المرشحات لXcyte الخفيفه (UV) ليزر ، 355nm خط الإثارة والقوة 25mW الليزر ، والانبعاثات من 405 و 450 نانومتر لالركيزة والمنتج على التوالي. مرشحات تمرير الفرقة لتكون الركيزة والمنتج و405/20 450/50. مرشحات تمريرة طويلة للمنتج هي الركيزة و405 و 450. تم تعيين PMT على الجهد 350-375 325-350 عن الركيزة وللمنتج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انشاء تجربة FACSDiva دينار بحريني مع المعلمات التالية : مبعثر إلى الأمام ؛ مبعثر الجانب ؛ الهندية - 1 أزرق (سجل) ؛ الهندية - 1 فيوليت (سجل). في ورقة العمل إعداد الرسوم البيانية التالية : مبعثر إلى الأمام مقابل مؤامرة مبعثر مع الجانب نقطة بوابة على الخلايا الحية (الشكل 1A) ، الهندية - 1 المدرج الأزرق ، الهندو الرسم البياني 1 بنفسجي ، أزرق الهندية - 1 - 1 مقابل الهندية فيوليت نقطة المؤامرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> معايرة الثاني LSR مع AlignFlow AlignFlow زائد والخرز فلوري (Invitrogen). ينبغي تعديل PMT الجهد لوضع الرسم البياني لذروة التألق حبة في نفس القناة قبل كل تجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ستبدأ بالحصول على البيانات باستخدام الخلايا 32Dkit عند النقطة الدقيقة الوقت 0. ضبط الفولتية المعلمة حسب الضرورة. الحصول على وتسجيل 10000 الأحداث في العينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تكرار للاستحواذ على كل عينة ، الشطف الجهاز مع نظام مراقبة الأصول الميدانية العازلة بين كل أنبوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصدير البيانات. يتم تنظيف ضمان LSR الثاني وفقا لمبادئ توجيهية المعهد. </li></ol> Calpain الفحص في الخلايا الحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تعليق الخلية على النحو الوارد أعلاه ، مع عدم وجود PD150606. إحضار عينات الى الثاني LSR واقامة المصافي والمعلمات على النحو الوارد أعلاه. إعداد ورقة العمل على النحو الوارد أعلاه. وتشمل مؤامرة كبيرة تظهر نقطة الهندية - 1 الأزرق مقابل الوقت. وضع برنامج للحصول على الحد الأقصى لعدد الأسطواناتنوفمبر من الأحداث (أي بوابة إيقاف). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة تعليق 50μM PD150606 خلية واحدة من الخلايا 32Dkit. الحفاظ على عينة في الظلام واحتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 20-30 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ستبدأ بالحصول على بيانات عن التعليق الخلية 32Dkit مع عدم وجود PD150606. استخدام معدل تدفق منخفض من 200-300 الأحداث في الثانية الواحدة. بعد 30 ثانية إلى 1 دقيقة إزالة أنبوب من الجهاز. إضافة 20μM BOC - LM - تواجه المركز للخلايا. دوامة لفترة وجيزة ثم مواصلة الحصول على البيانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على البيانات لمدة 10-20 دقيقة أو حتى الهضاب calpain النشاط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 3 و 4 مع الخلايا 32Dkit تعامل مع PD150606. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصدير البيانات. يتم تنظيف ضمان LSR الثاني وفقا لمبادئ توجيهية المعهد. </li></ol> Calpain الفحص بالسكان في مجمع الخلية (مختلط) * وهذه التجربة في تحديد الخلايا 32Dkit تعليق الخلية التي تحصد من الطحال الماوس. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصاد والطحال من كل الماوس. ليز وخلايا الدم الحمراء مع الكلورين NH 4 لمدة 10 دقائق في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد تعليق خلية واحدة في برنامج تلفزيوني 2mL. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم كل خلية في تعليق اثنين. 1 تعليق علاج الخلية مع 50μM PD150606 لمدة 20-30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة في الظلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المضي قدما على النحو الوارد أعلاه لCalpain الفحص في خلايا الثابتة (الخطوات 1-6) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نضح لطاف. غسل الخلايا في برنامج تلفزيوني 500μL. نضح لطاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend الخلايا في تلطيخ 200μL العازلة مع جيش صرب البوسنة 2 ٪. احتضان لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الأجسام المضادة الأولية (FITC مكافحة CD117 الماوس). ينبغي أن تستخدم الأجسام المضادة في التخفيف 1:200 في تلطيخ العازلة. ضمان أن يظل الأضداد في الظلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة الضد 200μL الأولية إلى الخلايا. احتضان لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة في الظلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة إلى 400μL PBS لزيادة حجم التدفق الخلوي. مكان الخلايا والحفاظ على الجليد في الظلام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المضي قدما كما هو موضح في الحصول على بيانات عن الخلايا الثابتة. إضافة إلى FITC المعلمات وتشمل الرسم البياني للFITC على ورقة العمل. </li></ol> تحليل النتائج والممثل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل البيانات باستخدام FlowJo (Treestar). بوابة على الخلايا الحية على أساس التعريف مبعثر إلى الأمام والجانب (الشكل 1A). تحديد مضان يعني الهندية للأزرق من بوابة خلية قابلة للحياة (1B الشكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أ) بالنسبة للسكان الخلية المختلطة <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام FITC مضان على رسوم بيانية ومخططات لتحديد نقطة السكان 32Dkit </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد مضان يعني الهندية للأزرق من السكان 32Dkit </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام Microsoft Excel إلى الرسم البياني في مضان يعني (الشكل 2A). حساب المنحدر من الخط الفاصل بين 5 و 10 دقيقة. الرسم البياني المنحدر كما رسم بياني شريطي لتحديد النشاط calpain في الخلايا (الشكل 2B). </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2050/2050fig1a.jpg" alt="الشكل 1A" /> الشكل 1A. تحديد الخلايا الحية على أساس التعريف مبعثر إلى الأمام والجانب. <img src="/files/ftp_upload/2050/2050fig1b.jpg" alt="الرقم 1B" /> 1B الرقم. مضان متوسط ​​التغير على مدى 10 دقيقة دوام. <img src="/files/ftp_upload/2050/2050fig2a.jpg" alt="الشكل 2A" /> الشكل 2A. الممثل يعني الرسم البياني لمضان. <img src="/files/ftp_upload/2050/2050fig2b.jpg" alt="الرقم 2B" /> الرقم 2B النشاط Calpain. 32Dkit في الخلايا مع مثبطات.

<ol>
	<li>Goll, D. E., Thompson, V. F., Li, H., Wei, W., Cong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Calpain System. Physiol. Rev. 83, 731-801 (2003).</li><li>Niapour, M., Berger, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+Cytometric+Measurement+of+Calpain+Activity+in+Living+Cells.">Flow Cytometric Measurement of Calpain Activity in Living Cells.</a> Cytometry A. 71A, 475-485 (2007).</li><li>Leloup, L., Daury, L., Maz&#233;res, G., Cottin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Involvement+of+the+ERK/MAP+kinase+signalling+pathway+in+milli-calpain+activation+and+myogenic+cell+migration.">Involvement of the ERK/MAP kinase signalling pathway in milli-calpain activation and myogenic cell migration.</a> The International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 39, 1177-1189 (2007).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

وقد تم تحديد النشاط في الخلايا calpain 32Dkit الثابتة والذين يعيشون في هذا البروتوكول الفيديو. أدت المعاملة من خط الخلية مع مثبط calpain PD150606 في تثبيط كامل للنشاط calpain في الخلايا. بالإضافة إلى ذلك ، أدت المعاملة مع مثبط MEK1 PD98059 في تثبيط كامل للنشاط calpain في الخلايا. إرك هو المنشط ا...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PBS BOC-LM-CMAC 4% paraformaldehyde</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Dissolve 4g paraformaldehyde in 100mL PBS. In fume hood, heat sample with stirring until clear. Let cool then store at 4&deg;C</td>
</tr>
<tr>
<td>PD150606</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Use freshly reconstituted PD150606 for maximal calpain inhibition.</td>
</tr>
<tr>
<td>PD98059</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cell Signaling Technology</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>AlignFlow, AlignFlow plus fluorescent beads FACS tubes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>LSR II</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Bioscience</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Supernatant of WEHI-3 cells is used as a source of IL-3 in these experiments. Each collection of WEHI-3 supernatant is titrated to determine the optimal concentration used for 32Dkit cell growth. </td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

measuring calpain activity in fixed and living cells by flow cytometry

Calpains موجودة في كل مكان داخل الخلايا ، والكالسيوم الحساسة ، البروتياز السيستين محايدة<sup&gt; 1</sup&gt;. Calpains تلعب أدوارا حاسمة في العديد من العمليات الفسيولوجية ، بما في ذلك إشارة وإعادة تشكيل هيكل الخلية ، وتنظيم الخلايا الجينات والتعبير وتقدم دورة الخلية<sup&gt; 1</sup&gt;. قد تورطت في الأمراض Calpains ضمور العضلات كثيرة من بينها ، والسرطان والسكري ومرض الزهايمر والتصلب المتعدد<sup&gt; 1</sup&gt;. Calpain تنظيم معقد وغير مفهومة تماما. مرنا والبروتين ربط مستويات ضعيفة للنشاط ، مما يحد من استخدام تقنيات التعبير الجيني أو البروتين لقياس النشاط calpain. تفاصيل هذا البروتوكول فيديو مقايسة تدفق cytometric تطويرها في المختبر لدينا لقياس النشاط calpain في الخلايا الحية والثابتة. يستخدم هذا الأسلوب الركيزة الفلورسنت BOC - LM - تواجه المركز ، الذي هو على وجه التحديد calpain المشقوق ، لقياس النشاط calpain.<sup&gt; 2</sup&gt; في هذا الفيديو ، ويتم قياس النشاط في calpain الثابتة ويعيشون الفئران خلايا اللوكيميا 32Dkit ، وحدها أو كجزء من مجموعة من السكان باستخدام خلية طحالية LSRII دينار بحريني (العلوم البيولوجية). وتظهر الخلايا 32Dkit أن يكون النشاط مرتفعة مقارنة splenocytes العادي.

Watch this Scientific Journal Video about Measuring Calpain Activity in Fixed and Living Cells by Flow Cytometry at JoVE.com

Measuring Calpain Activity in Fixed and Living Cells by Flow Cytometry

هذه المادة سوف بالتفصيل بروتوكول لقياس النشاط calpain في الخلايا الحية باستخدام الثابتة والتدفق الخلوي.

قياس نشاط خلايا في Calpain الثابتة والعيش من خلال التدفق الخلوي

Calpains are ubiquitous intracellular, calcium-sensitive, neutral cysteine proteases 1. Calpains play crucial roles in many physiological processes, ...

measuring-calpain-activity-in-fixed-and-living-cells-by-flow-cytometry

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

11.7K Views.  University of Toronto. هذه المادة سوف بالتفصيل بروتوكول لقياس النشاط calpain في الخلايا الحية باستخدام الثابتة والتدفق الخلوي.

Video: Measuring Calpain Activity in Fixed and Living Cells by Flow Cytometry

Following Cell-fate in E. coli After Infection by Phage Lambda

The system comprising bacteriophage (phage) lambda and the bacterium E. coli has long served as a paradigm for cell-fate determination1,2. Following the simultaneous infection of the cell by a number of phages, one of two pathways is chosen: lytic (virulent) or lysogenic (dormant)3,4. We recently developed a method for fluorescently labeling individual phages, and were able to examine the post-infection decision in real-time under the microscope, at the level of individual phages and cells5. Here, we describe the full procedure for performing the infection experiments described in our earlier work5. This includes the creation of fluorescent phages, infection of the cells, imaging under the microscope and data analysis. The fluorescent phage is a "hybrid", co-expressing wild- type and YFP-fusion versions of the capsid gpD protein. A crude phage lysate is first obtained by inducing a lysogen of the gpD-EYFP (Enhanced Yellow Fluorescent Protein) phage, harboring a plasmid expressing wild type gpD. A series of purification steps are then performed, followed by DAPI-labeling and imaging under the microscope. This is done in order to verify the uniformity, DNA packaging efficiency, fluorescence signal and structural stability of the phage stock. The initial adsorption of phages to bacteria is performed on ice, then followed by a short incubation at 35&deg;C to trigger viral DNA injection6. The phage/bacteria mixture is then moved to the surface of a thin nutrient agar slab, covered with a coverslip and imaged under an epifluorescence microscope. The post-infection process is followed for 4 hr, at 10 min interval. Multiple stage positions are tracked such that ~100 cell infections can be traced in a single experiment. At each position and time point, images are acquired in the phase-contrast and red and green fluorescent channels. The phase-contrast image is used later for automated cell recognition while the fluorescent channels are used to characterize the infection outcome: production of new fluorescent phages (green) followed by cell lysis, or expression of lysogeny factors (red) followed by resumed cell growth and division. The acquired time-lapse movies are processed using a combination of manual and automated methods. Data analysis results in the identification of infection parameters for each infection event (e.g. number and positions of infecting phages) as well as infection outcome (lysis/lysogeny). Additional parameters can be extracted if desired.

Following Cell-fate in E. coli After Infection by Phage Lambda

This article describes the procedure for preparing a fluorescently-labeled version of bacteriophage lambda, infection of E. coli bacteria, following the infection outcome under the microscope, and analysis of infection results.

بعد الخلوي في مصير<em&gt; E. القولونية</em&gt; بعد الإصابة التي كتبها لامدا بالعاثية

The system comprising bacteriophage (phage) lambda and the bacterium E. coli has long served as a paradigm for cell-fate determination1,2. Following the ...

Cell-based Flow Cytometry Assay to Measure Cytotoxic Activity

Cytolytic activity of CD8+ T cells is rarely evaluated. We describe here a new cell-based assay to measure the capacity of antigen-specific CD8+ T cells to kill CD4+ T cells loaded with their cognate peptide. Target CD4+ T cells are divided into two populations, labeled with two different concentrations of CFSE. One population is pulsed with the peptide of interest (CFSE-low) while the other remains un-pulsed (CFSE-high). Pulsed and un-pulsed CD4+ T cells are mixed at an equal ratio and incubated with an increasing number of purified CD8+ T cells. The specific killing of autologous target CD4+ T cells is analyzed by flow cytometry after coculture with CD8+ T cells containing the antigen-specific effector CD8+ T cells detected by peptide/MHCI tetramer staining. The specific lysis of target CD4+ T cells measured at different effector versus target ratios, allows for the calculation of lytic units, LU30/106 cells. This simple and straightforward assay allows for the accurate measurement of the intrinsic capacity of CD8+ T cells to kill target CD4+ T cells.

This protocol describes a sensitive, cell-based cytotoxicity assay. By enumerating the decrease in frequency of live target CD4+ T cells in the presence of an increasing number of effector CD8+ T cells, this assay allows for the direct assessment of cytolytic activity of antigen-specific CD8+ T cells.

Cytolytic activity of CD8+ T cells is rarely evaluated. We describe here a new cell-based assay to measure the capacity of antigen-specific CD8+ T cells ...

Measuring Attachment and Internalization of Influenza A Virus in A549 Cells by Flow Cytometry

Attachment to target cells followed by internalization are the very first steps of the life cycle of influenza A virus (IAV). We provide here a detailed protocol for measuring relative changes in the amount of viral particles that attach to A549 cells, a human lung epithelial cell line, as well as in the amount of particles that are internalized into the cell. We use biotinylated virus which can be easily detected following staining with Cy3-labeled streptavidin (STV-Cy3). We describe the growth, purification and biotinylation of A/WSN/33, a widely used IAV laboratory strain. Cold-bound biotinylated IAV particles on A549 cells are stained with STV-Cy3 and measured using flow cytometry. To investigate uptake of viral particles, cold-bound virus is allowed to internalize at 37 &#176;C. In order to differentiate between external and internalized viral particles, a blocking step is applied: Free binding spots on the biotin of attached virus on the cell surface are bound by unlabeled streptavidin (STV). Subsequent cell permeabilization and staining with STV-Cy3 then enables detection of internalized viral particles. We present a calculation to determine the relative amount of internalized virus. This assay is suitable to measure effects of drug-treatments or other manipulations on attachment or internalization of IAV.

We present a protocol describing a semi-quantitative method for measuring both, the attachment of influenza A virus to A549 cells, as well as the internalization of virus particles into the target cells by flow cytometry.

قياس مرفق والتطبع الأنفلونزا A الفيروسات في خلايا A549 بواسطة التدفق الخلوي

Attachment to target cells followed by internalization are the very first steps of the life cycle of influenza A virus (IAV). We provide here a detailed ...

Fluorescence-activated Cell Sorting for Purification of Plasmacytoid Dendritic Cells from the Mouse Bone Marrow

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method enables researchers to better understand the characteristics of a single cell population without the influence of other cells. Compared to other methods of cell enrichment, such as magnetic-activated cell sorting (MCS), FACS is more flexible and accurate for cell separation due to the ability of phenotype detection by flow cytometry. In addition, FACS is usually capable of separating multiple cell populations simultaneously, which improves the efficiency and diversity of experiments. Although FACS has some limitations, it has been broadly used to purify cells for functional studies in both in vitro and in vivo settings. Here we report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate a very rare population of immune cells, plasmacytoid dendritic cells (pDC), with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for in vitro functional studies of pDC.

We report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate plasmacytoid dendritic cells (pDC) with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for functional studies of pDC.

مضان تنشيط الفرز الخليوي لتنقية الخلايا الجذعية بلازماوية الشكل من الفأر نخاع العظم

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method ...

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and their important role in lung development and function, as well as their lung-localized responses to infection and inflammation. To date, no unified method for identification, isolation, and handling of alveolar macrophages from humans and mice exists. Such a method is needed for studies on these important innate immune cells in various experimental settings. The method described here, which can be easily adopted by any laboratory, is a simplified approach to harvesting alveolar macrophages from bronchoalveolar lavage fluid or from lung tissue and maintaining them in vitro. Because alveolar macrophages primarily occur as adherent cells in the alveoli, the focus of this method is on dislodging them prior to harvest and identification. The lung is a highly vascularized organ, and various cell types of myeloid and lymphoid origin inhabit, interact, and are influenced by the lung microenvironment. By using the set of surface markers described here, researchers can easily and unambiguously distinguish alveolar macrophages from other leukocytes, and purify them for downstream applications. The culture method developed herein supports both human and mouse alveolar macrophages for in vitro growth, and is compatible with cellular and molecular studies.

Isolation and In Vitro Culture of Murine and Human Alveolar Macrophages

This communication describes methodologies for isolation and culture of alveolar macrophages from humans and murine models for experimental purposes.

العزلة والثقافة في المختبر من البلاعم السنخية مورين والبشرية

Alveolar macrophages are terminally differentiated, lung-resident macrophages of prenatal origin. Alveolar macrophages are unique in their long life and ...

Preparation of Whole Bone Marrow for Mass Cytometry Analysis of Neutrophil-lineage Cells

In this article, we present a protocol that is optimized to preserve neutrophil-lineage cells in fresh BM for whole BM CyTOF analysis. We utilized a myeloid-biased 39-antibody CyTOF panel to evaluate the hematopoietic system with a focus on the neutrophil-lineage cells by using this protocol. The CyTOF result was analyzed with an open-resource dimensional reduction algorithm, viSNE, and the data was presented to demonstrate the outcome of this protocol. We have discovered new neutrophil-lineage cell populations based on this protocol. This protocol of fresh whole BM preparation may be used for 1), CyTOF analysis to discover unidentified cell populations from whole BM, 2), investigating whole BM defects for patients with blood disorders such as leukemia, 3), assisting optimization of fluorescence-activated flow cytometry protocols that utilize fresh whole BM.

Here, we present a protocol to process fresh bone marrow (BM) isolated from mouse or human for high-dimensional mass cytometry (Cytometry by Time-Of-Flight, CyTOF) analysis of neutrophil-lineage cells.

إعداد نخاع العظام كله لتحليل الكتلة الخلايا من الخلايا العدلية النسب

In this article, we present a protocol that is optimized to preserve neutrophil-lineage cells in fresh BM for whole BM CyTOF analysis. We utilized a ...

Measuring Phagocytosis of Aspergillus fumigatus Conidia by Human Leukocytes using Flow Cytometry

Invasive pulmonary infection by the mold Aspergillus fumigatus poses a great threat to immunocompromised patients. Inhaled fungal conidia (spores) are cleared from the human lung alveoli by being phagocytosed by innate monocytes and/or neutrophils. This protocol offers a fast and reliable measurement of phagocytosis by flow cytometry using fluorescein isothiocyanate (FITC)-labeled conidia for co-incubation with human leukocytes and subsequent counterstaining with an anti-FITC antibody to allow discrimination of internalized and cell-adherent conidia. Major advantages of this protocol are its rapidness, the possibility to combine the assay with cytometric analysis of other cell markers of interest, the simultaneous analysis of monocytes and neutrophils from a single sample and its applicability to other cell wall-bearing fungi or bacteria. Determination of percentages of phagocytosing leukocytes provides a means to microbiologists for evaluating virulence of a pathogen or for comparing pathogen wildtypes and mutants as well as to immunologists for investigating human leukocyte capabilities to combat pathogens.

Measuring Phagocytosis of Aspergillus fumigatus Conidia by Human Leukocytes using Flow Cytometry

This protocol provides a fast and reliable method to quantitatively measure phagocytosis of Aspergillus fumigatus conidia by human primary phagocytes using flow cytometry and to discriminate phagocytosis of conidia from mere adhesion to leukocytes.

قياس كثرة الفندره من الرشاشيات تبخير كونيديا من قبل الكريات البيضاء البشرية باستخدام تدفق الخلوي

Invasive pulmonary infection by the mold Aspergillus fumigatus poses a great threat to immunocompromised patients. Inhaled fungal conidia (spores) are ...

Measuring Erythrocyte Complement Receptor 1 Using Flow Cytometry

CR1 (CD35, Complement Receptor type 1 for C3b/C4b) is a high molecular weight membrane glycoprotein of about 200 kDa that controls complement activation, transports immune complexes, and participates in humoral and cellular immune responses. CR1 is present on the surface of many cell types, including erythrocytes, and exhibits polymorphisms in length, structure (Knops, or KN, blood group), and density. The average density of CR1 per erythrocyte (CR1/E) is 500 molecules per erythrocyte. This density varies from one individual to another (100&#8211;1,200 CR1/E) and from one erythrocyte to another in the same individual. We present here a robust flow cytometry method to measure the density of CR1/E, including in subjects expressing a low density, with the help of an amplifying immunostaining system. This method has enabled us to show the lowering of CR1 erythrocyte expression in diseases such as Alzheimer&#39;s disease (AD), systemic lupus erythematosus (SLE), AIDS, or malaria.

The aim of this method is to determine the CR1 density in the erythrocytes of any subject by comparing with three subjects whose erythrocyte CR1 density is known. The method uses flow cytometry after immunostaining of the subjects&#39; erythrocytes by an anti-CR1 monoclonal antibody coupled to an amplified system using phycoerythrin (PE).

قياس مستقبلات مكملة الإريثروسيت 1 باستخدام قياس التدفق الخلوي

CR1 (CD35, Complement Receptor type 1 for C3b/C4b) is a high molecular weight membrane glycoprotein of about 200 kDa that controls complement activation, ...

Measuring Naturally Acquired Phagocytosis-Inducing Antibodies to Plasmodium falciparum Parasites by a Flow Cytometry-Based Assay

The protocol describes how to set up and run a flow cytometry-based phagocytosis assay of Plasmodium falciparum-infected erythrocytes (IEs) opsonized by naturally acquired IgG antibodies specific for VAR2CSA. VAR2CSA is the parasite antigen that mediates the selective sequestration of IEs in the placenta that can cause a severe form of malaria in pregnant women, called placental malaria (PM). Protection from PM is mediated by VAR2CSA-specific antibodies that are believed to function by inhibiting placental sequestration and/or by opsonizing IEs for phagocytosis. The assay employs late-stage-synchronized IEs that have been selected in vitro to express VAR2CSA, plasma/serum-antibodies from women with naturally acquired PM-specific immunity, and the phagocytic cell line THP-1. However, the protocol can easily be modified to assay the functionality of antibodies to any parasite antigen present on the IE surface, whether induced by natural exposure or by vaccination. The assay offers simple and high-throughput evaluation, with good reproducibility, of an important functional aspect of antibody-mediated immunity in malaria. It is, therefore, useful when evaluating clinical immunity to P. falciparum malaria, a major cause of morbidity and mortality in the tropics, particularly in sub-Saharan Africa.

Measuring Naturally Acquired Phagocytosis-Inducing Antibodies to Plasmodium falciparum Parasites by a Flow Cytometry-Based Assay

The overall goal of this protocol is to provide instruction on how to measure the capacity of antibodies present in sera or plasma of individuals, naturally exposed to Plasmodium falciparum infection, to opsonize and induce phagocytosis of the parasite-infected erythrocytes (IEs).

قياس المكتسبة بشكل طبيعي Phagocytosis-تحريض الأجسام المضادة لبلاموديوم فالسيباروم الطفيليات من قبل تدفق Cytometry القائم على المقايسة

The protocol describes how to set up and run a flow cytometry-based phagocytosis assay of Plasmodium falciparum-infected erythrocytes (IEs) opsonized by ...

Analysis of SAMHD1 Restriction by Flow Cytometry in Human Myeloid U937 Cells

Sterile &#945;-motif/histidine-aspartate domain-containing protein 1 (SAMHD1) inhibits replication of HIV-1 in quiescent myeloid cells. U937 cells are widely used as a convenient cell system for analyzing SAMHD1 activity due to a low level of SAMHD1 RNA expression, leading to undetectable endogenous protein expression. Based on similar assays developed in the Stoye laboratory to characterize other retroviral restriction factors, the Bishop lab developed a two-color restriction assay to analyze SAMHD1 in U937 cells. Murine Leukaemia Virus-like particles expressing SAMHD1, alongside YFP expressed from an IRES, are used to transduce U937 cells. Cells are then treated with phorbol myristate acetate to induce differentiation to a quiescent phenotype. Following differentiation, cells are infected with HIV-1 virus-like particles expressing a fluorescent reporter. After 48 h, cells are harvested and analyzed by flow cytometry. The proportion of HIV-infected cells in the SAMHD1-expressing population is compared to that in internal control cells lacking SAMHD1. This comparison reveals a restriction ratio. SAMHD1 expression leads to a five-fold reduction in HIV infection, corresponding to a restriction ratio of 0.2. Our recent substitution of RFP for the original GFP as the reporter gene for HIV infection has facilitated flow cytometry analysis.
This assay has been successfully used to characterize the effect of amino acid substitutions on SAMHD1 restriction by transducing with viruses encoding altered SAMHD1 proteins, derived from site-directed mutagenesis of the expression vector. For example, the catalytic site substitutions HD206-7AA show a restriction phenotype of 1, indicating a loss of restriction activity. Equally, the susceptibility of different tester viruses can be determined. The assay can be further adapted to incorporate the effect of differentiation status, metabolic status, and SAMHD1 modifiers to better understand the relationship between SAMHD1, cell metabolic state, and viral restriction.

Described here is an established method to determine the extent of HIV-1 restriction by the cellular inhibitory protein SAMHD1. Human myeloid lineage U937 cells are transduced with a SAMHD1 expression vector co-expressing YFP, differentiated and then challenged with HIV-RFP. The level of restriction is determined by flow cytometry analysis.

تحليل تقييد SAMHD1 عن طريق قياس التدفق الخلوي في خلايا U937 النخاعية البشرية

Sterile &#945;-motif/histidine-aspartate domain-containing protein 1 (SAMHD1) inhibits replication of HIV-1 in quiescent myeloid cells. U937 cells are ...