The authors thank David Larson for developing the original protocol for imaging the live Drosophila pupal eye. We thank our colleagues Richard Carthew, Shoichiro Tsukita and Matthew Freeman, who developed the transgenic flies that we combined to generate our live-imaging fly lines. Brittany Baldwin-Hunter gave helpful comments on the manuscript. This work was supported by start-up funds awarded to Ruth Johnson by Wesleyan University.

ويبين الشكل 3 ملخصا لإجراء التجارب. 1. إعداد الأنسجة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحديد عواقب التعبير معدلة من الجينات في المصالح، وإنشاء الصليب التالية في مكررة والحفاظ على درجة حرارة 25 درجة C: UAS-التحوير (ذكور) X-GMR GAL4. UAS-α-القط: GFP، يو بي آي-DE-كاد: GFP. + / SM5-TM6b (الإناث البكر) ملاحظة: للحصول على السيطرة الأنسجة عبر UAS-lacZ الذكور GMR-GAL4. UAS-α-القط: GFP، يو بي آي-DE-كاد: إناث GFP. β غالاكتوزيداز يولد عدم وجود عيوب في سلوك الخلية في شبكية العين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتعزيز فعالية الجينات المحورة رني، عبر UAS-رني الذكور إلى GMR-GAL4، UAS-DCR-2. UAS-α-القط: GFP، يو بي آي-DE-كاد: GFP. + / SM5-TM6b الإناث البكر. ملاحظة: العيوب العرضية في سلوك الخلية في الشبكية التعبير لوحظت خارج الرحم DCR-2 (لا تظهر البيانات). ويوصى اليقظة في حالة استخدام هذا النهج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Sالمنتخب الأبيض قبل الشرانق من التراكيب الوراثية المناسبة ومكان في 1.5 مل أنابيب microcentrifuge. إذا الشرانق التعبير عن DCR-2، حدد الشرانق إما ذكرا أو أنثى: التعبير عن UAS-DCR-2، وهو إدراج على كروموسوم X، هو أقوى في الذكور. الشرانق يجب بالغت في 0 ساعة APF قبل تصبغ في حالة العذراء - الغدد التناسلية للذكور واضحة كما الكرات شفافة كبيرة على الجانبين الجانبية للخادرة (حوالي ثلث من الخلفي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان أنابيب microcentrifuge تحتوي على الشرانق، في بلاغ البلاستيك مربع نظيفة في 25 ° C. لمنع جفاف مكان الشرانق قطعة 10 سم 2 من الأنسجة، وينقع في الماء المقطر، في مربع تلميح. ملاحظة: إذا كانت الرطوبة في مربع طرف تصبح مرتفعة جدا قد تصبح حالة العذراء فطير ويصعب تشريح في الخطوات اللاحقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لمدة الوقت المناسب. لالتقاط السلوكيات الخلية المرتبطة الزخرفة العين، وإعداد الشرانق للتصوير في حوالي 17 ساعة APF، 20 ساعة APF أو 24 ساعة APF. انظر ممثل النتائج لمزيد من المناقشة في حين لوحظ السلوكيات خلية معينة أفضل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع قطعة من الشريط على الوجهين الطازج على طبق تشريح sylgard الأسود. ضع الجانب خادرة، الظهرية يصل، مع رئيس خادرة انضمت إلى الوجهين الشريط (الشكل 1A) وليس محاولة التمسك الصدرية ومناطق البطن من خادرة إلى الشريط على الوجهين. مع ملقط رفع بعناية وإزالة الغطاء الخيشومي لفضح رئيس العذراء. المسيل للدموع على طول الجانب من حالة العذراء لفضح منطقة حول عين واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف إزالة خادرة من شريط لاصق. إذا بقيت ملتصقة خادرة، وتطبيق كمية صغيرة من الماء المقطر إلى تقاطع بين حالة العذراء والشريط لإضعاف التصاق. </li></ol> 2. تركيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بناء صغير 15 مم 2 الإطار من الورق النشاف وكمة ثقب في middlethat هو 5.5 ملم وقطرها (الشكل 1B). تزج في الماء المقطر ومكان فيوسط شريحة المجهر. باستخدام حقنة 30 سم مكعب، اخراج حلقة موحدة من الفازلين لتطويق إطار ورقة النشاف. تأكد من أن عصابة الفازلين أعلى هامشيا من عرض خادرة وأن قطر الدائري هو أقل هامشيا من عرض زلة غطاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة حبة صغيرة من الفازلين مباشرة على الشريحة، في حفرة لكمات في ورقة النشاف (الشكل 1C) .Carefully ترتيب خادرة، على جانبها، بدعم من حبة الفازلين (1D الشكل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع ساترة على رأس عصابة الفازلين بحيث إنها تجري اتصالات مع ظهارة فوق الظهارة العصبية العين (الشكل 1D). ضغط بلطف إعداد لختم ساترة ضد الفازلين وتوليد سطح التماس شقة صغيرة بين منطقة العين العذراء وساترة. </li></ol> 3. الإسفار التصوير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صورة إعداد العذراء باستخدامالمجهر الفلورسنت. كل القبض على 7 دقائق أقسام التسلسلية من خلال المجال قمية من الظهارة العصبية العين، في منطقة تقاطعات الملتصقة. ملاحظة: أ) أقسام مسلسل المناسبة وعادة ما تكون 4-5 في ض المكدس تتألف من 0.2 ميكرون ض الخطوات. ب) المخالفات في طوبولوجيا من ظهارة، بما في ذلك المطبات خفيفة وطيات، قد جعلها صعبة للحصول على التركيز في الصور من مناطق واسعة من الأنسجة. بينما التصوير، ويمكن للمرء أن يجد جزء من مجال اهتمام أن تكون في التركيز، ومنطقة مجاورة ليكون خارج نطاق التركيز. يمكن أن تشمل قطرات صغيرة من الماء المقطر بين العين العذراء وساترة القضاء على بعض طيات النسيج الحادة ولكن ليس سمة طوبولوجيا تفاوت أقل ما يقال من المراحل المبكرة من العذراء التشكل العين. في هذه الحالات oversample الأنسجة من خلال توسيع ض المكدس حتى في التركيز يتم الحصول على شرائح للحقل بأكمله. ج) الحصول أقسام التسلسلية يجب على كل 7 دقائق تمكن الحية التصوير لمدة 3 إلى 4 ساعات من دون redu كبيرةction في شدة GFP مضان يمكن أن تكون ضارة جودة الصورة. -فترات زمنية أقصر قد يقلل من الوقت الإجمالي من التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يستمر التصوير لمدة 3 إلى 4 ساعات. لا تستخدم التركيز التلقائي وظيفة الوقت الذي يتوفر على العديد من المجاهر الفلورية منذ نمو العذراء وضخ الدملمف يتحرك الموقف من شبكية العين والحذر مطلوب كل 14-21 دقيقة إعادة تركيز. ملاحظة أن التصوير ما بعد 4 ساعات قد تبطئ أو المماطلة التشكل من العين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام برامج إزالة التفاف المناسب للحد من خلفية وتعزيز النقيض من الصور قسم التسلسلية. لكل ملف ض المكدس، نفذ ما يلي في برنامج LAS AF (انظر جدول المواد): انتقل إلى لوحة الأدوات، حدد 3D إزالة التفاف وانقر فوق تطبيق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توليد أقصى قدر من الإسقاط (MP) صورة لكل ملف كومة deconvoluted: انتقل إلى لوحة الأدوات، حدد 3D الإسقاط وانقر فوق تطبيق. ملاحظة: قد تفشل الخوارزمية الإسقاط القصوى لتوليد موحدةلاي في التركيز على الصورة لالأنسجة التي تم oversampled. ويرد وهناك تقنية لشحذ مناطق خارج نطاق التركيز في الخطوة 5.2. </li></ol> 4. ما بعد التصوير العذراء الانقاذ والنمط الظاهري التأكيد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمعالجة ما إذا تم إدخال القطع الأثرية أو خادرة أذى أثناء التصوير، وإزالة بعناية خادرة من تلاعب التصوير: باستخدام ملقط إزالة ساترة ونقل خادرة إلى قارورة نظيفة من المواد الغذائية. يخزن في درجة حرارة الغرفة أو 25 ° C حتى يظهر الطاير الكبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدرس بعناية النمط الظاهري من العين الكبار ومقارنة لعيون الذباب الكبار الناشئة عن الصليب ذبابة الأصلي. </li></ol> تجهيز 5. صورة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التلقائي محاذاة الصورة: ملاحظة: سوف الأنسجة الحية ذبابة الفاكهة التحول والنمو في جميع مراحل عملية التصوير. ونتيجة لذلك، تجمع مراكز الصور في نقاط زمنية متتالية قد لا تتوافق مع نفس النقطة في الأنسجة ذبابة الفاكهة. وبالإضافة إلى ذلكالقرص شبكية العين بأكمله يدور حول 30 درجة بين ~ 21 و 23 ساعة APF. لتسليط الضوء على السلوكيات خلية فردية والحد من الانحرافات الناجمة عن النمو العضوي، محاذاة كل MP image.While هذا لا يمكن أن يؤديها يدويا، وبرامج تحرير الصور المستخدمة هنا (انظر جدول المواد) وقد بنيت في الخوارزميات التي يمكن تسريع هذه العملية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من علامة التبويب ملف من القائمة الرئيسية، مخطوطات المفتوحة والملفات تحميل مختارة في المكدس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استيراد ملفات الصور النائب في لوحة الطبقات تحميل واختر موافق. تأكد من أن محاولة خيار الصور المصدر إلى محاذاة تلقائيا لم يتم تحديد. ملاحظة: إذا تم تحديد هذا الخيار، فإن البرنامج قد يستخدم خوارزمية المحاذاة أن يشوه بيانات الصورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد تحميل جميع ملفات MP إلى جزء الطبقات، تأكد من أن جميع الصور هي حسب الترتيب الزمني بحيث أقرب نقطة زمنية هي في الجزء العلوي من طبقة المكدس. إذا كانت الطبقات ليست في الصحيح النظام، وسحب وإسقاط لهم حتى يتم أمروابشكل صحيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الطبقات لصناعة السيارات في محاذاة من علامة التبويب تحرير من القائمة الرئيسية. اختر تعديل وانقر فوق موافق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا فشلت خوارزمية لصناعة السيارات في محاذاة لتوجيه الإطارات إلى نقطة محورية ذات الصلة، إجراء تعديلات طفيفة باستخدام أداة التحريك. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شحذ مركب: ملاحظة: خارج نطاق التركيز مناطق صورة النائب الأولية يمكن شحذ التي كتبها &#39;الزراعة&#39; كومة المقابلة deconvoluted في مجال البرمجيات LAS AF. الاقتصاص ملف كومة يسمح احد لتقييد فترة من كومة ض أن تخضع لخوارزمية الإسقاط القصوى يدويا. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> موقع الدالة المحاصيل في لوحة الأدوات (ضمن علامة التبويب عملية). تقييد يدويا شرائح الأولية والنهائية بحيث أنها تغطي فقط الحزام التصاق داخل المنطقة في البداية خارج نطاق التركيز. انقر فوق تطبيق لإنشاء ملف كومة الجديد الذي هو الأمثل لهذه المنطقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توليد إسقاط الحد الأقصى الجديد لكومة الأمثل محليا وتصدير كملف TIFF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الالبريد تحرير الصور البرمجيات (انظر جدول المواد)، مخطوطات المفتوحة (الموجود في علامة التبويب ملف من القائمة الرئيسية) وحدد تحميل الملفات إلى المكدس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استيراد الأولي ملف الصورة MP وملف النائب الأمثل محليا لنقطة زمنية معينة في لوحة الطبقات تحميل واختر موافق. تأكد من أن محاولة خيار الصور المصدر إلى محاذاة تلقائيا لم يتم تحديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد كل الطبقات في الطبقات جزء ثم اختيار الطبقات لصناعة السيارات في مزيج (الموجود في علامة التبويب تحرير من القائمة الرئيسية) لإخفاء المناطق المناسبة من الصورتين تلقائيا، مما أسفر عن موحد في مجال التركيز في شبكية العين. حفظ هذه الصورة المركبة كملف TIFF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 5.2.1 خلال 5.2.5 لجميع الصور النائب دون المستوى الأمثل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزيد من التعديلات: تدوير، والمحاصيل، وضبط مستويات من الطبقات الفيلم: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع كل من الطبقات المحددة، استخدم أداة التحويل (تحرير&gt; تحويل حر) لتدوير الصور بحيث محور الظهري البطني من شبكية العين هو الانحيازإلى ذ محور الإطار الفيلم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لزم الأمر، استخدم أداة الاقتصاص للحد من مجال الرؤية إلى الحجم المطلوب والشكل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام تعديل مستوى (الإطارات الفردية) للمساعدة في تعزيز التباين بين غشاء الخلية وخلايا الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لأغراض الأسلوبية والتأكيد على السلوكيات خلية معينة، وإدخال اللون كاذبة لتسليط الضوء على النقاط المثيرة للاهتمام في كل إطار. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الرسوم المتحركة: تحويل الصور إلى الفيلم: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح جزء الرسوم المتحركة من علامة التبويب ويندوز من القائمة الرئيسية. حدد جعل إطارات من طبقات من القائمة الموجودة في الزاوية اليمنى العليا من جزء الرسوم المتحركة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاحظ أن طبقات تضاف إلى جزء الرسوم المتحركة في ترتيب تسلسلي بدءا من أسفل المكدس. لعكس ترتيب إطارات، أولا تحديد كافة الإطارات ثم حدد عكس إطارات من قائمة لوحة الرسوم المتحركة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الإطار الزمني تأخير لكل إطار باستخدام القائمة المنسدلة أدناه إطار الإبهامالأظافر. ملاحظة: تأخير الإطار لأفلام 1-4 المقدمة في هذه الورقة هو 0.8 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من علامة التبويب ملف من القائمة الرئيسية، وفتح التصدير وتحديد تجسيد الفيديو. اختر تصدير QuickTime تحت خيارات الملف وتحديد تنسيق الفيديو المطلوب. تحت تجعل تحديد خيارات معدل الإطار إلى مخصص، أدخل معدل الإطار 15، ثم انقر تجعل. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Oda, H., Tsukita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+cell-cell+adherens+junctions+reveals+that+Drosophila+mesoderm+invagination+begins+with+two+phases+of+apical+constriction+of+cells.">Real-time imaging of cell-cell adherens junctions reveals that Drosophila mesoderm invagination begins with two phases of apical constriction of cells.</a> J. Cell. Sci. 114, 493-501 (2001).</li><li>Oda, H., Tsukita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+features+of+adherens+junctions+during+Drosophila+embryonic+epithelial+morphogenesis+revealed+by+a+Dalpha-catenin-GFP+fusion+protein.">Dynamic features of adherens junctions during Drosophila embryonic epithelial morphogenesis revealed by a Dalpha-catenin-GFP fusion protein.</a> Dev. Genes Evol. 209, 218-225 (1999).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li><li>Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+fate+specification+in+the+developing+Drosophila.+retina.">Cell fate specification in the developing Drosophila. retina.</a> Dev Suppl. , 19 (1993).</li><li>Wolff, T., Ready, D. F., Bate, M., Arias, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+in+the+Drosophila.+retina.">Pattern formation in the Drosophila. retina.</a> The Development of Drosophila melanogaster. , 1277-1325 (1993).</li><li>Larson, D. E., Liberman, Z., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+behavior+in+the+developing.+Drosophila+pupal+retina.">Cellular behavior in the developing. Drosophila pupal retina.</a> Mech. Dev. 125, 223-234 (2008).</li><li>Monserrate, J. P., Brachmann, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+death+zone:+a+spatially+restricted+region+for+programmed+cell+death+that+sculpts+the+fly+eye.">Identification of the death zone: a spatially restricted region for programmed cell death that sculpts the fly eye.</a> Cell Death Differ. 14, 209-217 (2007).</li><li>Lee, Y. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+roles+for+Drosophila+Dicer-1+and+Dicer-2+in+the+siRNA/miRNA+silencing+pathways.">Distinct roles for Drosophila Dicer-1 and Dicer-2 in the siRNA/miRNA silencing pathways.</a> Cell. 117, 69-81 (2004).</li><li>Zitserman, D., Roegiers, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live-cell+imaging+of+sensory+organ+precursor+cells+in+intact+Drosophila+pupae.">Live-cell imaging of sensory organ precursor cells in intact Drosophila pupae.</a> J. Vis. Exp. (51), 2706 (2011).</li><li>Classen, A. K., Aigouy, B., Giangrande, A., Eaton, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Drosophila+pupal+wing+morphogenesis.">Imaging Drosophila pupal wing morphogenesis.</a> Methods Mol. Biol. 420, 265-275 (2008).</li><li>Sato, M., Suzuki, T., Nakai, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waves+of+differentiation+in+the+fly+visual+system.">Waves of differentiation in the fly visual system.</a> Dev. Biol. 380, 1-11 (2013).</li><li>Cordero, J., Jassim, O., Bao, S., Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+wingless+in+an+early+pupal+cell+death+event+that+contributes+to+patterning+the+Drosophila+eye.">A role for wingless in an early pupal cell death event that contributes to patterning the Drosophila eye.</a> Mech. Dev. 121, 1523-1530 (2004).</li><li>Larson, D. E., Johnson, R. I., Swat, M., Cordero, J. B., Glazier, J. A., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computer+simulation+of+cellular+patterning+within+the+Drosophila+pupal+eye.">Computer simulation of cellular patterning within the Drosophila pupal eye.</a> PLoS Comput. Biol. 6, e1000841 (2010).</li><li>Cagan, R. L., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+emergence+of+order+in+the+Drosophila+pupal+retina.">The emergence of order in the Drosophila pupal retina.</a> Dev. Biol. 136, 346-362 (1989).</li><li>Cagan, R. L., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+is+required+for+successive+cell+decisions+in+the+developing+Drosophila+retina.">Notch is required for successive cell decisions in the developing Drosophila retina.</a> Genes Dev. 1099, 1112 (1989).</li><li>Miller, D. T., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+induction+of+patterning+and+programmed+cell+death+in+the+developing+Drosophila+retina.">Local induction of patterning and programmed cell death in the developing Drosophila retina.</a> Development. 125, 2327-2335 (1998).</li><li>Sawamoto, K., Okano, H., Kobayakawa, Y., Hayashi, S., Mikoshiba, K., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+function+of+argos+in+regulating+cell+fate+decisions+during+Drosophila+eye+and+wing+vein+development.">The function of argos in regulating cell fate decisions during Drosophila eye and wing vein development.</a> Dev. Biol. 164, 267-276 (1994).</li><li>Yu, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pathway+of+signals+regulating+effector+and+initiator+caspases+in+the+developing+Drosophila+eye.">A pathway of signals regulating effector and initiator caspases in the developing Drosophila eye.</a> Development. 129, 3269-3278 (2002).</li><li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+tugging+force+regulates+the+size+of+cell-cell+junctions.">Mechanical tugging force regulates the size of cell-cell junctions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107, 9944-9949 (2010).</li><li>Miyake, Y., Inoue, N., Nishimura, K., Kinoshita, N., Hosoya, H., Yonemura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actomyosin+tension+is+required+for+correct+recruitment+of+adherens+junction+components+and+zonula+occludens+formation.">Actomyosin tension is required for correct recruitment of adherens junction components and zonula occludens formation.</a> Exp. Cell Res. 312, 1637-1650 (2006).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

وصف للتنمية البرية من نوع (أعلاه) يشكل الأساس لمقارنات بين الأحداث الزخرفة في رني أو الأنماط الجينية overexpression. مقارنات التنمية الأنسجة الحية لا تقدر بثمن عند تحديد بالضبط التي تنظم سلوك الخلية عن طريق بروتين من الفائدة. وعلاوة على ذلك، وليس وصفها هنا، تصوير الخلايا ال...

يتميز المجمع ذبابة الفاكهة العين عن طريق ترتيب نمطي لها ~ 750 ommatidia مفصولة العسل شعرية من الخلايا الصبغية التبعي 4،5. ونمط هذه الخلايا الصبغية من قبل مجموعة منسقة من الأحداث: حركات خلية محلية، نمو الخلايا، والتغيرات في شكل الخلية، وموت الخلايا المبرمج. التصور المباشر لهذا ظهارة يسمح احد لدراسة الآليات الجزيئية التي تقوم عليها هذه الأحداث في سياق ثلاثية الأبعاد ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية ورابط الجأش. وعلى النقيض من البروتوكولات السابقة 6،7، والتقنية المذكورة هنا تتضمن وسيلة فعالة لتحقيق الاستقرار في حركة الأنسجة الغريبة التي لا يمكن أن تكون. فصل من عملية التصوير. هذه الطريقة يعزز دراسات سلوك الخلية في تطوير ذبابة الفاكهة العذراء العين ظهارة - الأنسجة التي تنمو، بالتناوب، والتحولات على مدار التصوير. وبالإضافة إلى ذلك الحركة استقرار تقنية ديمكتوب هنا سوف تكون مفيدة لدراسة الخلايا في سياقات أخرى حيث تحدث حركة دخيلة. لتصور حدود الخلية في مجال الشبكية ذبابة الفاكهة، تم إنشاء خطوط الطيران المعدلة وراثيا التي تعبر عن يو بي آي-DE-كادهيرين: GFP وكذلك UAS-α-كاتينين: GFP تحت سيطرة السائق العين محددة GMR-GAL4 1-3. استخدام اثنين من الموسومة GFP علامات غشاء يسمح لتصور حدود الخلية في انخفاض كثافة الضوء. هذا يقلل من تلف الأنسجة وphotobleaching من على التعرض المتكرر للموجات عالية الطاقة، مما يتيح زيادة معدل الإطار، ومدة الفيلم. لتعزيز فعالية الجينات المحورة رني، تأسست UAS-DCR-2 أيضا في خط الطيران الثانية 8. في التحديث الثالث من البروتوكولات السابقة، وصفت تلاعب التصوير أسهل أن يتم تجميعها بسهولة في معظم المختبرات. هذا الجهاز يغني عن اشتراط أن يكون لها ص التصوير المتخصصةIG الناتجة عن &quot;آلة متجر&quot; جامعة أو خدمة مماثلة. هذا تلاعب التصوير مماثلة لتلك التي تستخدم لصورة العذراء الأنسجة الأخرى 9،10. المقدمة هنا هي الخلية الحية بروتوكول التصوير البسيطة التي يمكن استخدامها لتقييم مباشرة أحداث التخلق التي تسهم في الزخرفة العين من ~ 17-42 ساعة بعد تشكيل puparium (ساعة APF). على وجه التحديد، هذا البروتوكول يتيح احدة لتحديد الآثار المترتبة على تعديل التعبير الجيني خلال تطوير العذراء.

<table><tbody><tr><td>GMR-GAL4; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP ; + / SM5-TM6b</td><td>Available on request from authors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-dcr-2; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP; + / SM5-TM6b&amp;nbsp;</td><td>Available on request from authors</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scotch double stick tape</td><td>3M</td><td>665</td><td></td></tr><tr><td>Black Sylgard dissection dish</td><td></td><td></td><td>Fill glass petri dish to rim with Sylgard (colored black with finely-ground charcoal powder) or Sylgard 170; leave at room temperature for 24-48 hr to polymerize</td></tr><tr><td>Sylgard</td><td>Dow Corning</td><td>SYLG184</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard (Black)</td><td>Dow Corning</td><td>SYLG170</td><td></td></tr><tr><td>Glass petri dish</td><td>Corning</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>25 x 75 x 1 mm glass microscope slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-413</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 mm glass coverslip</td><td>VWR</td><td>48393-172</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Whatman 3mm Chromatography Paper</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-713-336</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-086-291</td><td>Or purchase at local pharmacy.</td></tr><tr><td>30 ml syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>S7510-30</td><td></td></tr><tr><td>Leica TCS SP5 DM microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LAS AF Version 2.6.0.7266 microscope software</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

live-imaging of the drosophila pupal eye

العمليات الكامنة للتنمية العذراء ذبابة الفاكهة يمكن أن تحول وتشويه ظهارة العين في السبل التي تجعل سلوك الخلية الفردية الصعب تتبع أثناء التصوير الخلية الحية. وتشمل هذه العمليات: دوران في شبكية العين، نمو الخلايا وحركة عضوي. بالإضافة إلى ذلك، غالبا ما طيات قدم مخالفات في طوبولوجيا من ظهارة، بما في ذلك المطبات خفية وكما يتم إعداد خادرة للتصوير، وجعلها صعبة للحصول على التركيز في الصور أكثر من عدد قليل من ommatidia في طائرة الوصل واحدة. سير العمل أوجز هنا العلاجات هذه القضايا، مما يسمح للتحليل سهل من العمليات الخلوية خلال ذبابة الفاكهة تطوير العذراء العين. يتم ترتيب الشرانق نظموا بشكل مناسب، في تلاعب التصوير التي يمكن تجميعها بسهولة في معظم المختبرات اليوبيكويتين-DE-كادهيرين: GFP وGMR-GAL4 -driven UAS-α-كاتينين: GFP تستخدم لتصور حدود الخلية في العين ظهارة 1 -3. بعد إزالة التفاف هوتطبق على صور الفلورسنت القبض على طائرات التنسيق متعددة، يتم إنشاء القصوى الصور الإسقاط لكل نقطة زمنية وتعزيز استخدام برامج تحرير الصور. وتستخدم خوارزميات المواءمة لتحقيق الاستقرار بسرعة الحركة زائدة، مما يجعل سلوك الخلية الفردية أسهل لتتبع.

يعيش التصوير من العين العذراء هو استراتيجية ناجحة لمراقبة سلوكيات الخلية التي تساهم في الزخرفة من الظهارة العصبية. دور بروتينات معينة يمكن تقييمها بسهولة عن طريق التعبير عن الجينات المحورة التي تعدل مستويات البروتين خلال تطوير العين. للقيام بذلك GMR-GAL4 يستخدم ل?...

Watch this Scientific Journal Video about Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye at JoVE.com

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

يعيش التصوير لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; العذراء العين

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

9.4K Views.  Wesleyan University. This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Video: Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

تعيش خلية التصوير الحسي للخلايا السليمة في الجهاز السلائف ذبابة الفاكهة شرانق

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Neuroscience

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

طويلة الأجل تصوير لايف<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; القرص العين

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

يعيش التصوير للهجرة الخلايا الدبقية في القرص العين تخيلي ذبابة الفاكهة

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Biology

In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

Muscles together with tendons and the skeleton enable animals including humans to move their body parts. Muscle morphogenesis is highly conserved from animals to humans. Therefore, the powerful Drosophila model system can be used to study concepts of muscle-tendon development that can also be applied to human muscle biology. Here, we describe in detail how morphogenesis of the adult muscle-tendon system can be easily imaged in living, developing Drosophila pupae. Hence, the method allows investigating proteins, cells and tissues in their physiological environment. In addition to a step-by-step protocol with helpful tips, we provide a comprehensive overview of fluorescently tagged marker proteins that are suitable for studying the muscle-tendon system. To highlight the versatile applications of the protocol, we show example movies ranging from visualization of long-term morphogenetic events &#8211; occurring on the time scale of hours and days &#8211; to visualization of short-term dynamic processes like muscle twitching occurring on time scale of seconds. Taken together, this protocol should enable the reader to design and perform live-imaging experiments for investigating muscle-tendon morphogenesis in the intact organism.

In Vivo Imaging of Muscle-tendon Morphogenesis in Drosophila Pupae

Here, we present an easy-to-use and versatile method to perform live imaging of developmental processes in general and muscle-tendon morphogenesis in particular in living Drosophila pupae.

في فيفو تصوير Morphogenesis وتر العضلات في المورفولوجية الخوادر

Muscles together with tendons and the skeleton enable animals including humans to move their body parts. Muscle morphogenesis is highly conserved from ...

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

جرحشاعثزرحشرتاد الإسفار عن التصوير المقطعي في الجسم الحي. تصوير النامية ذبابة الفاكهة</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

التصوير المباشر ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three preparations of the brain and visual system that cover the range from the developing eye disc-brain complex in the developing pupae to individual eye and brain dissection from adult flies. All protocols are optimized for the live culture of the preparations. However, we also present the conditions for fixed tissue immunohistochemistry where applicable. Finally, we show live imaging conditions for these preparations using conventional and resonant 4D confocal live imaging in a perfusion chamber. Together, these protocols provide a basis for live imaging on different time scales ranging from functional intracellular assays on the scale of minutes to developmental or degenerative processes on the scale of many hours.

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

This protocol describes three Drosophila preparations: 1) adult brain dissection, 2) adult retina dissection and 3) developing eye disc- brain complexes dissection. Emphasis is laid on special preparation techniques and conditions for live imaging, although all preparations can be used for fixed tissue immunohistochemistry.

إعداد وتطوير الكبار ذبابة الفاكهة الأمخاخ والشبكية للتصوير لايف

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

<meta charset="utf8"></head><body>تصوير حي ممتد لذبابة الفاكهة مورفوتكوين الساق العذراء بدون الحفرة

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>أضواء الكاتب: الكشف عن الهياكل الظهارية الديناميكية أثناء تطور ذبابة الفاكهة

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

يعيش التصوير لل

Summary

Explore More Videos

تعيش خلية التصوير الحسي للخلايا السليمة في الجهاز السلائف ذبابة الفاكهة شرانق

طويلة الأجل تصوير لايف

يعيش التصوير للهجرة الخلايا الدبقية في القرص العين تخيلي ذبابة الفاكهة

في فيفو تصوير Morphogenesis وتر العضلات في المورفولوجية الخوادر

جرحشاعثزرحشرتاد الإسفار عن التصوير المقطعي في الجسم الحي. تصوير النامية ذبابة الفاكهة

التصوير المباشر ل

إعداد وتطوير الكبار ذبابة الفاكهة الأمخاخ والشبكية للتصوير لايف

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة