نشكر الدكتور ماتسودا Takahiko لتوفير pCAG-mCherry بناء. معتمد من قبل YCM مهنة جائزة من مؤسسة التنمية Schweppe ومنحة من مؤسسة وايتهول.

1. تزويد التحضير (وليس في الفيديو) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد التخفيف من جديد 1X الستربتوميسين / البنسلين (القلم / بكتيريا) في برنامج تلفزيوني 1X. ما لا يزيد عن 50 مل هو ضروري. تصفية مع فلتر ميكرون حقنة 0.22. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد البنى حقن عن طريق الجمع بين ثوابت البلازميد المطلوب. نضع كل البنى في ناقلات pCAG، مع العلم الثاني الجزء النظري المناسب لحجم النهائي من ميكرولتر 10 ~. أيضا، يجب إضافة pCAG GFP-14 أو pCAG mCherry من أجل كفاءة electroporation تتبع والخلايا electroporated. نحن نستخدم pCAG-mCherry لهذه التجربة. وأخيرا، إضافة 0.22 ميكرون، تمت تصفيتها صبغ الأخضر سريع في خليط البلازميد بتركيز نهائي قدره 0.05٪ لتصل إلى تصور كفاءة الحقن في midbrains كتكوت الجنينية. </li></ol> 2. تحضير البيض (في الفيديو) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل الحصول على سمو مرحلة 11 الأجنة، والبيض يجب أن يتم تحضين على 100 درجة فهرنهايت (37.8 درجة مئوية) لمدة 41 ساعة بعد الإخصاب مع رطوبة 25-40٪. مكانالبيض الى جانبهم، وعلامة على رأس كل منهما مع اندفاعة قلم رصاص. وضع الصواني في حاضنة، قبل حرارة مرطب. صخرة البيض ببطء من خلال تحديد وظيفة تحول من المنصات الحاضنة إلى &quot;تلقائي&quot;. تحقق من مستوى الرطوبة والمياه كل 24 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحق قبل بدء التجربة، وإزالة البيض من الحاضنة وترك في درجة حرارة الغرفة. وهذا سوف يساعد على ابطاء التنمية ومنع أكثر من التنمية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف سطح كل واحدة منها مع الايثانول 70٪ والقضاء عليها مع Kimwipe. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أخذ قطعتين 4 سم من الشريط سكوتش والتمسك بها جنبا إلى جنب على البيض لجعل مستطيل كبير على مدى اندفاع قلم رصاص. تمهيد الشريط ضد البيض. هذا هو المكان الذي سيتم من النافذة. والشريط منع قطع صغيرة من قشر البيض من السقوط عندما يتم قطع النافذة المفتوحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الحقنة 10 مل و 18 ونصف إبرة مقياس لرسم 5 مل من خارج الألبومين للبيضة. بعد اختراق قذيفة، وزاوية الإبرة بعيدا عن صفار البيض حتى لا يزعجأو يضر الجنين أثناء إزالة الزلال. تنظيف إبرة مع الايثانول 70٪ بين البيض، ولكن تأكد من أن إبرة جافة قبل اختراق البويضة المقبل. </li></ol> 3. زجاج التحضير إبرة حقن (في الفيديو) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مصنوعة إبر الحقن باستخدام الإعدادات التالية على المشتعلة / براون Micropipette بولير (سوتر الصك النموذجي P-97): الحرارة 670، سحب 120، فيل 40، الوقت 165 ويستخدم العالم أدوات دقيقة (API) 4 بوصة 1.0 ملم رقيقة الجدار الزجاجي الشعرية (API TW100F-4) لجعل الإبر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل إبرة زجاج سحبت باستخدام ماصة P10 وطويلة طرف الشعرية التحميل ماصة معلومات سرية (إيبندورف 5242956.003). تحميل ميكرولتر 5-10، وهذا يتوقف على مدى العديد من البيض ليتم حقنه. شغل الإبرة الزجاج ببطء، وخلق عمود المستمر من حل البلازميد غائبة من فقاعات الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الإبرة المحملة في حامل إبرة تعلق على micromanipulator (Narishige MM3) والثالث microinjector Picospritzer. عرض إبرة تحت dissectiفي المجهر وتقليم إبرة في النقطة التي توقف السائل الأخضر. فهو يساعد على استخدام خلفية مظلمة لتصور أفضل الإبرة. إبرة مناسب وتقليم يأتي مع الممارسة. </li></ol> 4. الدماغ المتوسط ​​/ العصبية أنبوب حقن (في الفيديو) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقص لقطع ربيع قطره سم 2-2،5 نافذة في البويضة. بدء نافذة من ثقب إبرة السابقة التي عند رسم الزلال، وتدوير البيض في يدك وأنت تقطع. مما لا شك فيه لتنظيف قبالة مقص مع Kimwipe المشبعة في الايثانول 70٪ بين البيض. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عرض افراخ الدجاج تحت المجهر تشريح. قد يكون من الضروري لتدريب العينين. فإنه قد تساعد على تصور الجنين من خلال ضخ 0.22 ميكرون، تمت تصفيتها حبر الهند بنسبة 20٪ في برنامج تلفزيوني تحت الجنين الفرخ. ومع ذلك، فقد وجدنا أنه ينبغي تجنب هذه الخطوة إذا كان ذلك ممكنا، لأنه يميل إلى تقليص البقاء على قيد الحياة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن يعمل بشكل أفضل إذا تم وضع الجنين في مواز لمسار الإبرة، مع رئيس بعيدا عن إبرة.بيرس ببطء في الأنبوب العصبي في زاوية 45 درجة إلى تقاطع الدماغ المتوسط، الدماغ المؤخر. من المهم جدا لملء فقط حويصلة العصبية التي تمثل الدماغ المتوسط ​​مع البلازميد وصبغ الأخضر سريع، من دون نشر كبيرة في مناطق الدماغ الأمامي والدماغ المؤخر. بدء ضخ مع مجموعة لمدة microinjector Picospritzer وحتى 25 مللي، وهذا قد تحتاج إلى تغيير اعتمادا على إبرة التشذيب. بشكل عام، واستخدام ما بين 10-50 مللي. </li></ol> 5. Electroporation (في الفيديو) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استرداد إبرة الحقن. مكان 3 قطرات من القلم 1X / بكتيريا في حل برنامج تلفزيوني في البيضة على الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من إعدادات لelectroporator EMC830 BTX: <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> الجهد: </td><td> 20 V </td></tr><tr><td> طول النبض: </td><td> 25 مللي </td></tr><tr><td> البقول #: </td><td> 3 </td></tr><tr><td> الفاصل الزمني: </td><td> 500 مللي </td></tr><tr><td> قطبية: </td><tد&gt; القطب الواحد </td></tr></tbody></table></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 2 مم أقطاب البلاتين طويل على شكل حرف L على مستوى أفقي نفس الجزء السفلي من الأنبوب العصبي، والدماغ المتوسط ​​الجنينية يجلس في الوسط بين 3 مم باستثناء اثنين الأقطاب. التوفيق بين الأقطاب مع الجزء السفلي من الأنبوب العصبي هو أمر حاسم لelectroporation كفاءة المخ الأوسط بطني. لتحقيق الدماغ المتوسط ​​محددة electroporation، استبدال نحن الأقطاب الأصلي BTX مع اثنين من أقطاب كهربائية مصنوعة خصيصا على شكل حرف L البلاتين مع نصائح مم القصير 2 طويل. وتتكون هذه الأقطاب من البلاتين 0.5mm أسلاك البلاتين القطر (ألفا Aesar). هذه الأقطاب الكهربائية البلاتينية هي فترة طويلة بما يكفي لتغطية الدماغ المتوسط ​​من فرخ الجنين مرحلة 11، وهي عبارة عن 0.9 مم طويل، من دون استهداف الكثير من الدماغ الأمامي أو مناطق الدماغ المؤخر. اضغط على footswitch BTX مرة واحدة. وينبغي أن تولد فقاعات الهواء حول الأقطاب مع كل electroporation ناجحة. إزالة بعناية الأقطاب من البيض ويمسح إلكترونياتقصائد قبالة مع Kimwipe 70٪ من الإيثانول المغطاة. مكان آخر قطرات 3 من القلم 1X / حل بكتيريا في البيض، وعلى الجنين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطي نافذة مع الطول 5 × 5 سم قطعة من الشريط التعبئة والتغليف واضح. تأكد من اغلاق البيض جيدا، وأنه محتويات البيضة لا تأتي في اتصال مع الشريط. </li></ol> 6. احتضان والحصاد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع البيض مرة أخرى في الحاضنة. تأكد من أن تحول من المنصات الحاضنة هو OFF. احتضان البيض إلى أن يتحقق مرحلة سمو المطلوب 23. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حصاد الأجنة الحية ووضعها في أطباق بتري مشترك PBS مملوءة لكل حالة. شاشة حصاد الأجنة تحت المجهر تشريح فلوري، وحفظ الأجنة فقط مع التعبير mCherry. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأجنة في الآبار الفردية من طبق 24 أيضا. ملء كل جيدا مع 1 مل من الطازجة بارافورمالدهيد 2٪ (منهاج العمل) والسماح لإصلاح 2-3 ساعات في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الأجنة ثابت ثلاث مرات لمدة 10 دقائق في كل برنامج تلفزيوني. الأجنة مكان بالتسلسل أنان 15٪ و 30٪ سكروز حتى معايرتها. وسوف تطفو الأجنة في البداية في السكروز، ولكن سوف تغرق على موازنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص الأجنة تحت المجهر تشريح الفلورسنت، وتدوين الملاحظات على نمط ومستوى التعبير mCherry لكل جنين. تضمين كل جنين في أكتوبر من المهم جدا لأجنة توجيه صحيح لتوليد الأمثل المقاطع العرضية الدماغ المتوسط ​​لتحاليل لاحقة (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 18 ميكرومتر أقسام الدماغ المتوسط ​​سميكة باستخدام ناظم البرد CM3050S لايكا. تحليل تطور الدماغ المتوسط ​​وتمايز الخلايا العصبية الدوبامين من قبل المناعية المناسبة مع علامات نوع من الخلايا. </li></ol> 7. ممثل النتائج يظهر تمثيل شكلي من electroporating وتحليل الجنينية الدماغ المتوسط ​​كتكوت في الشكل 1. في افراخ الدجاج يحقن بنجاح وelectroporated، وينبغي أن تكون واضحة mCherry التعبير في منطقة المخ الأوسط بعد مزيد من التطوير ( <stronز&gt; الشكل 2A، B، C). على افتراض أن mCherry يرتبط التعبير عن الجينات المشتركة electroporated أخرى، يمكن بعد ذلك الأجنة واظهار التعبير السليم mCherry أن تكون ثابتة، وجزءا لا يتجزأ من إعداد cryosections المخ الأوسط لمزيد من الدراسة (الشكل 2D). عموما، يمكن أن حوالي 50٪ من الأسلاف الدماغ المتوسط ​​بطني العصبية transfected بكفاءة مع بروتوكول أعلاه. يمكن فحص مواصفات مصير الدوبامين في الأسلاف العصبية electroporated بواسطة توطين المشترك للmCherry، علم الجينات، الموسومة، مع علامات العصبية مثل الدوبامين هيدروكسيلاز التيروسين (TH) (الشكل 3). ويمكن التحقيق في الزخرفة من المجالات السلف في الدماغ المتوسط ​​بطني من قبل المشارك immnostaining cryosections مع مختلف علامات نطاق سلف. عدم كفاية التعبير mCherry تشير إلى أن من المحتمل الجينات خارج الرحم ليس عن كفاءة. لا ينبغي أن الأجنة تحت هذا الشرط يمكن استخدامها لإجراء المزيد من الدراسات. وبالمثل، أن الأجنةويمكن البقاء على قيد الحياة لا إلى نهاية الإجراء التجريبي لا يمكن استخدامها لجمع البيانات وتحليلها. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/4017/4017fig1.jpg" /> الشكل 1. توضيحات من المخ الأوسط كتكوت الجنينية في فحص electroporation البيضة. يتم حقن سمو مرحلة 11 افراخ الدجاج الجنينية مع pCAG-mCherry مع الجينات ذات الاهتمام الممزوج الأخضر سريع لتصور عملية حقن (A). بعد مليئة بنيات الحمض النووي، وelectroporated midbrains مع electroporator موجة مربع. يتم تحضين مزيد من الأجنة حتى يتم التوصل المطلوب سمو المرحلة 23. ثم يتم حصاد mCherry إيجابية الأجنة، ثابتة، وجزءا لا يتجزأ من (B). وتعد cryosections الدماغ المتوسط ​​مع قطع الطائرات المشار إليها بواسطة خط أبيض في الشكل 1B، وتحليلها من قبل المناعية مع علامات الدماغ المتوسط ​​مثل هيدروكسيلاز التيروسين (TH) (C). <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4017/4017fig1large.jpg" target="_blank">اضغط هنا</a>لمشاهدتها بشكل اكبر شخصية. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/4017/4017fig2.jpg" /> الشكل 2. إعداد cryosections من المخ الأوسط كتكوت الجنينية. بعد ساعة 41 حضانة، ويتم حصاد الأجنة سمو مرحلة كتكوت 23 معربا عن mCherry والجينات من الفائدة (A و B و C)، ثابتة مع منهاج العمل، وتعامل مع السكروز، وجزءا لا يتجزأ من أكتوبر لcryosectioning. موجهة بعناية افراخ الدجاج لضمان إعداد أقسام الدماغ المتوسط. وأظهرت مورفولوجيا جنين النموذجية وقطع من الطائرة من أجل الحصول على أقسام الدماغ المتوسط ​​(D). <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4017/4017fig2large.jpg" target="_blank">انقر هنا لعرض أكبر شخصية</a> . <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/4017/4017fig3.jpg" /> الشكل 3. تحليل أقسام الدماغ المتوسط ​​electroporated. Cryosections من أجنة لديهم مستويات عالية من التعبير mCherry (أ) يتم إعداد وملطخة الأضدادالمنشأ التي تعترف العلم الموسومة الجينات من مصلحة (B) و الدماغ المتوسط ​​الدوبامين العصبية TH علامة (C). midbrains الجنينية electroporated مع pCAG-mCherry وpCAG-علم ناقلات الفارغة بمثابة السيطرة. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4017/4017fig3large.jpg" target="_blank">انقر هنا لعرض أكبر شخصية</a> .

<ol>
	<li>Wightman, R. M., Robinson, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+changes+in+mesolimbic+dopamine+and+their+association+with+'reward'.">Transient changes in mesolimbic dopamine and their association with 'reward'.</a> J. Neurochem. 82, 721-735 (2002).</li><li>Kelley, A. E., Berridge, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuroscience+of+natural+rewards:+relevance+to+addictive+drugs.">The neuroscience of natural rewards: relevance to addictive drugs.</a> J. Neurosci. 22, 3306-3311 (2002).</li><li>Moore, D. J., West, A. B., Dawson, V. L., Dawson, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+pathophysiology+of+Parkinson's+disease.">Molecular pathophysiology of Parkinson's disease.</a> Annu. Rev. Neurosci. 28, 57-87 (2005).</li><li>Dailly, E., Chenu, F., Renard, C. E., Bourin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dopamine,+depression+and+antidepressants.">Dopamine, depression and antidepressants.</a> Fundam. Clin. Pharmacol. 18, 601-607 (2004).</li><li>Sesack, S. R., Carr, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+prefrontal+cortex+inputs+to+dopamine+cells:+implications+for+schizophrenia.">Selective prefrontal cortex inputs to dopamine cells: implications for schizophrenia.</a> Physiol. Behav. 77, 513-517 (2002).</li><li>Ang, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+control+of+midbrain+dopaminergic+neuron+development.">Transcriptional control of midbrain dopaminergic neuron development.</a> Development. 133, 3499-3506 (2006).</li><li>Andersson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+intrinsic+determinants+of+midbrain+dopamine+neurons.">Identification of intrinsic determinants of midbrain dopamine neurons.</a> Cell. 124, 393-405 (2006).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Series+of+Normal+Stages+in+the+Development+of+the+Chick+Embryo.">A Series of Normal Stages in the Development of the Chick Embryo.</a> J. Morphol. 88, 49 (1951).</li><li>Bellairs, R., Osmond, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The atlas of chick development. , (2005).</li><li>Itasaki, N., Bel-Vialar, S., Krumlauf, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term='Shocking'+developments+in+chick+embryology:+electroporation+and+in+ovo+gene+expression.">'Shocking' developments in chick embryology: electroporation and in ovo gene expression.</a> Nat. Cell Biol. 1, 203-207 (1999).</li><li>Momose, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+targeting+of+gene+expression+in+chick+embryos+by+microelectroporation.">Efficient targeting of gene expression in chick embryos by microelectroporation.</a> Dev. Growth Differ. 41, 335-344 (1999).</li><li>Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+nonviral+transfection+methods+for+foreign+gene+expression+in+early+chicken+embryos+in+ovo.">Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 230, 376-380 (1997).</li><li>Nishi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-efficiency+in+vivo+gene+transfer+using+intraarterial+plasmid+DNA+injection+following+in+vivo+electroporation.">High-efficiency in vivo gene transfer using intraarterial plasmid DNA injection following in vivo electroporation.</a> Cancer Res. 56, 1050-1055 (1996).</li><li>Matsuda, T., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+and+RNA+interference+in+the+rodent+retina+in+vivo+and+in+vitro.">Electroporation and RNA interference in the rodent retina in vivo and in vitro.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 16-22 (2004).</li><li>Blank, M. C., Chizhikov, V., Millen, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Ovo+Electroporations+of+HH+Stage+10+Chicken+Embryos.">In Ovo Electroporations of HH Stage 10 Chicken Embryos.</a> J. Vis. Exp. (9), e408 (2007).</li><li>Chesnutt, C., Niswander, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasmid-based+short-hairpin+RNA+interference+in+the+chicken+embryo.">Plasmid-based short-hairpin RNA interference in the chicken embryo.</a> Genesis. 39, 73-78 (2004).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم مصالح متعارضة المحتملة للكشف.

وفي electroporation البيضة من المخ الأوسط كتكوت الجنينية تقدم منخفضة التكلفة وبديل سريع لجيل من الحيوانات المعدلة وراثيا أو خروج المغلوب لإجراء الدراسة المجراة من وظائف الجينات في تنمية الخلايا العصبية الدوبامين الدماغ المتوسط. باستخدام القصير 2 مم أقطاب ال...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف </td><td> شركة </td><td> فهرس العدد </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> بيض الدجاج المخصب </td><td> نهر تشارلز مختبرات </td><td></td><td></td></tr><tr><td> البيض الحاضنة </td><td> GQF التصنيع </td><td> 1502 رياضي </td><td></td></tr><tr><td> BTX Electroporator </td><td> BTX هارفارد جهاز </td><td> ECM830 </td><td></td></tr><tr><td> الأقطاب الكهربائية </td><td> BTX هارفارد جهاز </td><td> 45-0162 على شكل حرف L genetrodes </td><td> للاستخدام مع ECM830 electroporator </td></tr><tr><td> البلاتين إيريديوم الأسلاك </td><td> ألفا Aesar </td><td> # 10056 </td><td> قطرها 0.5 مم لجعل 2 أقطاب طويل مم </td></tr><tr><td> أنبوب زجاجي الشعرية </td><td> العالم آلات دقيقة </td><td> TW100F-4 </td><td></td></tr><tr><td> Microloader ماصة معلومات سرية </td><td> إيبندورف </td><td> 5242 956.003 </td><td></td></tr><tr><td> الهند الحبر </td><td> المواد الغذائية </td><td></td><td> تصفية 20٪ قبل الاستخدام </td></tr><tr><td> Microinjector </td><td> باركر أتمتة، باركر Hannifin التعاون </td><td> Picospritzer الثالث </td><td></td></tr><tr><td> فلوري تشريح المجهر </td><td> لايكا </td><td> MZ16F </td><td></td></tr><tr><td> Micropipette مجتذب </td><td> سوتر الصك </td><td> D-97 </td><td></td></tr></tbody></table>

in ovo electroporation in chick midbrain for studying gene function in dopaminergic neuron development

الدوبامين الخلايا العصبية الموجودة في الدماغ المتوسط ​​سيطرة حركة بطني، والسلوك العاطفي، وآليات المكافأة 1-3. متورط في اختلال وظيفي من بطني الدماغ المتوسط ​​الدوبامين الخلايا العصبية في مرض باركنسون، والفصام، والاكتئاب، والخرف 1-5. وبالتالي، يمكن أن يدرس تنظيم تمايز الخلايا العصبية الدوبامين المخ الأوسط، ليس فقط توفير نظرة متبصرة في آليات تنظيم وتطوير الدماغ المتوسط ​​العصبية مواصفات مصير السلف، ولكنها تساعد أيضا وضع استراتيجيات علاجية جديدة لعلاج مجموعة متنوعة من الاضطرابات العصبية البشرية. الخلايا العصبية الدوبامين العصبية تفرق من الأسلاف المبطنة لمنطقة البطين من الدماغ المتوسط ​​بطني الجنينية. ويتم التحكم في تنمية الأسلاف العصبية من خلال برامج التعبير الجيني 6،7. هنا ننقل تقنيات استخدام electroporation في التعبير عن الجينات على وجه التحديد في الدماغ المتوسط ​​من مرحلة هامبورغ (سمو) هاميلتون 11 (عشرةirteen somites، 42 ساعة) افراخ الدجاج 8،9. التنمية الخارجية من افراخ الدجاج يسمح التلاعب التجريبية مريحة في المراحل الجنينية محددة، مع تحديد الآثار في نقطة زمنية التنموية في وقت لاحق 10-13. كتكوت الأنابيب العصبية الجنينية في وقت سابق من صاحب السمو مرحلة 13 (19 somites، 48 ساعة) وتتكون من الأسلاف العصبية multipotent التي هي قادرة على التمييز إلى أنواع الخلايا المتميزة في الجهاز العصبي. الموجه pCAG، الذي يحتوي على كل مروج CMV وفرخ β-الأكتين محسن، ويسمح للتعبير قوي من العلم أو غيرها من البنى حاتمة الموسومة في أنابيب الفرخ العصبية الجنينية 14. في هذا التقرير، فإننا نؤكد تدابير خاصة لتحقيق المقيدة إقليميا التعبير الجيني في الخلايا العصبية الجنينية الأسلاف الدماغ المتوسط ​​الدوبامين، بما في ذلك كيفية حقن الحمض النووي يبني على وجه التحديد في منطقة المخ الأوسط الجنينية وكيفية تحديد electroporation مع أقطاب كهربائية صغيرة مصنوعة خصيصا. تحليل جالدماغ المتوسط ​​المتخلف في مراحل لاحقة توفر ممتازة في نظام الجسم الحي للناقلات البلازميد التي تتوسط فيها مكسب وظيفة، من والخسارة من وظيفة دراسات التنمية الدماغ المتوسط. قد تعديل نظام تجريبي تمديد الفحص إلى أجزاء أخرى من الجهاز العصبي لأداء مصير تحليل الخرائط وعن التحقيق في تنظيم التعبير الجيني.

Watch this Scientific Journal Video about In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development at JoVE.com

In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

لتقييم وظيفة وتنظيم الجينات خلال تطوير الخلايا العصبية الدوبامين المخ الأوسط، ونحن تصف الأسلوب الذي ينطوي<em&gt; في البيضة</em&gt; electroporation من بنيات البلازميد إلى الجنينية الأسلاف فرخ الدماغ المتوسط ​​بطني الخلايا العصبية الدوبامين. ويمكن استخدام هذه التقنية لتحقيق كفاءة التعبير عن الجينات ذات أهمية لدراسة الجوانب المختلفة للتنمية الدماغ المتوسط ​​وتمايز الخلايا العصبية الدوبامين.

في Electroporation البيضة في الدماغ المتوسط ​​الفرخ لدراسة وظيفة الجينات في الخلية العصبية الدوبامين التنمية

Dopaminergic neurons located in the ventral midbrain control movement, emotional behavior, and reward mechanisms1-3. The dysfunction of ventral midbrain ...

in-ovo-electroporation-chick-midbrain-for-studying-gene-function

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

11.3K Views.  Children's Hospital of Chicago Research Center. لتقييم وظيفة وتنظيم الجينات خلال تطوير الخلايا العصبية الدوبامين المخ الأوسط، ونحن تصف الأسلوب الذي ينطوي في البيضة electroporation من بنيات البلازميد إلى الجنينية الأسلاف فرخ الدماغ المتوسط ​​بطني الخلايا العصبية الدوبامين. ويمكن استخدام هذه التقنية لتحق?...

Video: In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

In utero Electroporation followed by Primary Neuronal Culture for Studying Gene Function in Subset of Cortical Neurons

In vitro study of primary neuronal cultures allows for quantitative analyses of neurite outgrowth. In order to study how genetic alterations affect neuronal process outgrowth, shRNA or cDNA constructs can be introduced into primary neurons via chemical transfection or viral transduction. However, with primary cortical cells, a heterogeneous pool of cell types (glutamatergic neurons from different layers, inhibitory neurons, glial cells) are transfected using these methods. The use of in utero electroporation to introduce DNA constructs in the embryonic rodent cortex allows for certain subsets of cells to be targeted: while electroporation of early embryonic cortex targets deep layers of the cortex, electroporation at late embryonic timepoints targets more superficial layers. Further, differential placement of electrodes across the heads of individual embryos results in the targeting of dorsal-medial versus ventral-lateral regions of the cortex. Following electroporation, transfected cells can be dissected out, dissociated, and plated in vitro for quantitative analysis of neurite outgrowth. Here, we provide a step-by-step method to quantitatively measure neuronal process outgrowth in subsets of cortical cells.
The basic protocol for in utero electroporation has been described in detail in two other JoVE articles from the Kriegstein lab 1, 2. We will provide an overview of our protocol for in utero electroporation, focusing on the most important details, followed by a description of our protocol that applies in utero electroporation to the study of gene function in neuronal process outgrowth.

In utero Electroporation followed by Primary Neuronal Culture for Studying Gene Function in Subset of Cortical Neurons

In utero electroporation is a valuable method for transfecting neuronal progenitor cells in vivo. Depending upon the placement of the electrodes and the developmental timepoint of electroporation, certain subsets of cortical cells can be targeted. Targeted cells can then be analyzed in vivo or in vitro for effects of genetic alteration.

في الرحم بعد Electroporation للثقافة متعلق بالخلايا العصبية الأولية لدراسة وظائف الجينات في مجموعة فرعية من العصبونات القشرية

In vitro study of primary neuronal cultures allows for quantitative analyses of neurite outgrowth. In order to study how genetic alterations affect ...

Application of a NMDA Receptor Conductance in Rat Midbrain Dopaminergic Neurons Using the Dynamic Clamp Technique

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the electrical activity of one or more neurons in response to an experimentally-controlled input. The electrical activity of neurons can be recorded in isolated brain slices using patch clamp techniques with glass micropipettes. Traditionally, experimenters can mimic neuronal input by direct injection of current through the pipette, electrical stimulation of the other cells or remaining axonal connections in the slice, or pharmacological manipulation by receptors located on the neuronal membrane of the recorded cell.
Direct current injection has the advantages of passing a predetermined current waveform with high temporal precision at the site of the recording (usually the soma). However, it does not change the resistance of the neuronal membrane as no ion channels are physically opened. Current injection usually employs rectangular pulses and thus does not model the kinetics of ion channels. Finally, current injection cannot mimic the chemical changes in the cell that occurs with the opening of ion channels.
Receptors can be physically activated by electrical or pharmacological stimulation. The experimenter has good temporal precision of receptor activation with electrical stimulation of the slice. However, there is limited spatial precision of receptor activation and the exact nature of what is activated upon stimulation is unknown. This latter problem can be partially alleviated by specific pharmacological agents. Unfortunately, the time course of activation of pharmacological agents is typically slow and the spatial precision of inputs onto the recorded cell is unknown.
The dynamic clamp technique allows an experimenter to change the current passed directly into the cell based on real-time feedback of the membrane potential of the cell (Robinson and Kawai 1993, Sharp et al., 1993a,b; for review, see Prinz et al. 2004). This allows an experimenter to mimic the electrical changes that occur at the site of the recording in response to activation of a receptor. Real-time changes in applied current are determined by a mathematical equation implemented in hardware.
We have recently used the dynamic clamp technique to investigate the generation of bursts of action potentials by phasic activation of NMDA receptors in dopaminergic neurons of the substantia nigra pars compacta (Deister et al., 2009; Lobb et al., 2010). In this video, we demonstrate the procedures needed to apply a NMDA receptor conductance into a dopaminergic neuron.

In this video, we demonstrate how to apply a conductance into a dopaminergic neuron recorded in the whole cell configuration in rat brain slices. This technique is called the dynamic clamp.

تطبيق المواصلة NMDA مستقبلات الخلايا العصبية في الدماغ المتوسط ​​الجرذ الدوبامينية باستخدام تقنية المشبك الحيوي

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the ...

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

ترنسفكأيشن من خلايا الشبكية بواسطة الماوس العقدة في الجسم الحي Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance molecules, local gene transfer or knock- out is required. Gene targeting knock-in or knock-out into local regions is possible to perform with combination with a specific CRE line, which is laborious, costly, and time consuming. Therefore, a simple transfection method, an in utero electroporation technique, which can be performed with short time, will be handy to test the possible function of candidate genes prior to the generation of transgenic animals 1,2. In addition to this, in utero electroporation targets areas of the brain where no specific CRE line exists, and will limit embryonic lethality 3,4. Here, we present a method of in utero electroporation combining two different types of electrodes for simple and convenient gene transfer into target areas of the developing brain. First, a unique holding method of embryos using an optic fiber optic light cable will make small embryos (from E9.5) visible for targeted DNA solution injection into ventricles and needle type electrodes insertion to the targeted brain area 5,6. The patterning of the brain such as cortical area occur at early embryonic stage, therefore, these early electroporation from E9.5 make a big contribution to understand entire area patterning event. Second, the precise shape of a capillary prevents uterine damage by making holes by insertion of the capillary. Furthermore, the precise shape of the needle electrodes are created with tungsten and platinum wire and sharpened using sand paper and insulated with nail polish 7, a method which is described in great detail in this protocol. This unique technique allows transfection of plasmid DNA into restricted areas of the brain and will enable small embryos to be electroporated. This will help to, open a new window for many scientists who are working on cell differentiation, cell migration, axon guidance in very early embryonic stage. Moreover, this technique will allow scientists to transfect plasmid DNA into deep parts of the developing brain such as thalamus and hypothalamus, where not many region-specific CRE lines exist for gain of function (GOF) or loss of function (LOF) analyses.

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

A gene transfer method into the developing mouse brain is described by using a unique surgical method and special shape of electrodes. This unique technique allows transfection of plasmid DNA temporally and spatially, which will aid many neuroscientists in studying brain development.

فأر في الرحم Electroporation : الشواهد ترنسفكأيشن جين Spatiotemporal

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance ...

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due to the abundance of molecular and genetic data. However, the developing mouse brain is not suitable for easy manipulation and imaging in vivo since the mouse embryo is inaccessible and opaque. Organotypic slice cultures of embryonic brains are therefore widely used to study murine brain development in vitro. Ex-vivo manipulation or the use of transgenic mice allows the modification of gene expression so that subpopulations of neuronal or glial cells can be labeled with fluorescent proteins. The behavior of labeled cells can then be observed using time-lapse imaging. Time-lapse imaging has been particularly successful for studying cell behaviors that underlie the development of the cerebral cortex at late embryonic stages 1-2. Embryonic organotypic slice culture systems in brain regions outside of the forebrain are less well established. Therefore, the wealth of time-lapse imaging data describing neuronal cell migration is restricted to the forebrain 3,4. It is still not known, whether the principles discovered for the dorsal brain hold true for ventral brain areas. In the ventral brain, neurons are organized in neuronal clusters rather than layers and they often have to undergo complicated migratory trajectories to reach their final position. The ventral midbrain is not only a good model system for ventral brain development, but also contains neuronal populations such as dopaminergic neurons that are relevant in disease processes. While the function and degeneration of dopaminergic neurons has been investigated in great detail in the adult and ageing brain, little is known about the behavior of these neurons during their differentiation and migration phase 5. We describe here the generation of slice cultures from the embryonic day (E) 12.5 mouse ventral midbrain. These slice cultures are potentially suitable for monitoring dopaminergic neuron development over several days in vitro. We highlight the critical steps in generating brain slices at these early stages of embryonic development and discuss the conditions necessary for maintaining normal development of dopaminergic neurons in vitro. We also present results from time lapse imaging experiments. In these experiments, ventral midbrain precursors (including dopaminergic precursors) and their descendants were labeled in a mosaic manner using a Cre/loxP based inducible fate mapping system 6.

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

A method to generate organotypic slices from the E12.5 murine embryonic midbrain is described. The organotypic slice cultures can be used to observe the behavior of dopaminergic neurons or other ventral midbrain neurons.

الثقافات شريحة عضوي النمط من المخ الأوسط بطني الجنينية : نظام لدراسة التنمية متعلق بالخلايا العصبية الدوبامينية في المختبر</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

In ovo Expression of MicroRNA in Ventral Chick Midbrain

Non-coding RNAs are additional players in regulating gene expression. Targeted in ovo electroporation of specific areas provides a unique tool for spatial and temporal control of ectopic microRNA expression. However, ventral brain structures like ventral midbrain are rather difficult to reach for any manipulations. Here, we demonstrate an efficient way to electroporate miRNA into ventral midbrain using thin platinum electrodes. This method offers a reliable way to transfect specific areas of the midbrain and a useful tool for in vivo studies.

In ovo Expression of MicroRNA in Ventral Chick Midbrain

Ectopic expression is one technique to elucidate the microRNAs role in brain development. However, targeting specific areas using in ovo electroporation is challenging. Here, we show an efficient way to selectively electroporate ventral and dorsal midbrain regions.

في التعبير البيضة من الرنا الميكروي في بطني الدماغ المتوسط ​​الفرخ

Non-coding RNAs are additional players in regulating gene expression. Targeted in ovo electroporation of specific areas provides a unique tool for spatial ...

Directed Dopaminergic Neuron Differentiation from Human Pluripotent Stem Cells

Dopaminergic (DA) neurons in the substantia nigra pars compacta (also known as A9 DA neurons) are the specific cell type that is lost in Parkinson&#8217;s disease (PD). There is great interest in deriving A9 DA neurons from human pluripotent stem cells (hPSCs) for regenerative cell replacement therapy for PD. During neural development, A9 DA neurons originate from the floor plate (FP) precursors located at the ventral midline of the central nervous system. Here, we optimized the culture conditions for the stepwise differentiation of hPSCs to A9 DA neurons, which mimics embryonic DA neuron development. In our protocol, we first describe the efficient generation of FP precursor cells from hPSCs using a small molecule method, and then convert the FP cells to A9 DA neurons, which could be maintained in vitro for several months. This efficient, repeatable and controllable protocol works well in human embryonic stem cells (hESCs) and human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) from normal persons and PD patients, in which one could derive A9 DA neurons to perform in vitro disease modeling and drug screening and in vivo cell transplantation therapy for PD.

We, based on knowledge from developmental biology and published research, developed an optimized protocol to efficiently generate A9 midbrain dopaminergic neurons from both human embryonic stem cells and human induced pluripotent stem cells, which would be useful for disease modeling and cell replacement therapy for Parkinson&#8217;s disease.

توجه الدوبامين العصبية التمايز من الخلايا الجذعية المحفزة الإنسان

Dopaminergic (DA) neurons in the substantia nigra pars compacta  (also known as A9 DA neurons) are the specific cell type that is lost in ...

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous system. SC-selective genetic manipulation in living animals is a powerful technique for studying the molecular and cellular mechanisms of SC myelination and demyelination in vivo. While knockout/knockin and transgenic mice are powerful tools for studying SC biology, these methods are costly and time consuming. Viral vector-mediated transgene introduction into the sciatic nerve is a simpler and less laborious method. However, viral methods have limitations, such as toxicity, transgene size constraints, and infectivity restricted to certain developmental stages. Here, we describe a new method that allows selective transfection of myelinating SCs in the rodent sciatic nerve using electroporation. By applying electric pulses to the sciatic nerve at the site of plasmid DNA injection, genes of interest can be easily silenced or overexpressed in SCs in both neonatal and more mature animals. Furthermore, this in vivo electroporation method allows for highly efficient simultaneous expression of multiple transgenes. Our novel technique should enable researchers to efficiently manipulate SC gene expression, and facilitate studies on SC development and function.

In Vivo Gene Transfer to Schwann Cells in the Rodent Sciatic Nerve by Electroporation

Here, we present an in vivo technique for gene transfer to Schwann cells (SCs) in the rodent sciatic nerve. This simple technique is useful for investigating signaling mechanisms involved in the development and maintenance of myelinating SCs.

في نقل فيفو جين لخلايا شوان في العصب القوارض وركي من Electroporation لل

The formation of the myelin sheath by Schwann cells (SCs) is essential for rapid conduction of nerve impulses along axons in the peripheral nervous ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory stimuli that mechanically deflect apical protrusions called hair bundles. Deflection opens mechanotransduction (MET) channels in hair bundles, leading to an influx of cations, including calcium. This cation influx depolarizes the cell and opens voltage-gated calcium channels located basally at the hair-cell presynapse. In mammals, hair cells are encased in bone, and it is challenging to functionally assess these activities in vivo. In contrast, larval zebrafish are transparent and possess an externally located lateral-line organ that contains hair cells. These hair cells are functionally and structurally similar to mammalian hair cells and can be functionally assessed in vivo. This article outlines a technique that utilizes a genetically encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6s, to measure stimulus-evoked calcium signals in zebrafish lateral-line hair cells. GCaMP6s can be used, along with confocal imaging, to measure in vivo calcium signals at the apex and base of lateral-line hair cells. These signals provide a real-time, quantifiable readout of both mechanosensation- and presynapse-dependent calcium activities within these hair cells. These calcium signals also provide important functional information regarding how hair cells detect and transmit sensory stimuli. Overall, this technique generates useful data about relative changes in calcium activity in vivo. It is less well-suited for quantification of the absolute magnitude of calcium changes. This in vivo technique is sensitive to motion artifacts. A reasonable amount of practice and skill are required for proper positioning, immobilization, and stimulation of larvae. Ultimately, when properly executed, the protocol outlined in this article provides a powerful way to collect valuable information about the activity of hair-cells in their natural, fully integrated states within a live animal.

The zebrafish is a model system that has many valuable features including optical clarity, rapid external development, and, of particular importance to the field of hearing and balance, externally located sensory hair cells. This article outlines how transgenic zebrafish can be used to assay both hair-cell mechanosensation and presynaptic function in toto.

في تصوير الكالسيوم فيفو خلايا الشعر الخط الجانبي في الزرد اليرقات

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Studying Brain Function in Children Using Magnetoencephalography

Magnetoencephalography (MEG) is a non-invasive neuroimaging technique which directly measures magnetic fields produced by the electrical activity of the human brain. MEG is quiet and less likely to induce claustrophobia compared with magnetic resonance imaging (MRI). It is therefore a promising tool for investigating brain function in young children. However, analysis of MEG data from pediatric populations is often complicated by head movement artefacts which arise as a consequence of the requirement for a spatially-fixed sensor array that is not affixed to the child's head. Minimizing head movements during MEG sessions can be particularly challenging as young children are often unable to remain still during experimental tasks. The protocol presented here aims to reduce head movement artefacts during pediatric MEG scanning. Prior to visiting the MEG laboratory, families are provided with resources that explain the MEG system and the experimental procedures in simple, accessible language. An MEG familiarization session is conducted during which children are acquainted with both the researchers and the MEG procedures. They are then trained to keep their head still whilst lying inside an MEG simulator. To help children feel at ease in the novel MEG environment, all of the procedures are explained through the narrative of a space mission. To minimize head movement due to restlessness, children are trained and assessed using fun and engaging experimental paradigms. In addition, children's residual head movement artefacts are compensated for during the data acquisition session using a real-time head movement tracking system. Implementing these child-friendly procedures is important for improving data quality, minimizing participant attrition rates in longitudinal studies, and ensuring that families have a positive research experience.

This article introduces a child-friendly research protocol designed to improve data quality by reducing head movement during pediatric magnetoencephalography (MEG). We familiarize families with the MEG environment, train children to remain still using an MEG simulator, and correct for residual head movement artefacts using a real-time head movement detection system.

دراسة وظيفة المخ في الأطفال باستخدام ماجنيتونسيفالوجرافي

Magnetoencephalography (MEG) is a non-invasive neuroimaging technique which directly measures magnetic fields produced by the electrical activity of the ...

في Electroporation البيضة في الدماغ المتوسط ​​الفرخ لدراسة وظيفة الجينات في الخلية العصبية الدوبامين التنمية

في Electroporation البيضة في الدماغ المتوسط الفرخ لدراسة وظيفة الجينات في الخلية العصبية الدوبامين التنمية