ويدعم YG من قبل البنك الإسلامي للتنمية من الزمالة. IN هو زميل ألون وزميل كلية من ‭ J ادمون. ‬ الصفرا مركز المعلوماتية الحيوية في جامعة تل أبيب ‭. ‬ وأيد هذا البحث من قبل قوى الأمن الداخلي منحة 1499/10.

1. إنشاء ماجستير سكوتش الشريط 5 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رسم أو طباعة تخطيط متناهية المطلوب، لتوسيع نطاق، على الورق. في حالتنا تصميم يتكون من قنوات على شكل Y اثنين، كل 3 مم واسعة (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية شريحة زجاجية مع طبقات من لاصق شفاف. فإن عدد طبقات تحديد ارتفاع لقناة (حوالي 60 ميكرون لكل طبقة). استخدمنا 3 طبقات لاصق شفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع تصميم تخطيط على سطح مستو. محاذاة الشريحة على نمط التصميم. قطع الشريط بعناية على الشريحة الزجاجية مع مشرط وفقا للتخطيط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة لاصق شفاف من جميع مناطق شريحة زجاجية باستثناء تلك في تخطيط متناهية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الشريحة في فرن التدفئة في C ° 65 لمدة 2-3 دقيقة. تنظيف بلطف مع الايثانول. </li></ol> 2. افتعال جهاز ميكروفلويديك PDMS <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلط مكونات قاعدة وعلاج من PDMS على النحو الموصى به من قبل الشركة المصنعة. نستخدم 10:01نسبة إلى وكيل قاعدة المعالجة. صب حوالي 30 مل من خليط PDMS في طبق بتري إلى ارتفاع 0.5 سم ~. ديغا وPDMS في فراغ إذا لزم الأمر. غمر شريحة زجاجية في PDMS مع لاصق شفاف منقوشة مواجهة. وضع نمط بعد PDMS يمنع تشكيل فقاعات الهواء بين الشريحة وأسفل الطبق. علاج لمدة 48 ساعة في C ° 65، والتأكد من الطبق أفقيا باستخدام مستوى فقاعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في جديد 90 مم طبق بتري صب 3 مل من مزيج PDMS، مما أدى إلى طبقة عميقة حول 0.5 مم. (إذا كان متوفرا تدور المغطي، يمكن استخدامه لهذه المرحلة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ديغا وكما هو الحال في علاج 2.1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض بلطف من الجهاز ميكروفلويديك إلى الحجم المطلوب مع مشرط. وسيتم وصف هذه الطبقة &quot;طبقة تدفق&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع قطعة ذات الحجم المماثل من PDMS طبقة رقيقة من طبق بيتري الثاني. وسيتم وصف هذه &quot;الطبقة الآبار&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الناخس خزعة بحجم مناسب (نحن نستخدم 1،2 مم ID) لكمة ثقوب للمداخل ومنافذ في طبقة التدفق. </لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع طبقة الآبار على شريحة زجاجية سميكة على تخطيط وتصميم لكمة من الآبار، وذلك باستخدام 2 مم ID خزعة الناخس، بما يتماشى مع و microchannels على التخطيط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف كل من طبقات PDMS فضلا عن 24 ملم × 60 ساترة الزجاج ملم مع الايثانول. الهواء الجاف والحفاظ عليها نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البلازما علاج كل من ساترة الزجاج وطبقة PDMS الآبار باستخدام إما مطبوع البلازما القياسية (لغير عكوس الربط) أو المفاوض باليد كورونا 6 لارتباط عكسها. وضع بعناية طبقة الآبار على رأس ساترة للتسبب التصاق (الشكل 3). فرك بلطف من أي فقاعات الهواء (إذا لزم الأمر). </li></ol> 3. خلية التصوير التجربة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من وجود وسائل الإعلام المطلوب جاهزا في الحقن المناسبة لتوصيل أنابيب بلاستيكية مرنة مع القطر الداخلي قدرها 0.02 &quot;(Tygon) في مضخة الحقنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنمو S. سلالات خميرة إلى المرحلة المطلوبة في YPD السائل. دوامة بدقة ومكان 300 μل كل سلالة في أنبوب microcentrifuge. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بلطف 1 ميكرولتر من A كونكانافالين (سيجما) 2 ملغ / مل في كل بئر. تغسل كونكانافالين الزائدة A مرتين من جانب كل من pipetting بلطف المياه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين أن A كونكانافالين والتجفيف، ويغسل مرتين مع 300 سلالات ميكرولتر من SC المتوسطة التي تفتقر إلى الجلوكوز. غسل الجلوكوز المتبقية من جدران الخلايا يساعد التقيد السليم إلى A. كونكانافالين </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخلايا دوامة بدقة. ماصة ميكرولتر 0.75 أو أقل من كل خلية في التعليق بشكل جيد الخاصة (الشكل 3). يغسل بلطف من الخلايا المتبقية مع المتوسط ​​الغنية. الخطوتين التاليتين تحتاج إلى القيام بها بسرعة من أجل منع الخلايا من الجفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البلازما علاج رقاقة والآبار باستخدام بدقة المفاوض باليد كورونا، والحرص على عدم ضرب الآبار مباشرة. بعناية وضع رقاقة على الآبار، مع إيلاء اهتمام وثيق للمواءمة بين الاثنين (ويمكن أن يتم في إطار هذه الخطوة المجسام). اضغط بلطف على الالتزام طبقتين من PDMS. ملء ببطء الجهاز تماما مع متوسط ​​حوالي 50 ميكرولتر الغنية، والتأكد من عدم ترك أي فقاعات الهواء داخل القناة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل الجهاز أو إدخال الأنابيب في مداخل مناسبة وبدء تدفق وسائل الاعلام. رعاية التي يتم تقديمها أي فقاعات الهواء في الجهاز وهذه يمكن أن تكون خادعة لإزالة، ويمكن تحقيق ذلك عن طريق قطع ومدخل أو مخرج والتنصت بلطف على الجهاز حيث الفقاعات هي، والحرص على عدم كسر الزجاج ساترة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع تحت المجهر وإيجاد نقاط التصوير المناسبة في كل بئر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على تدفق الخلايا تحت المتوسطة الغنية ل1 ساعة أو أكثر للسماح الانتعاش إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدء التجربة: نستخدم التدفق المستمر من كل من مضخات الحقن مرتين إلى منع وسائل الإعلام من ارتجاعي، وتغيير معدلات تدفق النسبية على النحو المرغوب فيه. وضع مضخة A إلى 0.8 مل / ساعة وB مضخة إلى 0.2 مل / ساعة في المتوسط ​​نتائج A تتدفق أكثر من 80٪ من عرض القناة (الشكل 4). هذا يمكن أن يكون ديناميكيا جشنق عن طريق تغيير معدلات تدفق اثنين. استقرار الأوضاع الجديدة في غضون ثوان على طول الكامل للقناة 2. </li></ol>

<ol>
	<li>Dertinger, S. K., Jiang, X., Li, Z., Murthy, V. N., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gradients+of+substrate-bound+laminin+orient+axonal+specification+of+neurons.">Gradients of substrate-bound laminin orient axonal specification of neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 12542-12547 (2002).</li><li>Hersen, P., McClean, M. N., Mahadevan, L., Ramanathan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+processing+by+the+HOG+MAP+kinase+pathway.">Signal processing by the HOG MAP kinase pathway.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 7165-7170 (2008).</li><li>Paliwal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MAPK-mediated+bimodal+gene+expression+and+adaptive+gradient+sensing+in+yeast.">MAPK-mediated bimodal gene expression and adaptive gradient sensing in yeast.</a> Nature. 446, 46-51 (2007).</li><li>Bennett, M. R., Hasty, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+devices+for+measuring+gene+network+dynamics+in+single+cells.">Microfluidic devices for measuring gene network dynamics in single cells.</a> Nat. Rev. Genet. 10, 628-638 (2009).</li><li>Shrirao, A. B., Perez-Castillejos, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+Fabrication+of+Microfluidic+Devices+by+Replicating+Scotch-tape+Masters.">Simple Fabrication of Microfluidic Devices by Replicating Scotch-tape Masters.</a> Chips &#38; Tips. , (2010).</li><li>Haubert, K., Drier, T., Beebe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PDMS+bonding+by+means+of+a+portable,+low-cost+corona+system.">PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system.</a> Lab Chip. 6, 1548-1549 (2006).</li><li>Gerber, D., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+microfluidic+approach+to+generating+protein-interaction+networks.">An in vitro microfluidic approach to generating protein-interaction networks.</a> Nat. Methods. 6, 71-74 (2009).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

في هذه الورقة نقدم طريقة بسيطة لإنشاء الفوق جهاز ميكروفلويديك تسمح التالية عدة سلالات الخميرة في وقت واحد في ظل ظروف دينامية. بعد عدة سلالات في قناة واحدة يوفر أداة موثوقة لمقارنة ديناميكية ردود خلية واحدة في سلالات متعددة. ميزة واحدة من نهجنا هو القدرة على افتعال ال...

رد فعل الخلايا باستمرار مع البيئة المتغيرة بشكل حيوي، عن طريق تغيير عملية الأيض لديهم، لمحة النسخي والوظائف الخلوية. لدراسة هذه الظواهر، وهناك حاجة إلى تحديد الطرق التي يمكن أن مثل هذه التغييرات. نوع واحد من قراءات لهذه الاستجابات هو التغيير في توطين عوامل الإجهاد ذات الصلة في النسخ استجابة للضغوط الغذائية. وقد استخدمت أجهزة ميكروفلويديك 1 إلى التلاعب حيوي الظروف البيئية إلى الخلايا 2-4. ما يقدمونه العديد من المزايا للتصوير الخلايا الحية: يمكن للبيئة من الخلايا تسيطر على وجه التحديد وبشكل حيوي تغيير؛ الخلايا يمكن أن تكون حية المصورة في جميع الأوقات، بما في ذلك خلال التلاعب في الظروف الخارجية، وهناك حاجة كميات ضئيلة كاشف. تصميم بسيط جدا لجهاز ميكروفلويديك، مما يسمح للاختلاف بين اثنين من الظروف، هو جهاز على شكل Y 2. نستخدم عادة على شكل Y الأجهزة ميكروفلويديك التي تسمحتطبيق التغيرات الدينامية إلى خلايا في القناة. نستخدم هذا الجهاز لمتابعة التغيرات توطين عوامل الإجهاد ذات الصلة الموسومة fluorescently النسخ في خلايا الخميرة. ونحن نتابع هذه التغييرات في إطار الظروف المتغيرة في مجال التغذية. على سبيل المثال، يمكننا توفير نبضة (أو سلسلة من النبضات) من الجلوكوز التي تحتوي على المتوسط ​​في غضون فترة لا الجلوكوز المتوسطة، في القرار ألف الزمنية ناعم جدا. في كثير من الأحيان في مثل هذه التجارب، هو واحد المهتمين في مقارنة ردود سلالات مختلفة من الخلايا (على سبيل المثال، المسوخ مختلفة، أو العزلات البرية مختلفة). يقتصر قناة Y على شكل لسلالة واحدة في كل قناة - إذا تم استخدام أكثر من سلالة واحدة، وليس هناك طريقة بسيطة للتمييز بين السلالات. للتغلب على هذه، يمكن استخدام قنوات مختلفة. إذا كنا نريد تطبيق نفس الشروط على ديناميات سلالات متعددة، نود أن تجمع بين مفهوم Y-القناة مع قنوات متعددة. هناك نوعان من التحديات في تنفيذ هذا الحل: يمكن أن يكون من الصعب تطبيق رانه نفس الظروف في نفس الوقت لجميع القنوات، وليس هناك وجود قيود هندسية لعدد من القنوات Y-التي يمكن تركيبها في جهاز واحد. لذلك كنا نبحث عن وسيلة لعرض عدة سلالات في قناة واحدة تحت ظروف ديناميكية. نحن هنا وصف جهاز ثنائي الطبقات ميكروفلويديك المعدة للسلالات متعددة التصوير في قناة واحدة في ظل الظروف الديناميكية نفسها. الطبقة السفلية تتكون من PDMS رقيقة مع صف من الثقوب. يتم إرفاق هذه الطبقة إلى ساترة الزجاج خلق الآبار التي سنقوم في وضع مختلف السلالات، والتمسك لهم كونكانافالين A على الزجاج. الطبقة الثانية عبارة عن جهاز على شكل Y ميكروفلويديك التي تم إنشاؤها باستخدام أسلوب لاصق شفاف 5. بعد وضع سلالات في الآبار يتم محاذاة بسرعة الطبقة الثانية والتي تعلق على أول واحد، وخلق قناة واحدة مع العديد من الآبار التي تحتوي على سلالات مختلفة. هذا الجهاز يسمح النهائي بعد عدة سلالات في قناة واحدة، حيث كلتتعرض سلالات لنفس الشروط في نفس الوقت بالضبط. ويمكن أن يتم تصميم عملية الإنتاج برمتها وعلى الفوق، وذلك باستخدام وسائل بسيطة، مع عدم وجود الطباعة الحجرية الناعمة.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> كاشف / معدات </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td></tr><tr><td> PDMS-184 SYLGARD </td><td> داو كورنينج USA </td><td></td></tr><tr><td> فراغ مجفف </td><td> Nalgene </td><td> 5310-0250 </td></tr><tr><td> خزعة المطارق </td><td> تيد بيلا شركة </td><td> هاريس أحادي النواة 15076 (2 مم)، 15074 (1.2 مم) </td></tr><tr><td> حقنة مضخات </td><td> Chemyx </td><td> الانصهار 200 </td></tr><tr><td> الاكليل المفاوض </td><td> تكنيك المنتجات الكهربائية </td><td> BD-20 </td></tr><tr><td> Tygon أنابيب </td><td> Tygon </td><td> S-54-HL </td></tr><tr><td> كونكانافالين-A </td><td> سيجما </td><td> C7275 </td></tr><tr><td> سكوتش الشريط </td><td> 3M سكوتش </td><td> شفافية الشريط 1/2 &quot; </td></tr></tbody></table>

a microfluidic device for studying multiple distinct strains

دراسة استجابات الخلية إلى التغيرات البيئية يفرض تحديات تجريبية كثيرة: الخلايا تحتاج إلى تصوير تحت الظروف المتغيرة، وغالبا بطريقة نسبية. وتستخدم بشكل روتيني لوحات Multiwell لمقارنة سلالات مختلفة أو خطوط الخلايا، ولكن تسمح سيطرة محدودة على ديناميات البيئة. أجهزة ميكروفلويديك، من ناحية أخرى، تسمح التحكم الديناميكي رائعة على الظروف المحيطة بها، ولكنه يمثل تحديا لصورة وتميز أكثر من سلالات قليلة فيها. نحن هنا وصف الأسلوب بسهولة وبسرعة تصنيع جهاز ميكروفلويديك قادرة على تطبيق الظروف المتغيرة بشكل حيوي إلى عدة سلالات الخميرة متميزة في قناة واحدة. تم تصميم الجهاز وتصنيعها من قبل وسائل بسيطة دون الحاجة إلى الطباعة الحجرية الناعمة. وتتكون من قناة تدفق على شكل Y تعلق على الطبقة الثانية إيواء microwells. توضع في microwells سلالات منفصلة، ​​وتصويرها في ظل الظروف الدقيقة الحيوية نفسها. نحن التجريبيnstrate استخدام الجهاز لقياس ردود توطين البروتين لنبضات من التغييرات في المغذيات سلالات الخميرة مختلفة.

للتدليل على الفصل بين سلالات مختلفة تصوير نحن سلالتين الخميرة مميزة في الآبار بديلة. تصوير الآبار كامل لا يظهر أي تسرب خلية بين الآبار (5A الشكل، ب). كل سلالات لديها MSN2 عامل النسخ ذات الكلمات الدلالية مع YFP. لاختبار تأثير حيوي في وقت واحد لتغيير الأوضاع، تحولت ?...

Watch this Scientific Journal Video about A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains at JoVE.com

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

نقدم طريقة بسيطة لإنتاج أجهزة ميكروفلويديك قادرة على تطبيق شروط دينامية مماثلة لسلالات متميزة متعددة، دون الحاجة إلى غرفة نظيفة أو الطباعة الحجرية الناعمة.

جهاز ميكروفلويديك لدراسة سلالات متميزة متعددة

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

a-microfluidic-device-for-studying-multiple-distinct-strains

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.7K Views.  Tel Aviv University. نقدم طريقة بسيطة لإنتاج أجهزة ميكروفلويديك قادرة على تطبيق شروط دينامية مماثلة لسلالات متميزة متعددة، دون الحاجة إلى غرفة نظيفة أو الطباعة الحجرية الناعمة.

Video: A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

ميكروفلويديك الأجهزة لإعادة تأسيس المكروية ورم<em&gt; في المختبر</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

ميكروفلويديك الخلاطات لدراسة طي البروتين

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in porous media are relevant to several industrial and environmental processes such as wastewater treatment and CO2 sequestration. We used Pseudomonas fluorescens, a Gram-negative aerobic bacterium, to investigate biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media. The microfluidic device consists of an array of micro-posts, which were fabricated using soft-lithography. Subsequently, biofilm formation in these devices with flow was investigated and we demonstrate the formation of filamentous biofilms known as streamers in our device. The detailed protocols for fabrication and assembly of microfluidic device are provided here along with the bacterial culture protocols. Detailed procedures for experimentation with the microfluidic device are also presented along with representative results.

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

بروتوكول لتشكيل بيوفيلم الملون في جهاز ميكروفلويديك مع مايكرو الأركان

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

رقاقة ميكروفلويديك لICPMS مقدمة عينة

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

تحليل خلط التجانس في جهاز ميكروفلويديك التي كتبها الميكروسكيل انعراجي تقنية

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

Fully Automated Centrifugal Microfluidic Device for Ultrasensitive Protein Detection from Whole Blood

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform for reduced sample volume and assay time as well as full automation are required for potential use in point-of-care-diagnostics. Recently, we have demonstrated ultrasensitive detection of serum proteins, C-reactive protein (CRP) and cardiac troponin I (cTnI), utilizing a lab-on-a-disc composed of TiO2 nanofibrous (NF) mats. It showed a large dynamic range with femto molar (fM) detection sensitivity, from a small volume of whole blood in 30 min. The device consists of several components for blood separation, metering, mixing, and washing that are automated for improved sensitivity from low sample volumes. Here, in the video demonstration, we show the experimental protocols and know-how for the fabrication of NFs as well as the disc, their integration and the operation in the following order: processes for preparing TiO2 NF mat; transfer-printing of TiO2 NF mat onto the disc; surface modification for immune-reactions, disc assembly and operation; on-disc detection and representative results for immunoassay. Use of this device enables multiplexed analysis with minimal consumption of samples and reagents. Given the advantages, the device should find use in a wide variety of applications, and prove beneficial in facilitating the analysis of low abundant proteins.

This protocol demonstrates how to achieve femto molar detection sensitivity of proteins in 10 &#181;L of whole blood within 30 min. This can be achieved by using electrospun nanofibrous mats integrated in a lab-on-a-disc, which offers high surface area as well as effective mixing and washing for enhanced signal-to-noise ratio.

تماما الجهاز الآلي الطرد المركزي ميكروفلويديك للكشف عن البروتين فائق الحساسية من الدم الكامل

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

شارك في ثقافة المعيشة Microbiome مع المعوية الزوائد Microengineered الإنسان في الوتر على واحد في رقاقة ميكروفلويديك الأجهزة

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

متعدد خطوة الطباعة التصويرية متغير الطول لمحكم بصمام متعدد الأجهزة ميكروفلويديك

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

الفيلم الجافة على أساس مقاوم الضوء Biosensor موائع جزيئية الكهروكيميائية منصة: تصنيع الجهاز وإعداد مقايسة على شريحة، ونظام التشغيل

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.