YG est soutenu par une bourse de la BID. IN est un garçon Alon et membre du corps professoral du ‭ Edmond J. ‬ Safra Center for Bioinformatics Université de Tel Aviv ‭. ‬ Cette recherche a été financée par l&#39;ISF subvention 1499/10.

1. Création d&#39;un Master Scotch-ruban 5 <ol><li> Dessiner ou imprimer souhaité mise à microcanaux, à l&#39;échelle sur du papier. Dans notre cas, la conception se compose de deux canaux en Y, chacun 3 mm de large (figure 2). </li><li> Couvrir d&#39;un verre coulissant avec des couches de scotch. Le nombre de couches détermine la hauteur du canal (environ 60 um par couche). Nous avons utilisé 3 couches scotch. </li><li> Placer le schéma de configuration sur une surface plane. Aligner la glissière sur le modèle de conception. Découpez soigneusement le ruban adhésif sur la lame de verre avec un scalpel en fonction de la mise en page. </li><li> Enlever le scotch de toutes les régions de la lame de verre, sauf ceux de la mise en page du microcanal. </li><li> Placer la lame dans un four de chauffage à 65 ° C pendant 2-3 min. Nettoyer délicatement avec de l&#39;éthanol. </li></ol> 2. Fabrication d&#39;un dispositif microfluidique PDMS <ol><li> Mélanger la base et composants durcisseurs de PDMS comme recommandé par le fabricant. Nous utilisons une 10:01rapport de la base à l&#39;agent de durcissement. Verser environ 30 ml de mélange PDMS dans une boîte de Petri à une hauteur de ~ 0,5 cm. Dégazer le PDMS dans le vide si nécessaire. Plonger la lame de verre dans le PDMS avec du scotch à motifs vers le haut. Placer le motif après le PDMS empêche la formation de bulles d&#39;air entre la lame et le fond plat. Cure de 48 h à 65 ° C, en s&#39;assurant que le plat est à l&#39;horizontale à l&#39;aide d&#39;un niveau à bulle. </li><li> Dans un nouveau plat de Pétri de 90 mm verser 3 ml de mélange PDMS, résultant en une couche d&#39;environ 0,5 mm de profondeur. (Si la tournette est disponible, il peut être utilisé pour cette étape). </li><li> Degas et guérir qu&#39;en 2.1. </li><li> Découper délicatement le dispositif microfluidique à la taille désirée avec un scalpel. Cette couche sera appelée &quot;couche d&#39;écoulement&quot;. </li><li> Découpez un morceau de taille similaire de couche mince PDMS à partir du second plat de Pétri. Ce sera dite &quot;couche de puits&quot;. </li><li> Utiliser un perforateur de taille appropriée biopsie (On utilise 1,2 mm de diamètre) à percer des trous pour les entrées et les sorties de la couche d&#39;écoulement. </li&gt; <li> Placer la couche de puits sur une lame de verre d&#39;épaisseur sur la configuration d&#39;poinçon et hors des puits, en utilisant 2 mm ID biopsie perforateur, en alignement avec les micro-canaux sur la mise en page. </li><li> Nettoyer les deux couches de PDMS ainsi que de couvre un verre 24 mm x 60 mm avec de l&#39;éthanol. Sécher à l&#39;air et à garder propre. </li><li> Plasma traiter à la fois la lamelle de verre et la couche de PDMS puits en utilisant soit graveur plasma standard (pour les non-réversible collage) ou un dispositif de traitement à main corona 6 pour collage réversible. Placer soigneusement la couche de puits au-dessus de la lamelle couvre-objet pour provoquer l&#39;adhérence (figure 3). Frottez doucement les bulles d&#39;air (si nécessaire). </li></ol> 3. Expérience d&#39;imagerie cellulaire <ol><li> Assurez-vous que le support souhaité dans des seringues prêtes appropriés reliés à des tubes en plastique flexibles d&#39;un diamètre intérieur de 0,02 &quot;(Tygon) dans la pompe seringue. </li><li> Cultivez S. cerevisiae à la phase désirée dans YPD liquide. Vortex fond et lieu à 300 μl de chaque souche dans un tube à centrifuger. </li><li> Placez délicatement 1 pl de la concanavaline A (sigma) 2 mg / ml dans chaque puits. Laver la concanavaline A l&#39;excès de chaque puits deux fois par pipetant doucement l&#39;eau. </li><li> Alors que la concanavaline A est le séchage, laver deux fois avec 300 souches ul de milieu SC dépourvu de glucose. Lavage du glucose résiduel à partir des parois cellulaires permet une bonne adhérence à la concanavaline A. </li><li> Vortex cellules à fond. Pipeter 0,75 pi ou moins de chaque suspension cellulaire dans son propre puits (figure 3). Lavez délicatement les cellules résiduelles avec un milieu riche. Les deux étapes suivantes doivent être effectuées rapidement afin d&#39;empêcher les cellules de se tarir. </li><li> Plasma traiter la puce et les puits à fond en utilisant l&#39;appareil de traitement corona à main, en faisant attention de ne pas frapper directement les puits. Placez délicatement la puce sur le puits, en accordant une attention particulière à l&#39;alignement entre les deux (cette étape peut être effectuée sous un stéréoscope). Appuyez doucement sur pour faire adhérer les deux couches de PDMS. Remplir lentement l&#39;appareil complètement avec environ 50 ul milieu riche en s&#39;assurant qu&#39;aucune bulle d&#39;air ne reste dans le canal. </li><li> Connectez l&#39;appareil, insérer les tubes dans les entrées appropriées et commencer à flux média. Veillez à ce que les bulles d&#39;air sont introduits dans l&#39;appareil, car ils peuvent être difficiles à enlever, ce qui peut être accompli en débranchant une entrée ou de sortie et en tapotant doucement sur le périphérique où les bulles sont, en faisant attention de ne pas casser la lamelle de verre. </li><li> Placez-le sous microscope et trouver des points d&#39;imagerie appropriées dans chaque puits. </li><li> Maintenir les cellules dans un milieu riche écoulement pendant 1 heure ou plus pour permettre la récupération en cas de besoin. </li><li> Commencez l&#39;expérience: nous utilisons flux constant de chacun des deux pompes à seringues pour empêcher le retour des médias, en changeant les débits relatifs au choix. A la mise en pompe à 0,8 ml / h et la pompe B et 0,2 ml / hr élément de support d&#39;un écoulement au-dessus de 80% de la largeur de la chaîne (figure 4). Cela peut être dynamiquement cpendu en changeant les deux débits. Stabiliser les nouvelles conditions dans les secondes sur toute la longueur de la chaîne 2. </li></ol>

<ol>
	<li>Dertinger, S. K., Jiang, X., Li, Z., Murthy, V. N., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gradients+of+substrate-bound+laminin+orient+axonal+specification+of+neurons.">Gradients of substrate-bound laminin orient axonal specification of neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 12542-12547 (2002).</li><li>Hersen, P., McClean, M. N., Mahadevan, L., Ramanathan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+processing+by+the+HOG+MAP+kinase+pathway.">Signal processing by the HOG MAP kinase pathway.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 7165-7170 (2008).</li><li>Paliwal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MAPK-mediated+bimodal+gene+expression+and+adaptive+gradient+sensing+in+yeast.">MAPK-mediated bimodal gene expression and adaptive gradient sensing in yeast.</a> Nature. 446, 46-51 (2007).</li><li>Bennett, M. R., Hasty, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+devices+for+measuring+gene+network+dynamics+in+single+cells.">Microfluidic devices for measuring gene network dynamics in single cells.</a> Nat. Rev. Genet. 10, 628-638 (2009).</li><li>Shrirao, A. B., Perez-Castillejos, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+Fabrication+of+Microfluidic+Devices+by+Replicating+Scotch-tape+Masters.">Simple Fabrication of Microfluidic Devices by Replicating Scotch-tape Masters.</a> Chips &#38; Tips. , (2010).</li><li>Haubert, K., Drier, T., Beebe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PDMS+bonding+by+means+of+a+portable,+low-cost+corona+system.">PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system.</a> Lab Chip. 6, 1548-1549 (2006).</li><li>Gerber, D., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+microfluidic+approach+to+generating+protein-interaction+networks.">An in vitro microfluidic approach to generating protein-interaction networks.</a> Nat. Methods. 6, 71-74 (2009).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Dans cet article, nous présentons une méthode de paillasse simple pour créer un dispositif microfluidique qui permet suivants souches de levures plusieurs simultanément dans des conditions dynamiques. Après plusieurs souches dans un canal fournit un outil fiable pour comparer la dynamique des réponses des cellules individuelles dans des souches multiples. Un avantage de notre approche est la capacité à fabriquer le dispositif avec des techniques simples, sans la nécessité d&#39;une salle blanche. En fait, nous...

Les cellules sont constamment réagir à un environnement changeant dynamiquement, en changeant leur métabolisme, profil transcriptionnel et fonctions cellulaires. Pour étudier ces phénomènes, les méthodes qui permettent de quantifier ces changements sont nécessaires. Un type de lecture de ces réponses est le changement dans la localisation des facteurs de stress liés à la transcription en réponse à un stress nutritionnel. Dispositifs de microfluidique 1 ont été utilisés pour manipuler dynamiquement des conditions environnementales dans les cellules 2-4. Ils présentent plusieurs avantages pour l&#39;imagerie de cellules vivantes: l&#39;environnement des cellules peuvent être contrôlées avec précision et dynamique a changé, les cellules peuvent être imagée en direct à tout moment, y compris lors de la manipulation des conditions extérieures, et des volumes de réactifs minimales sont requises. Une conception très simple pour un dispositif microfluidique, permettant une alternance entre deux conditions, est un dispositif en forme de Y 2. Nous utilisons régulièrement en forme de Y dispositifs microfluidiques qui permettentapplication des changements dynamiques aux cellules dans le canal. Nous utilisons ce dispositif pour suivre les changements de localisation des facteurs de stress marquées par fluorescence de transcription liés à des cellules de levure. Nous suivons ces changements dans l&#39;évolution des conditions nutritionnelles. Par exemple, nous pouvons fournir une impulsion (ou une série d&#39;impulsions) de glucose milieu contenant dans un délai de plus de glucose et moyen terme, à une résolution temporelle très fine. Souvent, dans ces expériences, on est intéressé à comparer les réponses des souches cellulaires différentes (par exemple, différents mutants ou différents isolats sauvages). Le canal en forme de Y est limitée à une souche dans chaque canal - si plus d&#39;une souche est utilisé, il n&#39;existe pas de moyen simple de faire la distinction entre les souches. Pour remédier à cela, les différents canaux peuvent être utilisés. Si nous voulons appliquer les mêmes conditions dynamiques de plusieurs souches, nous tenons à associer le concept Y-canal avec de multiples canaux. Il ya deux défis dans la mise en œuvre de cette solution: Il peut être difficile d&#39;appliquer til mêmes conditions en même temps à tous les canaux, et il existe une limitation géométrique au nombre de canaux en Y qui peuvent être montés dans un seul appareil. Nous avons donc cherché un moyen pour visualiser plusieurs souches dans un canal dans des conditions dynamiques. Ici, nous décrivons un dispositif à deux couches microfluidique destiné aux souches d&#39;imagerie multiples dans un canal dans les mêmes conditions dynamiques. La couche inférieure est constituée de couches minces PDMS avec une rangée de trous. Cette couche est attachée à la lamelle de verre créant des puits dans lequel nous allons placer les différentes souches, les faire adhérer à la concanavaline A sur le verre. La seconde couche est un dispositif en forme de Y microfluidique créé en utilisant la méthode du ruban adhésif 5. Après avoir placé les souches dans les puits de la seconde couche est rapidement alignée et fixée à la première, la création d&#39;une chaîne de plusieurs puits qui contiennent les différentes souches. Ce dernier dispositif permet de suivre plusieurs souches dans un canal, où tous lessouches sont soumis aux mêmes conditions à la même heure. Toute la conception et de la production qui peut être fait sur la paillasse, avec des moyens simples, sans la lithographie douce.

<table border="1"><tbody><tr><td> Réactif / équipement </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> PDMS-Sylgard 184 </td><td> Dow Corning USA </td><td></td></tr><tr><td> Dessiccateur à vide </td><td> Nalgene </td><td> 5310-0250 </td></tr><tr><td> Biopsie puncheurs </td><td> Ted Pella Inc </td><td> Harris Uni-Core 15076 (2 mm), 15 074 (1,2 mm) </td></tr><tr><td> Pompes à seringues </td><td> Chemyx </td><td> Fusion 200 </td></tr><tr><td> Corona purificateur </td><td> Electro-techniques des produits </td><td> BD-20 </td></tr><tr><td> Tuyau Tygon </td><td> Tygon </td><td> S-54-HL </td></tr><tr><td> Concanavaline-A </td><td> Sigma </td><td> C7275 </td></tr><tr><td> Ruban adhésif </td><td> 3M Scotch </td><td> Ruban transparent 1/2 &quot; </td></tr></tbody></table>

a microfluidic device for studying multiple distinct strains

L&#39;étude des réponses cellulaires aux changements environnementaux pose de nombreux défis expérimentaux: les cellules doivent être imagé dans des conditions changeantes, souvent de manière comparative. Plaques multipuits sont couramment utilisées pour comparer différentes souches ou des lignées cellulaires, mais de permettre un contrôle limité sur la dynamique de l&#39;environnement. Dispositifs microfluidiques, d&#39;autre part, de permettre exquise contrôle dynamique des conditions environnantes, mais il est difficile d&#39;image et de distinguer plus de quelques souches en eux. Nous décrivons ici une méthode pour fabriquer facilement et rapidement un dispositif microfluidique capable d&#39;appliquer les conditions changent dynamiquement à de multiples souches de levures différentes dans un même canal. L&#39;appareil est conçu et fabriqué par des moyens simples, sans la nécessité d&#39;une lithographie douce. Il se compose d&#39;un canal d&#39;écoulement en forme de Y attaché à une seconde couche hébergeant micropuits. Les souches sont placés dans des micropuits distincts, et imagée dans exactement les mêmes conditions dynamiques. Nous démonstrate l&#39;utilisation du dispositif de mesure de la localisation des protéines réponses à des impulsions de changement de nutriments dans différentes souches de levure.

Pour démontrer la séparation entre les différentes souches nous imagée deux souches de levures distinctes dans les puits de rechange. Imagerie la pleine puits montre aucune fuite cellulaire entre les puits (figure 5a, b). Les deux souches ont le même facteur de transcription MSN2 marqués avec la YFP. Pour tester l&#39;effet simultané de manière dynamique l&#39;évolution des conditions, nous avons changé les débits dans les deux canaux d&#39;entrée, créant ainsi une étape de milieu sans glu...

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A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

Nous présentons une méthode simple pour produire des dispositifs microfluidiques capables d&#39;appliquer les mêmes conditions dynamiques à plusieurs souches distinctes, sans avoir besoin d&#39;une salle blanche ou lithographie douce.

Un dispositif microfluidique pour l&#39;étude de plusieurs souches distinctes

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.7K vues.  Tel Aviv University. Nous présentons une méthode simple pour produire des dispositifs microfluidiques capables d'appliquer les mêmes conditions dynamiques à plusieurs souches distinctes, sans avoir besoin d'une salle blanche ou lithographie douce.

Vidéo: A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

Dispositif microfluidique pour Recréer un microenvironnement des tumeurs<em&gt; In vitro</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

Recherche

Bio-ingénierie

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

Mélangeurs microfluidiques pour étudier repliement des protéines

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in porous media are relevant to several industrial and environmental processes such as wastewater treatment and CO2 sequestration. We used Pseudomonas fluorescens, a Gram-negative aerobic bacterium, to investigate biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media. The microfluidic device consists of an array of micro-posts, which were fabricated using soft-lithography. Subsequently, biofilm formation in these devices with flow was investigated and we demonstrate the formation of filamentous biofilms known as streamers in our device. The detailed protocols for fabrication and assembly of microfluidic device are provided here along with the bacterial culture protocols. Detailed procedures for experimentation with the microfluidic device are also presented along with representative results.

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

Protocole pour la formation du biofilm Streamer dans un dispositif microfluidique avec micro-piliers

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

Analyse Inhomogénéité mélange dans un dispositif microfluidique par Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

Fully Automated Centrifugal Microfluidic Device for Ultrasensitive Protein Detection from Whole Blood

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform for reduced sample volume and assay time as well as full automation are required for potential use in point-of-care-diagnostics. Recently, we have demonstrated ultrasensitive detection of serum proteins, C-reactive protein (CRP) and cardiac troponin I (cTnI), utilizing a lab-on-a-disc composed of TiO2 nanofibrous (NF) mats. It showed a large dynamic range with femto molar (fM) detection sensitivity, from a small volume of whole blood in 30 min. The device consists of several components for blood separation, metering, mixing, and washing that are automated for improved sensitivity from low sample volumes. Here, in the video demonstration, we show the experimental protocols and know-how for the fabrication of NFs as well as the disc, their integration and the operation in the following order: processes for preparing TiO2 NF mat; transfer-printing of TiO2 NF mat onto the disc; surface modification for immune-reactions, disc assembly and operation; on-disc detection and representative results for immunoassay. Use of this device enables multiplexed analysis with minimal consumption of samples and reagents. Given the advantages, the device should find use in a wide variety of applications, and prove beneficial in facilitating the analysis of low abundant proteins.

This protocol demonstrates how to achieve femto molar detection sensitivity of proteins in 10 &#181;L of whole blood within 30 min. This can be achieved by using electrospun nanofibrous mats integrated in a lab-on-a-disc, which offers high surface area as well as effective mixing and washing for enhanced signal-to-noise ratio.

Entièrement automatisé centrifuge microfluidique Dispositif pour Ultrasensitive Protein Détection de sang total

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-culture de la vie microbiome avec Microengineered Human Intestinal Villi dans un Gut-on-a-Chip microfluidique périphérique

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Feuil sec axée sur la résine photosensible de biocapteurs microfluidiques électrochimiques plate-forme : Fabrication de dispositifs, préparation de dosage sur puce et fonctionnement du système

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Irrigables réseau vasculaire avec un modèle de tissu dans un dispositif microfluidique

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Generation of Dynamical Environmental Conditions using a High-Throughput Microfluidic Device

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and organs are either highly expensive, like robotics, or lack nanoliter volume and millisecond time accuracy in liquid manipulation. We herein present the design and fabrication of a microfluidic system, which consists of 1,500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. To demonstrate the capacities of the microfluidic device, neural stem cell (NSC) spheres are maintained in the proposed system. We observed that when the NSC sphere is exposed to CXCL in day 1 and EGF in day 2, the round-shaped conformation is well maintained. Variation in the input order of 6 drugs causes morphological changes to the NSC sphere and the expression level representative marker for NSC stemness (i.e., Hes5 and Dcx). These results indicate that dynamic and complex environmental conditions have great effects on NSC differentiation and self-renewal, and the proposed microfluidic device is a suitable platform for high throughput studies on the complex life machinery.

We present a microfluidic system for high throughput studies on complex life machinery, which consists of 1500 culture units, an array of enhanced peristaltic pumps and an on-site mixing modulus. The microfluidic chip allows for the analysis of the highly complex and dynamic micro-environmental conditions in vivo.

Génération de conditions environnementales dynamiques à l’aide d’un dispositif microfluidique à haut débit

Mimicking in vivo environmental conditions is crucial for in vitro studies on complex life machinery. However, current techniques targeting live cells and ...

Mise en place d’un dispositif microfluidique pour la production de bouchons combinatoires

Bilayer Microfluidic Device for Combinatorial Plug Production

Droplet microfluidics is a versatile tool that allows the execution of a large number of reactions in chemically distinct nanoliter compartments. Such systems have been used to encapsulate a variety of biochemical reactions - from incubation of single cells to implementation of PCR reactions, from genomics to chemical synthesis. Coupling the microfluidic channels with regulatory valves allows control over their opening and closing, thereby enabling the rapid production of large-scale combinatorial libraries consisting of a population of droplets with unique compositions. In this paper, protocols for the fabrication and operation of a pressure-driven, PDMS-based bilayer microfluidic device that can be utilized to generate combinatorial libraries of water-in-oil emulsions called plugs are presented. By incorporating software programs and microfluidic hardware, the flow of desired fluids in the device can be controlled and manipulated to generate combinatorial plug libraries and to control the composition and quantity of constituent plug populations. These protocols will expedite the process of generating combinatorial screens, particularly to study drug response in cells from cancer patient biopsies.

Pleins feux sur l’auteur : Intégration des approches computationnelles et expérimentales en oncologie de précision

The fabrication of a polydimethylsiloxane (PDMS)-based bilayer device for the production of combinatorial libraries in water-in-oil emulsions (plugs) is presented here. The necessary hardware and software required to automate plug production are detailed in the protocol, and the production of a quantitative library of fluorescent plugs is also demonstrated.

Dispositif microfluidique bicouche pour la production de bouchons combinatoires

Droplet microfluidics is a versatile tool that allows the execution of a large number of reactions in chemically distinct nanoliter compartments. Such ...