الكتاب نود أن نعترف الكسندرا أوبي للحصول على المساعدة الفنية والدعم، جيمس بارتون لتوفير السرد الفيديو، ورامونا Flatz وJoellen سويني لتظهر في شريط الفيديو المصاحب. وأيد هذا العمل من قبل صندوق موردوك MJ الخيرية (منحة رقم 2012205 لJED).

1. نظام ستيريو المجهر ملاحظة: على الرغم من هذا البروتوكول هو قابل للتكيف بسهولة إلى أي تقريبا نظام ستيريو المجهر بالإضافة إلى كاميرا رقمية لديها القدرة على الحصول على شريط فيديو، وتقدم تفاصيل عن النظام المستخدم في مختبرنا (جدول المواد / المعدات). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على الفيديو الرقمي باستخدام مجهر ستيريو ثلاثي العينيات بالإضافة إلى كاميرا رقمية التجارية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من أجل زوجين الكاميرا الرقمية التجارية إلى ميناء ثلاثي العينيات المجهر ستيريو، وإزالة ½x C-جبل من ميناء PHOTOTUBE المجهر ستيريو واستبدالها 1X C-جبل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل مقرنة كاميرا رقمية (43 ملم موضوع) إلى 1X C-جبل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل حلقتين خطوة إلى أسفل، 58 مم إلى 48 مم، و 48 مم إلى 43 مم، إلى مقرنة الكاميرا لسد اتصال من مقرنة الكاميرا الرقمية لمجموعة عدسة محول للكاميرا الرقمية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيب كاميرا رقمية لعدة محول العدسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على الفيديو مع التكبير المجهر وزوم بصري من مجموعة الكاميرات الرقمية لتكبير مجتمعة حوالي 12X (30 لقطة في الثانية، 640 × 480 بكسل). ملاحظة: يجب أن يتم تعويض التكبير المجهر ستيريو وفقا لإعادة تشكيلها حديثا 1X C-جبل من ميناء ثلاثي العينيات. </li></ol> 2. التصوير ذبابة الفاكهة يرقات الطور الثالث <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الشريط علامة دائمة على لوحة سوداء من مرحلة المجهر ستيريو بالإضافة إلى كاميرا رقمية حتى يتسنى للجانب الغطاء علامة تحتل ما يقرب من ⅓ إلى ¼ الحقل الرأسي للرأي لوحظ في رصد الكاميرا LCD. استخدام قمم علامة كمرحلة لأداء التصوير اليرقات لأنها تأتي في مجموعة متنوعة من الألوان التي يمكن استخدامها لرمز اللون والتفريق بين الأنماط الجينية لليرقات التي يجري تصويرها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترسيم مجال الرؤية لاحظ في الشاشة LCD الكاميرا الرقمية على سطح أعلى علامة مع نقطة غرامةعلامة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختر يرقة الطور الثالث إلى الصورة. وكانت معايير اختيار يرقات العمر الثالث طول الجسم، وظهور من مصدر الغذاء خلال مرحلة اليرقات من دورة الحياة، فإن وجود الفتحات التنفسية الأمامية والخلفية، وهيكل السنانير الفك السفلي من الفم الجهاز 11. ضمان اليرقة نظيفة قبل غسله جيدا في الماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إلقاء الضوء على مرحلة أعلى علامة دائمة من فوق مع الضوء من نظام الإضاءة الألياف البصرية. ضبط زاوية ضوء الحادث لتوفير الإضاءة المثلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيز المجهر على حافة أعلى علامة دائمة. ستبدأ بالحصول على الفيديو الرقمي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع اليرقة على جانب الغطاء علامة حوالي 75 درجة بعيدا عن المحور الرأسي، خارج مجال الرؤية، مع الأمامي من اليرقة التوجه نحو مجال الرؤية (الشكل 1). ملاحظة: تنسيب اليرقة على جانب الغطاء علامة يسمح للكاميرا لتسجيل حركة من الالبريد يرقة من منظور جانبي. فهو يساعد على الحفاظ على يرقة رطبة بالماء حتى لا تسقط على جانب الغطاء علامة. يجب توخي العناية، ومع ذلك، لعدم استخدام الكثير من المياه وكميات مفرطة ستلتزم اليرقة حيث يزحف عبر الحقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كزة بلطف وهمز اليرقة مع الفرشاة الصغيرة لإكراه على الزحف عبر مجال الرؤية. التريث اليرقات نادرا ما تتعاون وغالبا ما يجب أن عاد إلى نقطة البداية عدة مرات قبل أن الزحف مباشرة عبر الحقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل حوالي 10-15 دقيقة من دون انقطاع لقطات الفيديو الرقمية والمحاصيل، وإزالة جميع اللقطات التي لا داعي لها بعد الاستحواذ مع برامج تحرير الفيديو الرقمي. </li></ol> 3. التصوير الكبار ذبابة الفاكهة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بالغ واحد ذبابة الفاكهة في التخلص منها 1.5 مل الطيفية البوليسترين كوفيت. ملاحظة: CO 2 تخدير الكبار ذبابة الفاكهة فورا قبل behavبروتوكول تحليل ioral يمكن بخرق النتائج 12. فمن المستحسن أن الكبار ذبابة الفاكهة أن تعطى فترة 24 ساعة للتعافي من CO 2 تخدير قبل تنفيذ في اختبار السلوكي 13. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكونات نهاية كفيت مع كرة القطن الصغيرة. ضمان معبأة الكرة القطن ضيق بما فيه الكفاية لاحتلال الفضاء قبعة كبيرة وتحصر الطاير إلى المقصورة انخفاض حجم كفيت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع كفيت على لوحة بيضاء مرحلة المجهر ستيريو ومحاذاة بشكل صحيح مقصورة انخفاض حجم كفيت مع مجال الرؤية لاحظ في الشاشة LCD الكاميرا الرقمية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضيء كفيت من فوق مع الضوء من نظام الإضاءة الألياف البصرية. ضبط زاوية ضوء الحادث لتوفير الإضاءة المثلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيز المجهر وستبدأ بالحصول على الفيديو الرقمي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل حوالي 30-45 دقيقة من دون انقطاع لقطات الفيديو الرقمية والمحاصيل، وإزالة جميع لا لزوم لهالقطات ما بعد الاستحواذ مع برامج تحرير الفيديو الرقمي. </li></ol>

<ol>
	<li>Zhang, B., Freeman, M. R., Waddell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila neurobiology: a laboratory manual. , (2010).</li><li>Frank, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+approaches+for+studying+synaptic+development,+function,+and+plasticity+using+Drosophila+as+a+model+system.">New approaches for studying synaptic development, function, and plasticity using Drosophila as a model system.</a> J Neurosci. 33, 17560-17568 (2013).</li><li>Mudher, A., Newman, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila : a toolbox for the study of neurodegenerative disease. , (2008).</li><li>Bilen, J., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+human+neurodegenerative+disease.">Drosophila as a model for human neurodegenerative disease.</a> Annu Rev Genet. 39, 153-171 (2005).</li><li>Jakubowski, B. R., Longoria, R. A., Shubeita, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+throughput+and+sensitive+method+correlates+neuronal+disorder+genotypes+to+Drosophila+larvae+crawling+phenotypes.">A high throughput and sensitive method correlates neuronal disorder genotypes to Drosophila larvae crawling phenotypes.</a> Fly (Austin). 6, 303-308 (2012).</li><li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila+chordotonal+organ+mutants).">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila chordotonal organ mutants).</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 16053-16058 (2003).</li><li>Jahn, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+early+locomotor+abnormalities+in+a+Drosophila+model+of+Alzheimer's+disease.">Detection of early locomotor abnormalities in a Drosophila model of Alzheimer's disease.</a> J Neurosci Methods. 197, 186-189 (2011).</li><li>Donelson, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+positional+tracking+for+long-term+analysis+of+Drosophila+sleep+and+locomotion+using+the+&amp;#34;tracker&amp;#34;+program.">High-resolution positional tracking for long-term analysis of Drosophila sleep and locomotion using the &amp;#34;tracker&amp;#34; program.</a> PLoS ONE. 7, e37250 (2012).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+video+tracking+of+locomotion+in+adult+Drosophila+melanogaster.">High-resolution video tracking of locomotion in adult Drosophila melanogaster.</a> J Vis Exp. (24), (2009).</li><li>Colomb, J., Reiter, L., Blaszkiewicz, J., Wessnitzer, J., Brembs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open+source+tracking+and+analysis+of+adult+Drosophila+locomotion+in+Buridan's+paradigm+with+and+without+visual+targets.">Open source tracking and analysis of adult Drosophila locomotion in Buridan's paradigm with and without visual targets.</a> PLoS ONE. 7, e42247 (2012).</li><li>Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Drosophila. , (1965).</li><li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthetising+Drosophila+for+behavioural+studies.">Anaesthetising Drosophila for behavioural studies.</a> J Insect Physiol. 46, 439-442 (2000).</li><li>Greenspan, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fly pushing : the theory and practice of Drosophila genetics.. , (2004).</li><li>Duncan, J. E., Lytle, N. K., Zuniga, A., Goldstein, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Microtubule+Regulatory+Protein+Stathmin+Is+Required+to+Maintain+the+Integrity+of+Axonal+Microtubules+in+Drosophila.">The Microtubule Regulatory Protein Stathmin Is Required to Maintain the Integrity of Axonal Microtubules in Drosophila.</a> 8, e683244 (2013).</li><li>Belmont, L. D., Mitchison, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+protein+that+interacts+with+tubulin+dimers+and+increases+the+catastrophe+rate+of+microtubules.">Identification of a protein that interacts with tubulin dimers and increases the catastrophe rate of microtubules.</a> Cell. 84, 623-631 (1996).</li><li>Cassimeris, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+oncoprotein+18/stathmin+family+of+microtubule+destabilizers.">The oncoprotein 18/stathmin family of microtubule destabilizers.</a> Curr Opin Cell Biol. 14, 18-24 (2002).</li></ol>

وقد أعلن الباحثون أن لا وجود المصالح المتنافسة.

قوة ذبابة الفاكهة السوداء &#39;ق كنظام نموذج لدراسة وظيفة الجهاز العصبي تنبع إلى حد كبير من التقارب من أدوات قوية الجينية المتاحة ومجموعة واسعة من المقايسات سلوكية قوية المتقدمة. هنا نقدم تقنية المجهر بسيطة ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع للحصول على فيديو عالي ا...

ذبابة الفاكهة ذبابة الفاكهة السوداء البطن شيوعا هو نظام النموذج التجريبي قوية لدراسة وظيفة الجهاز العصبي 1-3. الحفظ التطوري للبنية ووظيفة الجهاز العصبي مع البشر، فضلا عن سهولة التلاعب الجيني ومجموعة واسعة من الأدوات الوراثية يجعل ذبابة الفاكهة الكائن العرض الأول لنموذج أمراض الاعصاب البشري 4. طفرات الجينات التي تسبب خلل في الجهاز العصبي وغالبا ما يؤدي إلى يرقات متحولة وقابلة للحياة الكبار ذبابة الفاكهة مع ضعف الحركة. وتشمل الظواهر التي لوحظت في الجهاز العصبي المسوخ معيبة معدل الحركة والتنسيق الشاذة، وحركات تشنجية في البالغين، وكذلك العجز في انكماش تحوي من الجسم الجدار العضلي، والشلل الجزئي لليرقات تخفيضها. وقد استغلت هذه الظواهر في تطوير شاشات الوراثية الإنتاجية العالية والمقايسات تنقل اليرقات متحولة 5و 6 و 7-10 الكبار ذبابة الفاكهة التي تهدف إلى قياس انخفاض تنقل وتحديد الجينات الضرورية لوظيفة الجهاز العصبي. في حين أن هذه الأساليب هي مفيدة للغاية لقياس السلوكيات قاطرة اليرقات والكبار، فشلوا في نقل المعلومات النوعية عن كل سلوك منحرف محدد. على سبيل المثال، في حين متحولة الثالثة يرقات العمر قد يحمل المعلمات تنقل المتغيرة في الفحص السلوكي، قد يكون من غير الواضح ما إذا كان هذا هو نتيجة لتغيرات في تقلصات تحوي الإيقاعي خلال دورة الزحف، نقص عام في التنسيق، أو الشلل الجزئي من الجسم الخلفي الجدار العضلي. نحن هنا وصف تقنية المجهر بسيطة ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع للحصول على فيديو عالي الجودة الرقمية من ذبابة الفاكهة الكبار والظواهر قاطرة اليرقات من منظور جانبي. الفيديو الرقمي المكتسبة من منظور جانبي يسمح الملاحظة المباشرة وتحليل الفروق الدقيقة في وكوموتيفالبريد السلوكيات من أكثر بالمعلومات الجانبية الرأي التوجه.

<table><tbody><tr><td>Trinocular Stereozoom Microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>SZ6145TR</td><td>&amp;frac12; C-mount was removed and replaced with 1X C-mount</td></tr><tr><td>1X C-mount</td><td>Leeds Precision Instruments</td><td>LSZ-1XCMT2</td><td></td></tr><tr><td>Digital Camera Coupler (43 mm thread)</td><td>Qioptiq Imaging Solutions</td><td>25-70-10-02</td><td></td></tr><tr><td>58 mm to 48 mm Step Down Ring</td><td>B&amp;amp;H Video</td><td>GBSDR5848</td><td></td></tr><tr><td>48 mm to 43 mm Step Down Ring</td><td>B&amp;amp;H Video</td><td>GBSDR4843</td><td></td></tr><tr><td>Lensmate Adapter Kit for Canon G10</td><td>LensMateOnline.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Canon PowerShot G10 Digital Camera</td><td>Canon U.S.A., Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Spectroscopic Polysterene Cuvette</td><td>Denville Scientific</td><td>U8650-4</td><td></td></tr></tbody></table>

acquisition of high-quality digital video of drosophila larval and adult behaviors from a lateral perspective

ذبابة الفاكهة السوداء البطن هو نظام النموذج التجريبي قوية لدراسة وظيفة الجهاز العصبي. طفرات الجينات التي تسبب خلل في الجهاز العصبي غالبا ما تنتج اليرقات قابلة للحياة والكبار التي تحرك الظواهر المعيبة التي يصعب تصف بدقة مع النص أو تمثل تماما مع صورة فوتوغرافية واحدة. أوضاع الحالية النشر العلمي، ومع ذلك، ودعم تقديم وسائط الفيديو الرقمي كمادة تكميلية لمرافقة مخطوطة. نحن هنا وصف تقنية المجهر بسيطة ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع للحصول على فيديو عالي الجودة الرقمية لكل من ذبابة الفاكهة الظواهر اليرقات والكبار من منظور جانبي. فيديو للتنقل اليرقات والكبار من الرؤية الجانبية هو مفيد لأنه يسمح للمراقبة وتحليل الفروق الدقيقة والاختلافات في السلوكيات الشاذة قاطرة. لقد استخدمت بنجاح هذه التقنية لتصور وقياس aberranر الزحف السلوكيات في يرقات العمر الثالث، بالإضافة إلى الظواهر والسلوكيات متحولة الكبار بما في ذلك الاستمالة.

لقد استخدمت بنجاح هذه التقنية لاكتساب وتحديد النمط الظاهري السلوكية اليرقات المرتبطة بفقدان ظيفة الجين stathmin (الشكل 2) 14. الجين يشفر بروتين stathmin التنظيمي أنيبيب أن جدران تويولين dimers من برك من تويولين القابلة للذوبان، ويربط الأنابيب الدقيقة و?...

Watch this Scientific Journal Video about Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective at JoVE.com

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

نحن هنا وصف تقنية المجهر بسيطة ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع للحصول على فيديو عالي الجودة الرقمية من ذبابة الفاكهة الكبار والظواهر متحولة اليرقات من منظور جانبي.

شراء عالية الجودة الفيديو الرقمية<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; السلوكيات اليرقات والكبار من منظور الجانبي

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of ...

acquisition-high-quality-digital-video-drosophila-larval-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

8.7K Views.  Willamette University.  نحن هنا وصف تقنية المجهر بسيطة ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع للحصول على فيديو عالي الجودة الرقمية من ذبابة الفاكهة الكبار والظواهر متحولة اليرقات من منظور جانبي. 

Video: Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

يعيش التصوير لل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; العذراء العين

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Developmental Biology

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Biology

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

نظام تصوير عالي الوضوح قابل للتعديل للدراسات السلوكية للبالغين Drosophila

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Behavior

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

التصوير والتحليل لاتجاهات الأنسجة وديناميات النمو في الظهارة الهوائية النامية Drosophila خلال مراحل البوبال

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

تقنية بسيطة لفحص النشاط الحركي في ذبابة الفاكهة

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

في التصوير من يرقات ذبابة الفاكهة فيفو سليمة الفرعية الخلوية في القرار

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

<meta charset="utf8"></head><body>تصوير حي ممتد لذبابة الفاكهة مورفوتكوين الساق العذراء بدون الحفرة

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>أضواء الكاتب: الكشف عن الهياكل الظهارية الديناميكية أثناء تطور ذبابة الفاكهة

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding environment and initiate contacts with potential synaptic partners. Although the connection between dendritic branch dynamics and synaptogenesis is well established, how developmental and activity-dependent processes regulate dendritic branch dynamics is not well understood. This is partly due to the technical difficulties associated with the live imaging and quantitative analyses of these fine structures using an in vivo system. We established a method to study dendrite dynamics using Drosophila larval ventral lateral neurons (LNvs), which can be individually labeled using genetic approaches and are accessible for live imaging. Taking advantage of this system, we developed protocols to capture branch dynamics of the whole dendritic arbor of a single labeled LNv through time-lapse live imaging. We then performed post-processing to improve image quality through drift correction and deconvolution, followed by analyzing branch dynamics at the single-branch level by annotating spatial positions of all branch terminals. Lastly, we developed R scripts (Supplementary File) and specific parameters to quantify branch dynamics using the coordinate information generated by the terminal tracing. Collectively, this protocol allows us to achieve a detailed quantitative description of branch dynamics of the neuronal dendritic arbor with high temporal and spatial resolution. The methods we developed are generally applicable to sparsely labeled neurons in both in vitro and in vivo conditions.

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Here, we describe the method we employed to image highly motile dendritic filopodia in a live preparation of the Drosophila larval brain, and the protocol we developed to quantify time-lapse 3D imaging datasets for quantitative assessments of dendrite dynamics in developing neurons.

الفاصل الزمني التصوير الحي والقياس الكمي لديناميات فرع التقشر السريع في تطوير الخلايا العصبية Drosophila

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding ...

شراء عالية الجودة الفيديو الرقمية

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

يعيش التصوير لل

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

نظام تصوير عالي الوضوح قابل للتعديل للدراسات السلوكية للبالغين Drosophila

التصوير والتحليل لاتجاهات الأنسجة وديناميات النمو في الظهارة الهوائية النامية Drosophila خلال مراحل البوبال

تقنية بسيطة لفحص النشاط الحركي في ذبابة الفاكهة

في التصوير من يرقات ذبابة الفاكهة فيفو سليمة الفرعية الخلوية في القرار

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

تصوير حي طويل الأمد لتطور الساق ذبابة الفاكهة بعد إزالة الحفرة

الفاصل الزمني التصوير الحي والقياس الكمي لديناميات فرع التقشر السريع في تطوير الخلايا العصبية Drosophila