This work was partially supported by National Institute of Deafness and Other Communications Disorders Awards R03-DC-012125 to D. A. Llano and F31-DC-013501 to B. J. Slater as well as the Carver Foundation.
The authors would like to thank Jason MacLean and Matthew Banks for technical advice with calcium imaging.

وقد وافق جميع الإجراءات من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي في جامعة إلينوي. وتم إيواء جميع الحيوانات في مرافق الرعاية الحيوانية التي وافقت عليها الجمعية الأمريكية لاعتماد المختبرات رعاية الحيوان. تم بذل كل محاولة لتقليل عدد الحيوانات المستخدمة وتقليل المعاناة في جميع مراحل الدراسة. 1. إعداد لوإزالة الدماغ من الماوس لالتقطيع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستعداد لنضح وشريحة الحضانة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حوالي 30 دقيقة قبل التقطيع، وإعداد عالية الحل قطع السكروز وانخفاض ACSF الكالسيوم للحضانة من شريحة مسبقة لتسجيل أو تصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع جميع الأدوات اللازمة (مقص كبيرة حادة النهاية، مقص الربيع الصغيرة، وملقط التشريحية، مقص كبير أو المقصلة، قزحية مقص، ملقط المجوهرات، 10 مل المحاقن مع 27G س 1/2 بوصة الإبرة، وقطعة صغيرة من 1 سم × 2 سم مرشح ورقة، وكسر الرؤوس ماصة باستور لSLنقل الثلج) لنضح والتقطيع، وإعداد صينية الارواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انشاء احتضان الغرفة مع الاوكسيجين ACSF في 32 س C حمام الماء وطبق الثقافة مليئة قطع حل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد قطع مرحلة تشريح ل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع قطعة صغيرة من 3٪ أجار حوالي 1 سم 3 لاستخدام باعتبارهم حاجزا وقائيا للدماغ و 1.5 سم × 1.5 مم × 3 مم للعثرة لاستخدامها لدعم وIC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء مساندة على خشبة المسرح مع لاصقة cyanoacrylate فضلا عن نتوء على الجانب الأيمن من مساندة بحيث أنها تشكل زاوية 80 درجة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الدماغ. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عميق تخدير-P20 P12 (p14-18 المثالية) الفأر مع الكيتامين 100 ملغ / كغ وxylaxine 3 ملغ / كغ (أو لجنة الأخلاق قابلة للمقارنة الإجراء المعتمد). ملاحظة: تأكيد مستوى التخدير السليم عن طريق عدم الاستجابة لقرصة أخمص قدميه. كما الحيوان تحت التخدير لفترة وجيزة، مرهم للعين غير ضروري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام كليلةإنهاء مقص، وفضح القفص الصدري من عملية الخنجري في الرقبة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العثور على عملية الخنجري، وجعل قطع الأفقي من حوالي 1.5 سم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل اثنين من التخفيضات العمودية من نهايات القطع الأفقي السابق إلى الكتفين، حوالي 1.5 سم لكل منهما. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع من خلال الحجاب الحاجز وتقاطعات ضلعي غضروفي لفضح القلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع مقص الربيع صغيرة، وجعل الصغيرة، 2-5 قطع في الأذين الأيمن ملم، من بطني لالظهرية الجانبية للقلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام حقنة 10 مل مع إبرة 27G س 1/2 بوصة، وضخ البطين الأيسر وبسرعة يروي الحيوان مع ارتفاع الحل قطع السكروز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم تشغيل الدم واضح، استخدم مقص أكبر لإزالة الرأس. ملاحظة: ليس لدينا تقييم منهجي فائدة الارواء. ومع ذلك، في تجربتنا، ونضح transcardiac في الفئران هذا الشباب يمكن القيام به مع نجاح ما يقرب من 100٪، ولا يستفيدون من القضاء BL الأحمرخلايا العود، والتي يمكن أن يتألق وتتداخل مع التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الجلد أسفل خط الوسط لفضح الجمجمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عن طريق قزحية عازمة مقص، وقطع الجمجمة بين العينين، ثم بدءا من قطع بين العينين، وقطع بعناية من الأمامي إلى الخلفي على طول خط الوسط خياطة مع الحرص على عدم تلف الدماغ تحتها. ملاحظة: الجافية عادة ما تأتي قبالة مع الجمجمة. إذا لزم الأمر، وإزالة الجافية قبل إزالة بعناية الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط المجوهرات، حدق فتح الجمجمة وإزالة بعناية الدماغ، ثم وضع الدماغ في خفض الحل. الحرص على تجنب إتلاف القشور. </li></ol></li></ol> 2. إعداد الدماغ لالتقطيع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الدماغ للتركيب على vibratome المرحلة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شريحة ملحوظ مع خطين في 90 س وخط قطري في 17 س من أعلى اليسار إلى أسفل اليمين، المتقاطعة حيث يلتقي الخطان، ضع الجانب الظهري الدماغ يصل، وذلك باستخدامشفرة حلاقة، وإزالة 2-4 ملم من نهاية الدماغ منقاري خلق سطح مستو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الجانب الذيلية الدماغ حتى على سطح مستو التي أنشئت حديثا، ومحاذاة السطح الظهري من المخ مع الأفقي وخط الوسط من الدماغ مع الخط العمودي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> محاذاة شفرة حلاقة مع خط 17 س، إمالة الحلاقة في 30 س زاوية وإزالة حوالي 3 ملم من القشرة الحق في قطع قطري مزدوج (17 س من المستوى الأفقي و 60 س من الاكليلية). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيب الدماغ على vibratome المرحلة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع قطعة صغيرة من ورق الترشيح 1 سم × 2 سم على الجانب البطني من الدماغ بحيث البعد الطويل هو عمودي على خط الوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق بعناية على كمية صغيرة من لاصقة cyanoacrylate إلى المنطقة أمام مساندة (وإلى اليسار من عثرة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مزدوج الوجه الدماغ قطع قطريا على لالغراء بحيث الجزء الذيلية من الدماغ والدماغ المؤخر والعلاقات العامةأوب (OPPED) على عثرة والجانب الأيمن من الدماغ هو ضد وقائيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط بدقة أسفل على الدماغ، وضمان كامل السطح على اتصال مع غرفة التشريح. </li></ol></li></ol> 3. الحصول على Colliculo-مهادية قشرية شريحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بسرعة اتخاذ مرحلة القطع ومكان في vibratome، وملء خشبة المسرح مع قطع حل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> محاذاة شفرة مع الجزء العلوي (الجانب البطني) من الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة 1-1.5 ملم من الجزء العلوي من الدماغ، وإزالة 300-500 ميكرون شرائح وتقييم عمق بعد الإزالة. ملاحظة: عندما يكون IC، وMGB، والنواة الركبية الجانبية (LGN) كلها مرئية، والتلفيف المسنن يشكل شكل &#39;C&#39; تأخذ 1-2 600 ميكرون شرائح. انظر الشكل 3A. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شرائح مكان في غرفة ساخنة (32 درجة مئوية) عقد. </li></ol> 4. التصوير من شريحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحضير لتصوير بروتين فلافيني تألق ذاتي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"> &lt;لى&gt; إعداد ACSF للنضح من شريحة في غرفة تسجيل الكهربية القياسية، فقاعة ACSF مع 95٪ O 2/5٪ CO 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الزجاج الكهربائي لتحفيز. لاحظ أنه متعددة الأقطاب محفزة مختلفة وتكوينات (زجاج، التنغستن، ألياف الكربون، أحادي القطب، ثنائي القطب) كل عمل جيد جدا بالتزامن مع التصوير بروتين فلافيني تألق ذاتي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على جهاز الكمبيوتر، وكاميرا، micromanipulator، مصدر للضوء، برنامج التحفيز، والتقاط الصور البرمجيات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي غرفة تسجيل مع الاوكسيجين ACSF، ضع جسر مخصص (تصميم المتاحة في المواد التكميلية) لرفع شريحة في الغرفة. ملاحظة: معدل الإرواء يمكن أن تختلف مع أي فرد اقامة؛ 5-15 مل / دقيقة ويستخدم هنا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع شريحة في الغرفة، وانخفاض مستوى السائل في غرفة لمنع شريحة من رفع قبالة الجسر في حين وضع القيثارة التي شيدت خصيصا على شريحة، مع الحرص على تجنب وضع سلاسل القيثارة على مسارات بينمؤسسة (الشكل 1A). زيادة مستوى السائل إلى ما يقرب من 1-2 مم فوق شريحة للحفاظ على تدفق ACSF فوق وتحت شريحة. ملاحظة: إذا تموضع ضروري، استخدم نهاية ماصة باستير كسر أو السماح مستوى ACSF أن ترتفع واستخدام ملقط مع الحذر الشديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج قطب كلوريد الفضة في القطب زجاجية مملوءة ACSF، إدراج الزجاج الكهربائي في micromanipulator والاتصال التحفيز المعزل، ووضع بعناية الزجاج الكهربائي في IC / المادة البيضاء مما يؤدي إلى المهاد (انظر الشكل 1A). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بروتين فلافيني الحصول على الصور تألق ذاتي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع الصور في 4 هرتز (باستخدام 2X الهدف الكلي تصحيح ما لا نهاية (NA 0.13)) وكاميرا لمدة 105 ثانية في حين تحفيز كهربائيا (يتكون كل التحفيز من 1 ثانية من 40 هرتز 2 ميللي ثانية البقول الأنسجة في 0.05 هرتز خمس مرات)، في حين إلقاء الضوء الأنسجة مع اللون الأزرق الفاتح 470-490 نانومتر، والتقاط فوق 515 نانومتر. تأكد من أن الصورة ليست لس الظلام، ولا تخرج انظر الشكل 3 يقم العمود لتكون مرجعا. ملاحظة: الوقت جمع وتيرة جمع، وتردد التحفيز يمكن تغييرها لتتناسب مع التجربة، وبرنامج مخصص تضمينها في المواد التكميلية يمكن تعديلها على هذا النحو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصدير الصور إلى مطلب، واستخدام برنامج مكتوب مخصصة متاح في المواد التكميلية لتحليل القدرة الطيفية من الصور في 0.05 هرتز. فإن الصورة الناتجة تظهر مسارات متصلة. ملاحظة: يستخدم برنامج مخصص لتحويل فورييه السريع للقيم بكسل في السلسلة الزمنية لإنتاج الصورة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحضير لتصوير الكالسيوم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد غرفة الحضانة صغيرة باستخدام صحن الثقافة 3 سم وغشاء ثقافة أثار السماح ACSF للوصول إلى كل من أعلى وأسفل شريحة، ومكان على وسادة التدفئة للحفاظ على درجة حرارة حوالي 32 درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء غرفة الحضانة صغيرة مع ACSF الحار وفقاعة ببطء مع 95٪ O05/02٪ CO 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلط 2 ميكرولتر من pluronic F-127 حامض و 50 ميكروغرام من FURA-02:00 المذاب في 48 ميكرولتر من DMSO. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شريحة مكان في غرفة الحضانة صغيرة على الغشاء المطروحة وبعناية باستخدام micropipette إضافة خليط تلطيخ مباشرة فوق MGB (أو بنية أخرى من الفائدة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية شرائح لمنع تبييض قبل التصوير، والسماح للشرائح لاحتضان لمدة 45 دقيقة - 1 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة شرائح لغرفة ساخنة عقد لمدة 10-15 دقيقة ليغسل المواد الزائدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع الخطوات 4.1.1 إلى 4.1.6 للإعداد لتحفيز وصورة شريحة colliculo مهادي قشري. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول على الصور الكالسيوم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع الصور في 10 هرتز (باستخدام الهدف الغمر 20X الماء) لمدة 25 ثانية في حين تحفيز كهربائيا (يتكون كل تحفيز نبضة واحدة 2 ميللي ثانية) الأنسجة عند 0.2 هرتز خمس مرات أثناء إلقاء الضوء على الأنسجة مع 365 ضوء نانومتر، والتقاط مضان فوق 510 نانومتر. </lI&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصدير الصور إلى مطلب واستخدام برنامج مكتوب مخصصة متاح في المواد التكميلية لتحليل القدرة الطيفية للصور عند 0.2 هرتز. فإن الصورة الناتجة تظهر خلايا نشطة. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Llano, D. A., Slater, B. J., Lesicko, A. M., Stebbings, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+auditory+colliculothalamocortical+brain+slice+preparation+in+mouse.">An auditory colliculothalamocortical brain slice preparation in mouse.</a> J. Neurosci. 111, 197-207 (2014).</li><li>Agmon, A., Connors, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thalamocortical+responses+of+mouse+somatosensory+(barrel)+cortex+in+vitro.">Thalamocortical responses of mouse somatosensory (barrel) cortex in vitro.</a> Neuro. 41, 365-379 (1991).</li><li>Cruikshank, S. J., Rose, H. J., Metherate, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+Thalamocortical+Synaptic+Transmission+In+Vitro.">Auditory Thalamocortical Synaptic Transmission In Vitro.</a> J Neurophysiol. 87, 361-384 (2002).</li><li>Lee, C. C., Sherman, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+and+physiology+of+ascending+streams+in+the+auditory+tectothalamic+pathway.">Topography and physiology of ascending streams in the auditory tectothalamic pathway.</a> PNAS. 107, 372-377 (2010).</li><li>MacLean, J. N., Fenstermaker, V., Watson, B. O., Yuste, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+visual+thalamocortical+slice.">A visual thalamocortical slice.</a> Nat meth. 3, 129-134 (2006).</li><li>Crabtree, J. W., Isaac, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+intrathalamic+pathways+allowing+modality-related+and+cross-modality+switching+in+the+dorsal+thalamus.">New intrathalamic pathways allowing modality-related and cross-modality switching in the dorsal thalamus.</a> J. Neurosci. 22, 8754-8761 (2002).</li><li>McAlonan, K., Cavanaugh, J., Wurtz, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attentional+Modulation+of+Thalamic+Reticular+Neurons.">Attentional Modulation of Thalamic Reticular Neurons.</a> J. Neurosci. 26, 4444-4450 (2006).</li><li>Weese, G. D., Phillips, J. M., Brown, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attentional+Orienting+Is+Impaired+by+Unilateral+Lesions+of+the+Thalamic+Reticular+Nucleus+in+the+Rat.">Attentional Orienting Is Impaired by Unilateral Lesions of the Thalamic Reticular Nucleus in the Rat.</a> J. Neurosci. 19, 10135-10139 (1999).</li><li>Zikopoulos, B., Barbas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prefrontal+Projections+to+the+Thalamic+Reticular+Nucleus+form+a+Unique+Circuit+for+Attentional+Mechanisms.">Prefrontal Projections to the Thalamic Reticular Nucleus form a Unique Circuit for Attentional Mechanisms.</a> J. Neurosci. 26, 7348-7361 (2006).</li><li>Kalatsky, V. A., Stryker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+Paradigm+for+Optical+Imaging:+Temporally+Encoded+Maps+of+Intrinsic+Signal.">New Paradigm for Optical Imaging: Temporally Encoded Maps of Intrinsic Signal.</a> Neuron. 38, 529-545 (2003).</li><li>Llano, D. A., Turner, J., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diminished+cortical+inhibition+in+an+aging+mouse+model+of+chronic+tinnitus.">Diminished cortical inhibition in an aging mouse model of chronic tinnitus.</a> J. Neurosci. 32, 16141-16148 (2012).</li><li>Ehret, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioural+studies+on+auditory+development+in+mammals+in+relation+to+higher+nervous+system+functioning.">Behavioural studies on auditory development in mammals in relation to higher nervous system functioning.</a> Acta otolaryngol. 99, 31-40 (1985).</li><li>Mikaelian, D., Ruben, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+hearing+in+the+normal+CBA-J+mouse:+correlation+of+physiological+observations+with+behavioral+responses+and+with+cochlear+anatomy.">Development of hearing in the normal CBA-J mouse: correlation of physiological observations with behavioral responses and with cochlear anatomy.</a> Acta. 59, 451-461 (1965).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol describes improvements upon a previously described colliculo-thalamocortical brain slice in p12-20 mouse to study information flow in the auditory system1. This method has a number of advantages over other, similar, brain slice preparations by retaining connections between more brain areas in a single slice, which gives investigators new tools to understand the interaction and interplay between auditory nuclei in the forebrain. There have been a few key modifications in this protocol, compared to...

في النظام السمعي، على الرغم من أن هناك معالجة كبير من المعلومات بين المحيط الحسي وأكيمة السفلي، هناك معالجة إضافية كبيرا قبل أن تصل إلى القشرة السمعية. نحن نعرف القليل جدا حول كيفية يتم ذلك تجهيز وبالتالي قليلا حول كيفية هذا التحول يسمح للدماغ لتفسير المعلومات الحسية الواردة. باستثناء الشم، كل من الحواس لديه منظمة مشابهة جدا مع إشارات هامشية في البداية يتم ترحيل مع الدقة العالية التي ترفض كما يصعد إشارة إلى القشرة. القشرة ثم يرسل التوقعات إلى الهياكل السفلية لزيادة تعدل المعلومات الواردة. وقد تمت دراسة هذا النظام المعقد في مجموعة متنوعة من الطرق في الجسم الحي، وكذلك في عدد من التحضيرات في المختبر. في السابق، كافة الاتصالات سليمة، مما يمكن الباحث للتحقيق في أي مجموعة من الاتصالات، مع التحكم في المدخلات الحسية وقياسالناتج في أي منطقة معينة. مع هذا النهج، هناك قليل من دون السيطرة على مجموعة كبيرة ومتنوعة من المدخلات الأخرى، بما في ذلك مدخلات أخرى الحسية، والإثارة، والاهتمام، مما أدى إلى إخراج معقدة بشكل مكثف. في المختبر، وقد تم قطع شرائح الدماغ لالتقاط أي مجموعة واحدة من الإسقاطات، أو منطقتين في المخ متصلة، والتي تسمح للباحثين لتحفيز وتقييم afferents أو مناطق الدماغ المختلفة. هذه غالبا ما تكون شرائح إما مهادية قشرية أو سقفي مهادي حيث يتم الاحتفاظ إما مساهمة في المهاد أو المهاد وانتاجها إلى القشرة 2-5. هذه الاستعدادات تسمح لمجموعة واسعة من التلاعب الدوائية والكهربائية، وoptogenetic. ولكن مع مناطق الدماغ اثنين فقط، فإنها تقيم في المقام الأول على نقل المعلومات وتفتقر إلى القدرة على تقييم تحول المعلومات لأنها تمر عبر المهاد. أيضا إسقاط الشبكي مهادي، والتي قد تلعب دورا في الانتباه تعديل 6-9 والعلاقات العامةESENT في هذه الشريحة. نحن هنا لشرح التحسينات عليها لدينا إعداد السابق 1، التي تتيح التحكم محقق من المدخلات المختلفة إلى المهاد لإعطاء منظور فريد من كيف بوابات المهاد والمرشحات من المعلومات. نحن زوجين هذا التحضير شريحة الرواية مع التصوير بروتين فلافيني تألق ذاتي لتقييم الربط شريحة والتحليل بالتنشيط على نطاق واسع، والتصوير الكالسيوم في المهاد لتحليل السكان الخلايا العصبية، وتسجيل خلية واحدة لقياس تأثير المدخلات المختلفة على مستوى خلية واحدة. للمساعدة في الحفاظ على هذه الاتصالات على نطاق واسع وضعنا عددا من التعديلات على شريحة مرساة العادي (ويعرف أيضا باسم &quot;القيثارة&quot;) لعقد شريحة الدماغ في مكان وجسر لرفع شريحة لتعزيز نضح. تم تصميم القيثارة في شكل حدوة حصان تعديل لتطويق شريحة والسماح لنقاط التعلق قابلة للسلاسل القيثارة. ثلاث سلاسل هيالمرفقة بحيث ط) واحدة تقع أفقيا على طول الحافة وسطي من شريحة والثاني) واحد يمتد من الحافة الذيلية من IC إلى الحافة الذيلية للAC والثالث) واحد يمتد قطريا من الحافة وسطي من شريحة إلى منطقة منقاري إلى AC (انظر الشكل 1A). الفجوات الصغيرة في إطار لعلامة (مع الغراء cyanoacrylate) من القيثارة سلاسل تسمح لكمية انخفض الضغط على شريحة للمساعدة في الحفاظ على سلامة شريحة (انظر الشكل 1B). باستخدام ثلاث الطباعة ثلاثية الأبعاد، ونحن قادرون على العيدان تصميم مخصص لدينا مواصفات فريدة من نوعها، فضلا عن الجسور التي تسمح لتدفق مثالي من السائل النخاعي الاصطناعي (ACSF) فوق وتحت الأنسجة. هذا يحافظ أيضا مساحات واسعة للضوء لاختراق الأنسجة لالمشبك التصحيح الكهربية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>High sucrose cutting solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>in mM: 206 sucrose, 10.0 MgCl2, 11.0 glucose, 1.25 NaH2PO4, 26 NaHCO3, 0.5 CaCl2, 2.5 KCl, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low calcium aCSF</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>in mM: 126 NaCl, 3.0 MgCl2, 10.0 glucose, 1.25 NaH2PO4, 26 NaHCO3, 1.0 CaCl2, 2.5 KCl, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>aCSF</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>in mM: 126 NaCl, 2.0 MgCl2, 10.0 glucose, 1.25 NaH2PO4, 26 NaHCO3, 2.0 CaCl2, 2.5 KCl, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulus Isolator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>A360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>D12345</td>
			<td>Lot: 1572C502</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fura-2AM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>F1201</td>
			<td>Lot: 144912</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pluronic F-127</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>P3000MP</td>
			<td>Lot: 1499369</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large culture dish</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>08-757-13</td>
			<td>100x15mm culture dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small culture dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td align="right">353001</td>
			<td>35x10mm culture dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Raised culture membrane</td>
			<td>Millicell</td>
			<td>PICMORG50</td>
			<td>Used to maintain oxygenated fluid perfusion on both sides of slice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flavoprotein imaging fluorescence cube</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMNIB</td>
			<td>470&#8211;490 nm excitation, 505 nm dichroic, 515 nm emission long pass.&#160; We have found that virtually any green fluorescence protein filter cube will work here.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium imaging fluorescence cube</td>
			<td>Omega Optical</td>
			<td>BX-18</td>
			<td>XF1005 365nm exitation, XF2001 400nm dichroic, XF3080 510nm emission</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar for blocking brain</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3% by weight in water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Viper si Stereo Lithography Apparatus</td>
			<td>3D Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modification of a colliculo-thalamocortical mouse brain slice, incorporating 3-d printing of chamber components and multi-scale optical imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

ويرد مثال على شريحة مخ الفأر-colliculo مهادي قشري التي تم الحصول عليها في P15 الماوس في الشكل 2. وسيتضمن شريحة المثالي أربعة مبان السمعية الدماغ المتوسط ​​والدماغ الأمامي الرئيسية IC، MGB، TRN، وAC، والتي يتم تنشيط جميع عندما يتم تحفيز IC (الشكل 2A). با?...

Watch this Scientific Journal Video about Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging at JoVE.com

Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

باستخدام زوايا متعددة لقطع دماغ الفأر الجرو، نحسن على شريحة الدماغ الحادة التي سبق وصفها، الذي يجسد الروابط بين أكثر من المخ الأوسط والدماغ الأمامي الهياكل السمعية الكبرى.

تعديل لColliculo-مهادية قشرية ماوس الدماغ شريحة، دمج الطباعة 3-D من مكونات الغرفة ومتعدد المقاييس التصوير الضوئي

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

modification-colliculo-thalamocortical-mouse-brain-slice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K Views.  University of Illinois Urbana-Champaign.  باستخدام زوايا متعددة لقطع دماغ الفأر الجرو، نحسن على شريحة الدماغ الحادة التي سبق وصفها، الذي يجسد الروابط بين أكثر من المخ الأوسط والدماغ الأمامي الهياكل السمعية الكبرى. 

Video: Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

Scalable Fluidic Injector Arrays for Viral Targeting of Intact 3-D Brain Circuits

Our understanding of neural circuits--how they mediate the computations that subserve sensation, thought, emotion, and action, and how they are corrupted in neurological and psychiatric disorders--would be greatly facilitated by a technology for rapidly targeting genes to complex 3-dimensional neural circuits, enabling fast creation of "circuit-level transgenics." We have recently developed methods in which viruses encoding for light-sensitive proteins can sensitize specific cell types to millisecond-timescale activation and silencing in the intact brain. We here present the design and implementation of an injector array capable of delivering viruses (or other fluids) to dozens of defined points within the 3-dimensional structure of the brain (Figure. 1A, 1B). The injector array comprises one or more displacement pumps that each drive a set of syringes, each of which feeds into a polyimide/fused-silica capillary via a high-pressure-tolerant connector. The capillaries are sized, and then inserted into, desired locations specified by custom-milling a stereotactic positioning board, thus allowing viruses or other reagents to be delivered to the desired set of brain regions. To use the device, the surgeon first fills the fluidic subsystem entirely with oil, backfills the capillaries with the virus, inserts the device into the brain, and infuses reagents slowly (&lt;0.1 microliters/min). The parallel nature of the injector array facilitates rapid, accurate, and robust labeling of entire neural circuits with viral payloads such as optical sensitizers to enable light-activation and silencing of defined brain circuits. Along with other technologies, such as optical fiber arrays for light delivery to desired sets of brain regions, we hope to create a toolbox that enables the systematic probing of causal neural functions in the intact brain. This technology may not only open up such systematic approaches to circuit-focused neuroscience in mammals, and facilitate labeling of brain regions in large animals such as non-human primates, but may also open up a clinical translational path for cell-specific optical control prosthetics, whose precision may enable improved treatment of intractable brain disorders. Finally, such devices as described here may facilitate precisely-timed fluidic delivery of other payloads, such as stem cells and pharmacological agents, to 3-dimensional structures, in an easily user-customizable fashion.

Controlling and analyzing neural circuits in vivo would be facilitated by a technology for delivery of viruses and other reagents to desired 3-dimensional sets of brain regions. We demonstrate customized fluidic injector array fabrication, and delivery of virally-encoded optical sensitizers, enabling optical manipulation of complex brain circuits.

تحجيم Fluidic صالحة للحقن الفيروسية استهداف سليمة دوائر الدماغ 3 - D

Our understanding of neural circuits--how they mediate the computations that subserve sensation, thought, emotion, and action, and how they are corrupted ...

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

متعددة الماوس تشريحي عصبي التصوير بالرنين المغناطيسي

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Imaging Pheromone Sensing in a Mouse Vomeronasal Acute Tissue Slice Preparation

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. Pheromones are volatile or non-volatile short-lived molecules2 secreted and/or contained in biological fluids3,4, such as urine, a liquid known to be a main source of pheromones3. Pheromonal communication is implicated in a variety of key animal modalities such as kin interactions5,6, hierarchical organisations3 and sexual interactions7,8 and are consequently directly correlated with the survival of a given species9,10,11. In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO)10,12, a paired structure located at the base of the nasal cavity, and enclosed in a cartilaginous capsule. Each VNO has a tubular shape with a lumen13,14 allowing the contact with the external chemical world. The sensory neuroepithelium is principally composed of vomeronasal bipolar sensory neurons (VSNs)15. Each VSN extends a single dendrite to the lumen ending in a large dendritic knob bearing up to 100 microvilli implicated in chemical detection16. Numerous subpopulations of VSNs are present. They are differentiated by the chemoreceptor they express and thus possibly by the ligand(s) they recognize17,18. Two main vomeronasal receptor families, V1Rs and V2Rs19,20,21,22, are composed respectively by 24023 and 12024 members and are expressed in separate layers of the neuroepithelium. Olfactory receptors (ORs)25 and formyl peptide receptors (FPRs)26,27 are also expressed in VSNs.
Whether or not these neuronal subpopulations use the same downstream signalling pathway for sensing pheromones is unknown. Despite a major role played by a calcium-permeable channel (TRPC2) present in the microvilli of mature neurons28 TRPC2 independent transduction channels have been suggested6,29. Due to the high number of neuronal subpopulations and the peculiar morphology of the organ, pharmacological and physiological investigations of the signalling elements present in the VNO are complex.
Here, we present an acute tissue slice preparation of the mouse VNO for performing calcium imaging investigations. This physiological approach allows observations, in the natural environment of a living tissue, of general or individual subpopulations of VSNs previously loaded with Fura-2AM, a calcium dye. This method is also convenient for studying any GFP-tagged pheromone receptor and is adaptable for the use of other fluorescent calcium probes. As an example, we use here a VG mouse line30, in which the translation of the pheromone V1rb2 receptor is linked to the expression of GFP by a polycistronic strategy.

In mice, the ability to detect pheromones is principally mediated by the vomeronasal organ (VNO). Here, an acute tissue slice preparation of VNO for performing calcium imaging is described. This physiological approach allows observations of subpopulations and/or individual neurons in a living tissue and is convenient for receptor-ligand identification.

التصوير فرمون الاستشعار في الميكعي ماوس الحادة الأنسجة إعداد شريحة

Peter Karlson and Martin L&uuml;scher used the term pheromone for the first time in 19591 to describe chemicals used for intra-species communication. ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

إجراء لغرس الدائرة العمود الفقري للالطولية<em&gt; في فيفو</em&gt; التصوير من الحبل الشوكي ماوس

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Whole-mount Imaging of Mouse Embryo Sensory Axon Projections

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we describe a method to label in situ a subset of dorsal root ganglion (DRG) axon projections to assess their phenotypic characteristics using several genetically manipulated mouse lines. The TrkA-positive neurons are nociceptor neurons, dedicated to the transmission of pain signals. We utilize a TrkAtaulacZ mouse line to label the trajectories of all TrkA-positive peripheral axons in the intact mouse embryo. We further breed the TrkAtaulacZ line onto a Bax null background, which essentially abolishes neuronal apoptosis, in order to assess growth-related questions independently of possible effects of genetic manipulations on neuronal survival. Subsequently, genetically modified mice of interest are bred with the TrkAtaulacZ/Bax null line and are then ready for study using the techniques described herein. This presentation includes detailed information on mouse breeding plans, genotyping at the time of dissection, tissue preparation, staining and clearing to allow for visualization of full-length axonal trajectories in whole-mount preparation.

We present here an optimized protocol to genotype, stain and prepare fetal mice for the imaging of peripheral nociceptor axon projections in the whole animal, as an effective method to assess sensory axon growth phenotypes in developing genetically engineered mice.

كله جبل التصوير من جنين فأر التوقعات الحسية أكسون

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we ...

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma establishes a lifelong persistent infection in the brain. While this brain infection is asymptomatic in most immunocompetent people, in the developing fetus or immunocompromised individuals such as acquired immune deficiency syndrome (AIDS) patients, this predilection for and persistence in the brain can lead to devastating neurologic disease. Thus, it is clear that the brain-Toxoplasma interaction is critical to the symptomatic disease produced by Toxoplasma, yet we have little understanding of the cellular or molecular interaction between cells of the central nervous system (CNS) and the parasite. In the mouse model of CNS toxoplasmosis it has been known for over 30 years that neurons are the cells in which the parasite persists, but little information is available about which part of the neuron is generally infected (soma, dendrite, axon) and if this cellular relationship changes between strains. In part, this lack is secondary to the difficulty of imaging and visualizing whole infected neurons from an animal. Such images would typically require serial sectioning and stitching of tissue imaged by electron microscopy or confocal microscopy after immunostaining. By combining several techniques, the method described here enables the use of thick sections (160 &#181;m) to identify and image whole cells that contain cysts, allowing three-dimensional visualization and analysis of individual, chronically infected neurons without the need for immunostaining, electron microscopy, or serial sectioning and stitching. Using this technique, we can begin to understand the cellular relationship between the parasite and the infected neuron.

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Using this protocol, we were able to image 160 &#181;m thick brain sections from mice infected with the parasite Toxoplasma gondii, which enables visualization and analysis of the spatial relationship between the encysting parasite and the infected neuron.

التصوير 3-D وتحليل الخلايا العصبية المصابة<em&gt; في فيفو</em&gt; مع<em&gt; التوكسوبلازما</em

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma ...

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, typically 3 mm x 3 mm. This protocol introduces a method for creating a substantially larger 7 mm x 6 mm cranial window exposing most of a cerebral hemisphere over the mouse temporal and parietal cortices (e.g., bregma 2.5 - 4.5 mm, lateral 0 - 6 mm). To perform this surgery, the head must be tilted approximately 30&#176; and much of the temporal muscle must be retracted. Due to the large amount of bone removal, this procedure is intended only for acute experiments with the animal anesthetized throughout the surgery and experiment.
The main advantage of this innovative large lateral cranial window is to provide simultaneous access to both medial and lateral areas of the cortex. This large unilateral cranial window can be used to study the neural dynamics between cells, as well as between different cortical areas by combining multi-electrode electrophysiological recordings, imaging of neuronal activity (e.g., intrinsic or extrinsic imaging), and optogenetic stimulation. Additionally, this large craniotomy also exposes a large area of cortical blood vessels, allowing for direct manipulation of the lateral cortical vasculature.

This protocol presents a method for creating a large unilateral craniotomy over the temporal and parietal regions of the mouse cerebral cortex. This is especially useful for real time imaging over an expansive area of a cortical hemisphere.

إجراء حج القحف الجانبي الكبير ل ميسوسكيل التصوير البصري الميداني واسعة النطاق من نشاط الدماغ

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various neurological deficits. The current ex vivo live imaging of motile ependymal cilia technique allows for a detailed study of ciliary dynamics following several steps. These steps include: mice euthanasia with carbon dioxide according to protocols of The University of Toledo&#8217;s Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC); craniectomy followed by brain removal and sagittal brain dissection with a vibratome or sharp blade to obtain very thin sections through the brain lateral ventricles, where the ependymal cilia can be visualized. Incubation of the brain&#8217;s slices in a customized glass-bottom plate containing Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium (DMEM)/High-Glucose at 37 &#176;C in the presence of 95%/5% O2/CO2 mixture is essential to keep the tissue alive during the experiment. A video of the cilia beating is then recorded using a high-resolution differential interference contrast microscope. The video is then analyzed frame by frame to calculate the ciliary beating frequency. This allows distinct classification of the ependymal cells into three categories or types based on their ciliary beating frequency and angle. Furthermore, this technique allows the use of high-speed fluorescence imaging analysis to characterize the unique intracellular calcium oscillation properties of ependymal cells as well as the effect of pharmacological agents on the calcium oscillations and the ciliary beating frequency. In addition, this technique is suitable for immunofluorescence imaging for ciliary structure and ciliary protein localization studies. This is particularly important in disease diagnosis and phenotype studies. The main limitation of the technique is attributed to the decrease in live motile cilia movement as the brain tissue starts to die.

Using high-resolution differential interference contrast (DIC) microscopy, an ex vivo observation of the beating of motile ependymal cilia located within the mouse brain ventricles is demonstrated by live-imaging. The technique allows a recording of the unique ciliary beating frequency and beating angle as well as their intracellular calcium oscillation pacing properties.

التصوير المباشر لالبطانة العصبية سيليا في البطينات الجانبية للدماغ الفأر

Multiciliated ependymal cells line the ventricles in the adult brain. Abnormal function or structure of ependymal cilia is associated with various ...

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It has helped to describe the different steps of radial migration and characterize the molecular mechanisms controlling this process. To directly and dynamically analyze migrating neurons they have to be traced over time. This protocol describes a workflow that combines in utero electroporation with organotypic slice culture and time-lapse confocal imaging, which allows for a direct examination and dynamic analysis of radially migrating cortical neurons. Furthermore, detailed characterization of migrating neurons, such as migration speed, speed profiles, as well as radial orientation changes, is possible. The method can easily be adapted to perform functional analyses of genes of interest in radially migrating cortical neurons by loss and gain of function as well as rescue experiments. Time-lapse imaging of migrating neurons is a state-of-the-art technique that once established is a potent tool to study the development of the cerebral cortex in mouse models of neuronal migration disorders.

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

This protocol provides instructions for direct observation of radially migrating cortical neurons. In utero electroporation, organotypic slice culture, and time-lapse confocal imaging are combined to directly and dynamically study the effects of overexpression or downregulation of genes of interest in migrating neurons and to analyze their differentiation during development.

الوقت الفاصل بين التصوير متحد البؤر من الخلايا العصبية المهاجرة في شريحة عضوي نمط ثقافة الفأر الجنينية باستخدام الدماغ<em&gt; في أوتيرو</em&gt; إليكتروبوراتيون

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

تسجيل اللدونة متشابك في شرائح هيبوكامبال الحاد تحتفظ في صغيرة الحجم-إعادة التدوير، ونضح-، وغمر من نوع نظام الدائرة

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...