Name: modification of a colliculo-thalamocortical mouse brain slice, incorporating 3-d printing of chamber components and multi-scale optical imaging
Uploaded: 2015-09-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 5 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging at JoVE.com

This work was partially supported by National Institute of Deafness and Other Communications Disorders Awards R03-DC-012125 to D. A. Llano and F31-DC-013501 to B. J. Slater as well as the Carver Foundation.
The authors would like to thank Jason MacLean and Matthew Banks for technical advice with calcium imaging.

すべての手順は、イリノイ大学の施設内動物管理使用委員会によって承認されました。全ての動物は、実験動物管理の認定のためのアメリカ協会によって承認された動物管理施設に収容しました。すべての試みが使用される動物の数を最小限にするために、研究のすべての段階での苦しみを軽減させました。 1.準備やスライスのためのマウスからの脳の除去<ol><li>灌流およびスライスのインキュベーションのために準備します。 <ol><li>約30分スライスする前に、記録またはイメージングする前に、スライスのインキュベーションのために高スクロース切削液と低カルシウムaCSFのを準備します。 </li><li>すべての必要なツール（大平滑末端はさみ、小さな春のはさみ、解剖鉗子、大きなハサミやギロチン、アイリスはさみ、宝石商の鉗子、27Gのx 1/2インチの針で10mlシリンジ、1センチメートル×2センチフィルタの小片をレイアウト紙、SLのための壊れひっくり返したパスツールピペットアイス灌流およびスライス用の転送）、および灌流トレイを準備します。 </li><li> 32°Cの水浴とソリューションを切断で満たされた培養皿に酸素化aCSFのでチャンバーをインキュベート設定します。 </li></ol></li><li>スライスのための段階を切断準備します。 <ol><li>脳のためのバックストップとして使用する3％寒天約1cm 3の小片をカットし、1.5センチメートルX 1.5ミリメートルのICを下支えするために使用されるバンプ用×3 mmです。 </li><li>シアノアクリレート系接着剤と同様に、彼らは80 Oの角度を形成するように、バックストップの右側上のバンプと、ステージ上にバックストップを接着。 </li></ol></li><li>脳を削除します。 <ol><li>深くP12-P20ケタミンを100mg / kgおよびxylaxineに3mg / kgの（または同等の倫理委員会承認手続き）と（理想的にp14-18）は、マウスを麻酔。 注：つま先のピンチに応答の欠如を経由して、適切な麻酔レベルを確認してください。動物が麻酔簡単に下にあるように、眼軟膏は不要です。 </li><li>鈍使用はさみを終了し、剣状突起から首に胸郭を公開します。 <ol><li>剣状突起を検索し、約1.5 cmで水平カットを行います。 </li><li>肩に前の水平カットの端から2つの垂直カットを行い、約1.5センチメートルそれぞれ。 </li></ol></li><li>心臓を露出するダイアフラムとcostochondral接合を通してカット。 </li><li>小さな春のはさみで、心の側を背ために腹側から、右心房にある小さな2〜5ミリのカットを行います。 </li><li> 27Gのx 1/2インチ針を10ミリリットル注射器を使用して、左心室を注入し、迅速に高スクロース切断溶液で動物を灌流。 </li><li>血液が明確で実行されると、頭部を削除するには、大きなハサミを使用しています。 注：私たちは、体系的灌流の有用性を評価されていません。しかし、我々の経験では、この若いマウスで経心臓灌流は、ほぼ100％の成功で行うことができ、赤BLを排除するという利点を持っています蛍光を発するとイメージングを妨害することがOOD細胞。 </li><li>頭蓋骨を露出するために正中線を皮膚を削減。 </li><li>曲がったアイリスのはさみを使用して、その後、慎重に下に脳に損傷を与えないように注意して正中縫合糸に沿って後方の前方からカット目の間のカットから出発し、目の間の頭蓋骨を切りました。 注意：硬膜は通常、頭蓋骨と外れます。必要に応じて、慎重に脳を削除する前に硬膜を削除します。 </li><li>宝石の鉗子を使用して、プライ頭蓋骨を開き、慎重に脳を削除し、次いでこの溶液を切断中に脳を置きます。皮質の損傷を防ぐために注意してください。 </li></ol></li></ol> 2.スライスのための脳の準備<ol><li>ビブラトームステージに取り付けるための脳を準備。 <ol><li> 90 Oの2つのラインが付いているスライドと左上から右下へ17 Oで対角線を使用して、2つの線が交わる使用して、アップ脳の背側を配置し、交差かみそりの刃は、平坦な表面を作成吻端脳2-4ミリ削除します。 </li><li>新しく作成された平らな面に脳尾側を上に置き、水平および垂直線と脳の正中線と脳の背側表面の位置を合わせます。 </li><li> （水平面と冠状から60 oから 17 o）の 、17 Oラインにカミソリの刃を合わせ30 Oの角度でカミソリを傾け、ダブル斜めカットで右皮質の約3mmを削除します。 </li></ol></li><li>ビブラトームステージ上で脳をマウント。 <ol><li>長い寸法が正中線に垂直になるようにろ紙脳の腹側に約1cm×2センチの小片を置きます。 </li><li>慎重にバックストップ（バンプの左側）の前の領域にシアノアクリレート接着剤の少量を適用します。 </li><li>脳と後脳の尾の部分があるようにPR接着剤上に二重斜めにカット脳の顔を配置バンプ時にoppedと脳の右側はバックストップに反しています。 </li><li>繊細全面をスライスチャンバーに接触していることを確認して、脳を押し下げます。 </li></ol></li></ol> 3. Colliculo-視床皮質スライスの取得<ol><li>すぐに、ビブラトームで切断段階と場所を取るソリューションを切断して、ステージを埋めます。 </li><li>脳の上部（腹側）とブレードの位置を合わせます。 </li><li> 、脳の上から1〜1.5ミリメートルを削除300-500ミクロンのスライスを削除し、除去した後の深さを評価します。 注：IC、MGB、および外側膝状核（LGN）がすべて表示され、および歯状回は、「C」形状は、2つの600ミクロンのスライスに1を取る形成する場合。 図3Aを参照してください。 </li><li>チャンバーを保持する加熱中（32 O C）のスライスを配置します。 </li></ol>スライスの4イメージング<ol><li>フラビンタンパク質の自己蛍光イメージングのための準備。 <ol> &lt;LI&gt;、標準の電気生理学的記録チャンバーにスライスの灌流のために95％O 2/5％CO 2でバブルaCSFのをaCSFのを準備します。 </li><li>刺激のためのガラス電極を引き出します。複数の異なる刺激電極と構成（ガラス、タングステン、炭素繊維、単極、双極）すべてはフラビンタンパク質の自家蛍光イメージングと一緒に非常にうまく機能していることに注意してください。 </li><li>コンピュータ、カメラ、マイクロマニピュレーター、光源、刺激ソフトウェア、画像キャプチャソフトウェアをオンにします。 </li><li>チャンバ内のスライスを上昇させるために、カスタム・ブリッジ（補足資料で利用可能なデザイン）を置き、酸素化aCSFので記録チャンバーを灌流。 注意：灌流速度が設定したすべての個人と異なります。 5-15ミリリットル/分、ここで使用されます。 </li><li>間の経路上でハープの文字列を配置しないように注意しながら、スライスの上に特別に構築されたハープを配置しながら橋をリフトオフからスライスを防止するために、チャンバ内の液体レベルを下げ、チャンバ内のスライスを配置EST（ 図1A）。スライスの上下にaCSFの流れを維持するために、スライス上の約1〜2 mmの液体レベルを上げます。 注：再配置が必要な場合は、切断端パスツールピペットを使用するか、またはaCSFのレベルが上昇し、細心の注意を払って鉗子を使用することができます。 </li><li> （ 図1A参照 ）、aCSFので満たされたガラス電極に塩化銀電極を挿入マイクロマニピュレーターにガラス電極を挿入し、アイソレータを刺激し、慎重に視床につながるIC /白質にガラス電極を配置するために接続します。 </li></ol></li><li>自家蛍光画像取得をフラビンタンパク質。 <ol><li>電気的に刺激しながら照射しつつ（各刺激は0.05 Hzで40 Hzの2ミリ秒パルス組織の1秒の5回からなる）105秒間4ヘルツ（無限遠補正2Xマクロ対物レンズ（NA 0.13）を使用して）、カメラで画像を収集青色光470〜490 nmおよび515 nmの上に捕獲で組織。画像であることを確認してくださいどちらにO暗く、また吹き出さ参照図3は、参考のために列を残しました。 注：収集時間、収集頻度、および刺激周波数は、実験に合わせて変更することができ、副資材に含まれるカスタムプログラムは、次のような変形が可能です。 </li><li>輸出のMatlabの画像、0.05 Hzで画像のスペクトルパワーを分析するための補足資料に使用可能なカスタム書かれたプログラムを使用して。結果として得られる画像は、接続された経路が表示されます。 注：カスタムプログラムは、高速フーリエ変換画像を生成するために、時系列の画素値の変換を使用します。 </li></ol></li><li>カルシウムイメージングのための準備。 <ol><li> C. O 32 aCSFのスライスの上部と下部の両方に到達させるために3センチ培養皿と隆起培養膜を用いた小型インキュベーションチャンバーを準備し、そして加熱パッド上の場所は、ほぼ温度を維持します</li><li> 95％Oで暖かいaCSFの、ゆっくりと泡と小さなインキュベーションチャンバーを埋めます2/5％CO 2。 </li><li> 2プルロニックF-127酸μlのDMSOを48μlの溶解のFura-2AMの50μgのミックス。 </li><li>隆起した膜と慎重にマイクロピペットを用いて上に小さなインキュベーションチャンバーに入れスライスは染色直接MGB上記混合物（または関心のある他の構造）を追加します。 </li><li>撮像前に退色を防止するために、スライスをカバーし、スライスを45分間インキュベートすることを可能にする - 1時間。 </li><li>余分な材料を洗浄するために10〜15分間加熱保持室にスライスを削除します。 </li><li>刺激するための準備や画像colliculo-視床皮質スライスのために4.1.6にステップ4.1.1に従ってください。 </li></ol></li><li>カルシウム画像取得。 <ol><li> 365nmの光で組織を照射し、510 nmの上に蛍光を捕捉しながら、電気的に0.2 Hzで（各刺激が1 2ミリ秒パルスからなる）5回組織を刺激しながら25秒間（20X水浸対物レンズを使用して）10Hzで画像を収集します。 </lI&gt; <li> MATLABおよび補足資料で使用可能なカスタム書かれたプログラムを使用するエクスポート画像が0.2 Hzで画像のスペクトルパワーを分析します。結果として得られる画像は、アクティブセルが表示されます。 </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Llano, D. A., Slater, B. J., Lesicko, A. M., Stebbings, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+auditory+colliculothalamocortical+brain+slice+preparation+in+mouse.">An auditory colliculothalamocortical brain slice preparation in mouse.</a> J. Neurosci. 111, 197-207 (2014).</li><li>Agmon, A., Connors, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thalamocortical+responses+of+mouse+somatosensory+(barrel)+cortex+in+vitro.">Thalamocortical responses of mouse somatosensory (barrel) cortex in vitro.</a> Neuro. 41, 365-379 (1991).</li><li>Cruikshank, S. J., Rose, H. J., Metherate, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+Thalamocortical+Synaptic+Transmission+In+Vitro.">Auditory Thalamocortical Synaptic Transmission In Vitro.</a> J Neurophysiol. 87, 361-384 (2002).</li><li>Lee, C. C., Sherman, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+and+physiology+of+ascending+streams+in+the+auditory+tectothalamic+pathway.">Topography and physiology of ascending streams in the auditory tectothalamic pathway.</a> PNAS. 107, 372-377 (2010).</li><li>MacLean, J. N., Fenstermaker, V., Watson, B. O., Yuste, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+visual+thalamocortical+slice.">A visual thalamocortical slice.</a> Nat meth. 3, 129-134 (2006).</li><li>Crabtree, J. W., Isaac, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+intrathalamic+pathways+allowing+modality-related+and+cross-modality+switching+in+the+dorsal+thalamus.">New intrathalamic pathways allowing modality-related and cross-modality switching in the dorsal thalamus.</a> J. Neurosci. 22, 8754-8761 (2002).</li><li>McAlonan, K., Cavanaugh, J., Wurtz, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attentional+Modulation+of+Thalamic+Reticular+Neurons.">Attentional Modulation of Thalamic Reticular Neurons.</a> J. Neurosci. 26, 4444-4450 (2006).</li><li>Weese, G. D., Phillips, J. M., Brown, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attentional+Orienting+Is+Impaired+by+Unilateral+Lesions+of+the+Thalamic+Reticular+Nucleus+in+the+Rat.">Attentional Orienting Is Impaired by Unilateral Lesions of the Thalamic Reticular Nucleus in the Rat.</a> J. Neurosci. 19, 10135-10139 (1999).</li><li>Zikopoulos, B., Barbas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prefrontal+Projections+to+the+Thalamic+Reticular+Nucleus+form+a+Unique+Circuit+for+Attentional+Mechanisms.">Prefrontal Projections to the Thalamic Reticular Nucleus form a Unique Circuit for Attentional Mechanisms.</a> J. Neurosci. 26, 7348-7361 (2006).</li><li>Kalatsky, V. A., Stryker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+Paradigm+for+Optical+Imaging:+Temporally+Encoded+Maps+of+Intrinsic+Signal.">New Paradigm for Optical Imaging: Temporally Encoded Maps of Intrinsic Signal.</a> Neuron. 38, 529-545 (2003).</li><li>Llano, D. A., Turner, J., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diminished+cortical+inhibition+in+an+aging+mouse+model+of+chronic+tinnitus.">Diminished cortical inhibition in an aging mouse model of chronic tinnitus.</a> J. Neurosci. 32, 16141-16148 (2012).</li><li>Ehret, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioural+studies+on+auditory+development+in+mammals+in+relation+to+higher+nervous+system+functioning.">Behavioural studies on auditory development in mammals in relation to higher nervous system functioning.</a> Acta otolaryngol. 99, 31-40 (1985).</li><li>Mikaelian, D., Ruben, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+hearing+in+the+normal+CBA-J+mouse:+correlation+of+physiological+observations+with+behavioral+responses+and+with+cochlear+anatomy.">Development of hearing in the normal CBA-J mouse: correlation of physiological observations with behavioral responses and with cochlear anatomy.</a> Acta. 59, 451-461 (1965).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol describes improvements upon a previously described colliculo-thalamocortical brain slice in p12-20 mouse to study information flow in the auditory system1. This method has a number of advantages over other, similar, brain slice preparations by retaining connections between more brain areas in a single slice, which gives investigators new tools to understand the interaction and interplay between auditory nuclei in the forebrain. There have been a few key modifications in this protocol, compared to...

感覚周と下丘間の情報の実質的な処理があるが、それは聴覚皮質に到達する前に聴覚系では、かなりの追加処理があります。私たちは、その処理が行われ、したがって、その変換は、脳が入ってくる感覚情報を解釈することを可能にする方法についてはほとんどされている方法についてはほとんど知りません。嗅覚を除いて、感覚のそれぞれは、周辺の信号と非常によく似た組織は、最初に信号が皮質に上昇として低下忠実に中継されています。皮質は、その後さらに、着信情報を変調するために下側の構造体への投影を送信します。この複雑なシステムは 、インビボならびにインビトロでの製剤の数の様々な方法で研究されています。前者では、すべての接続は、感覚入力を制御し、測定しながら、接続の任意のセットを調べるために研究者を可能にする、完全です任意の与えられた領域で出力されます。このアプローチでは、強烈に複雑な出力を生じさせる他の感覚入力、覚醒、と注意を含む他の入力、多種多様なの制御なしにほとんどありません。in vitroでは、脳切片は、単一のセットのいずれかをキャプチャするためにカットされています突出部、または研究者が様々な求心性神経や脳の領域を刺激し、評価することができ、接続された2つの脳領域の。これらは、多くの場合、皮質への視床や視床に入力し、その出力のいずれかが2-5を保存している視床皮質またはtectothalamicスライスのいずれかです。これらの製剤は、薬理学的、電気的、およびoptogenetic操作の多種多様なことができます。しかし、2つだけの脳領域で、それらは主に情報の伝達を評価し、それが視床通過などの情報の変換を評価する能力を欠いています。また、注目変調6-9に役割を果たしている可能性細網視床投射は、広報でありますこのスライスでESENT。ここでは、どのように視床ゲートとフィルタ情報のユニークな視点を与えるために視床へのさまざまな入力の研究者の制御を可能にする私達の前の準備1、時の改善を示しています。私たち夫婦単一細胞レベルでのさまざまな入力の影響を測定するために、スライスの接続や大規模化分析、ニューロン集団の分析のための視床におけるカルシウムイメージング、および単一細胞記録を評価するためのフラビンタンパク質の自己蛍光イメージングとこの新規スライス標本。 これらの広範囲の接続を維持するのを助けるために、我々はまた、強化された灌流のためのスライスを上昇させるために所定の位置に脳切片とブリッジを保持するための通常のスライスアンカー（別名「ハープ」）の変更の数を開発しました。ハープはスライスを囲むとハープの文字列のカスタマイズ可能なアタッチメントポイントを可能にするように修正された馬蹄形状に設計されています。 3つの文字列があります添付i）1種がii）1つは、ACの尾側縁に、ICの尾端から延びており、III）一つの領域にスライスの内側縁から斜め拡張し、スライスの内側エッジに沿って水平に位置するようにAC（ 図1Aを参照）吻側。ハープ文字列の（シアノアクリレート接着剤で）接着のためのフレームの小さなくぼみ（図1B参照 ）、スライスの整合性を維持するためにスライスに圧力の低下量を可能にします。 3次元印刷を使用することにより、我々はデザインが独自の仕様、ならびに組織の上下の人工脳脊髄液（aCSFの）の理想的な流れを可能にするブリッジにハープカスタムすることができます。これはまた、パッチクランプ電気生理学のための組織を貫通する光のために広い面積を維持します。

<table><tbody><tr><td>High sucrose cutting solution</td><td></td><td></td><td>in mM: 206 sucrose, 10.0 MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 11.0 glucose, 1.25 NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 26 NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 0.5 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 2.5 KCl, pH 7.4</td></tr><tr><td>Low calcium aCSF</td><td></td><td></td><td>in mM: 126 NaCl, 3.0 MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 10.0 glucose, 1.25 NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 26 NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 1.0 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 2.5 KCl, pH 7.4</td></tr><tr><td>aCSF</td><td></td><td></td><td>in mM: 126 NaCl, 2.0 MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 10.0 glucose, 1.25 NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, 26 NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 2.0 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 2.5 KCl, pH 7.4</td></tr><tr><td>Stimulus Isolator</td><td>World Precision Instruments</td><td>A360</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Life Technologies</td><td>D12345</td><td>Lot: 1572C502</td></tr><tr><td>Fura-2AM</td><td>Life Technologies</td><td>F1201</td><td>Lot: 144912</td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>Life Technologies</td><td>P3000MP</td><td>Lot: 1499369</td></tr><tr><td>Large culture dish</td><td>Fisherbrand</td><td>08-757-13</td><td>100 x 15 mm culture dish</td></tr><tr><td>Small culture dish</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td>35 x10 mm culture dish</td></tr><tr><td>Raised culture membrane</td><td>Millicell</td><td>PICMORG50</td><td>Used to maintain oxygenated fluid perfusion on both sides of slice.</td></tr><tr><td>Flavoprotein imaging fluorescence cube</td><td>Olympus</td><td>UMNIB</td><td>470&amp;ndash;490 nm excitation, 505 nm dichroic, 515 nm emission long pass.&amp;nbsp; We have found that virtually any green fluorescence protein filter cube will work here.</td></tr><tr><td>Calcium imaging fluorescence cube</td><td>Omega Optical</td><td>BX-18</td><td>XF1005 365 nm exitation, XF2001 400 nm dichroic, XF3080 510 nm emission</td></tr><tr><td>Agar for blocking brain</td><td></td><td></td><td>3% by weight in water</td></tr><tr><td>Viper si Stereo Lithography Apparatus</td><td>3D Systems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modification of a colliculo-thalamocortical mouse brain slice, incorporating 3-d printing of chamber components and multi-scale optical imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

P15マウスで得られたcolliculo -視床皮質マウス脳スライスの例を図2に示されている。理想的なスライスは、ICが刺激されたときに、すべてのアクティブ化されている4つの主要な中脳と前脳の聴覚構造IC、MGB、TRN、およびACを、含まれています（ 図2A）。フーリエ解析を使用して、スペクトルパワーを周期的刺激周波数10に同伴されるアクティビティ?...

Watch this Scientific Journal Video about Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging at JoVE.com

Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

マウスの仔の脳をカットするために、複数の角度を使用して、我々は主要な聴覚中脳と前脳構造のほとんどの間の接続をキャプチャ前述の急性脳スライスを改善。

商工会議所のコンポーネントとマルチスケール光イメージングの3次元印刷を組み込むColliculo、視床皮質マウス脳スライスの変更、

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

modification-colliculo-thalamocortical-mouse-brain-slice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.2K ビュー.  University of Illinois Urbana-Champaign. マウスの仔の脳をカットするために、複数の角度を使用して、我々は主要な聴覚中脳と前脳構造のほとんどの間の接続をキャプチャ前述の急性脳スライスを改善。 

ビデオ: Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

Chronic Imaging of Mouse Visual Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The technique presented here allows the imaging of the same area of the brain at several time points (chronic imaging) with microscopic resolution allowing the tracking of dendritic spines which are the small structures that represent the majority of postsynaptic excitatory sites in the CNS. The ability to clearly resolve fine cortical structures over several time points has many advantages, specifically in the study of brain plasticity in which morphological changes at synapses and circuit remodeling may help explain underlying mechanisms. In this video and supplementary material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation. The thinned-skull preparation is a minimally invasive approach, which avoids potential damage to the dura and/or cortex, thus reducing the onset of an inflammatory response. When this protocol is performed correctly, it is possible to clearly monitor changes in dendritic spine characteristics in the intact brain over a prolonged period of time.

In this video and supplemental material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation.

間伐-頭蓋骨の準備を使用してマウス視覚野の慢性的イメージング

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The ...

神経科学

Cerebrovascular Casting of the Adult Mouse for 3D Imaging and Morphological Analysis

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). Animal models are necessary for studying the etiopathology and potential therapies of cerebrovascular diseases. Imaging the vasculature in large animals is relatively easy. However, developing vessel imaging methods of murine brain disease models is desirable due to the cost and availability of genetically-modified mouse lines. Imaging the murine cerebral vascular tree is a challenge. In humans and larger animals, the gold standard for assessing the angioarchitecture at the macrovascular (conductance) level is x-ray catheter contrast-based angiography, a method not suited for small rodents.
In this article, we present a method of cerebrovascular casting that produces a durable skeleton of the entire vascular bed, including arteries, veins, and capillaries that may be analyzed using many different modalities. Complete casting of the microvessels of the mouse cerebrovasculature can be difficult; however, these challenges are addressed in this step-by-step protocol. Through intracardial perfusion of the vascular casting material, all vessels of the body are casted. The brain can then be removed and clarified using the organic solvent methyl salicylate. Three dimensional imaging of the brain blood vessels can be visualized simply and inexpensively with any conventional brightfield microscope or dissecting microscope. The casted cerebrovasculature can also be imaged and quantified using micro-computed tomography (micro-CT)1. In addition, after being imaged, the casted brain can be embedded in paraffin for histological analysis.
The benefit of this vascular casting method as compared to other techniques is its broad adaptation to various analytic tools, including brightfield microscopic analysis, CT scanning due to the radiopaque characteristic of the material, as well as histological and immunohistochemical analysis. This efficient use of tissue can save animal usage and reduce costs. We have recently demonstrated application of this method to visualize the irregular blood vessels in a mouse model of adult BAVM at a microscopic level2, and provide additional images of the malformed vessels imaged by micro-CT scan. Although this method has drawbacks and may not be ideal for all types of analyses, it is a simple, practical technique that can be easily learned and widely applied to vascular casting of blood vessels throughout the body.

In this article, we present a simple, practical technique for cerebrovascular casting that is easy to perform and can be utilized to image the vascular tree of the adult mouse brain.

3Dイメージングと形態素解析のための成体マウスの脳血管キャスティング

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). ...

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical neurons with two-photon microscopy has provided unique insights into cortical structure, function and plasticity. However, these studies are limited to head fixed animals, greatly reducing the behavioral complexity available for study. In this paper, we describe a procedure for performing chronic fluorescence microscopy with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely behaving mice. We used an integrated miniaturized fluorescence microscope paired with an implanted prism probe to simultaneously visualize and record the calcium dynamics of hundreds of neurons across multiple layers of the somatosensory cortex as the mouse engaged in a novel object exploration task, over several days. This technique can be adapted to other brain regions in different animal species for other behavioral paradigms.

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

Here, we present a procedure for performing large-scale Ca2+ imaging with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely moving mice. Hundreds of active cells can be observed simultaneously using a miniature, head-mounted microscope coupled with an implanted prism probe.

多層皮質Ca<sup&gt; 2+</sup&gt;プリズムプローブと小型蛍光顕微鏡を用いて自由に動くマウスのイメージング

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical ...

行動学

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

マウス脳の長期イメージングのためのポリッシュと強化間引き頭蓋骨ウィンドウ

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Micron-scale Resolution Optical Tomography of Entire Mouse Brains with Confocal Light Sheet Microscopy

Understanding the architecture of mammalian brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience. However, mapping neuronal soma and projections throughout the whole brain is still challenging for imaging and data management technologies. Indeed, macroscopic volumes need to be reconstructed with high resolution and contrast in a reasonable time, producing datasets in the TeraByte range. We recently demonstrated an optical method (confocal light sheet microscopy, CLSM) capable of obtaining micron-scale reconstruction of entire mouse brains labeled with enhanced green fluorescent protein (EGFP). Combining light sheet illumination and confocal detection, CLSM allows deep imaging inside macroscopic cleared specimens with high contrast and speed. Here we describe the complete experimental pipeline to obtain comprehensive and human-readable images of entire mouse brains labeled with fluorescent proteins. The clearing and the mounting procedures are described, together with the steps to perform an optical tomography on its whole volume by acquiring many parallel adjacent stacks. We showed the usage of open-source custom-made software tools enabling stitching of the multiple stacks and multi-resolution data navigation. Finally, we illustrated some example of brain maps: the cerebellum from an L7-GFP transgenic mouse, in which all Purkinje cells are selectively labeled, and the whole brain from a thy1-GFP-M mouse, characterized by a random sparse neuronal labeling.

In this article we describe the full experimental procedure to reconstruct, with high resolution, the fine brain anatomy of fluorescently labeled mouse brains. The described protocol includes sample preparation and clearing, specimen mounting for imaging, data post-processing and multi-scale visualization.

共焦点光シート顕微鏡全体マウスの脳のミクロンスケールの分解能光トモ

Understanding the architecture of mammalian  brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience.  However, mapping neuronal soma and ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

マウス大脳皮質における細胞組織の大規模三次元イメージング

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

A Tissue Clearing Method for Neuronal Imaging from Mesoscopic to Microscopic Scales

A detailed protocol is provided here to visualize neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels in brain tissues. Neuronal structures ranging from neural circuits to subcellular neuronal structures are visualized in mouse brain slices optically cleared with ScaleSF. This clearing method is a modified version of ScaleS and is a hydrophilic tissue clearing method for tissue slices that achieves potent clearing capability as well as a high-level of preservation of fluorescence signals and structural integrity. A customizable three dimensional (3D)-printed imaging chamber is designed for reliable mounting of cleared brain tissues. Mouse brains injected with an adeno-associated virus vector carrying enhanced green fluorescent protein gene were fixed with 4% paraformaldehyde and cut into slices of 1-mm thickness with a vibrating tissue slicer. The brain slices were cleared by following the clearing protocol, which include sequential incubations in three solutions, namely, ScaleS0 solution, phosphate buffer saline (&#8211;), and ScaleS4 solution, for a total of 10.5&#8211;14.5 h. The cleared brain slices were mounted on the imaging chamber and embedded in 1.5% agarose gel dissolved in ScaleS4D25(0) solution. The 3D image acquisition of the slices was carried out using a confocal laser scanning microscope equipped with a multi-immersion objective lens of a long working distance. Beginning with mesoscopic neuronal imaging, we succeeded in visualizing fine subcellular neuronal structures, such as dendritic spines and axonal boutons, in the optically cleared brain slices. This protocol would facilitate understanding of neuronal structures from circuit to subcellular component scales.

The protocol provides a detailed method of neuronal imaging in brain slice using a tissue clearing method, ScaleSF. The protocol includes brain tissue preparation, tissue clarification, handling of cleared slices and confocal laser scanning microscopy imaging of neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels.

メゾスコピックから顕微鏡スケールまでのニューロンイメージングのための組織クリアリング法

A detailed protocol is provided here to visualize neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels in brain tissues. Neuronal structures ranging ...

上丘における2光子および広視野カルシウムイメージング

Calcium Imaging in Mouse Superior Colliculus

The superior colliculus (SC), an evolutionarily conserved midbrain structure in all vertebrates, is the most sophisticated visual center before the emergence of the cerebral cortex. It receives direct inputs from ~30 types of retinal ganglion cells (RGCs), with each encoding a specific visual feature. It remains elusive whether the SC simply inherits retinal features or if additional and potentially de novo processing occurs in the SC. To reveal the neural coding of visual information in the SC, we provide here a detailed protocol to optically record visual responses with two complementary methods in awake mice. One method uses two-photon microscopy to image calcium activity at single-cell resolution without ablating the overlaying cortex, while the other uses wide-field microscopy to image the whole SC of a mutant mouse whose cortex is largely undeveloped. This protocol details these two methods, including animal preparation, viral injection, headplate implantation, plug implantation, data acquisition, and data analysis. The representative results show that the two-photon calcium imaging reveals visually evoked neuronal responses at single-cell resolution, and the wide-field calcium imaging reveals&#160;neural activity across the entire SC. By combining these two methods, one can reveal the neural coding in the SC at different scales, and such combination can also be applied to other brain regions.

著者スポットライト:上腺における神経コーディングと視覚処理のメカニズムの解明 

This protocol details the procedure for imaging calcium responses in the superior colliculus (SC) of awake mice, including imaging single-neuron activity with two-photon microscopy while leaving the cortex intact in wild-type mice, and imaging the entire SC with wide-field microscopy in partial-cortex mutant mice.

マウス上結腸におけるカルシウムイメージング

The superior colliculus (SC), an evolutionarily conserved midbrain structure in all vertebrates, is the most sophisticated visual center before the ...

商工会議所のコンポーネントとマルチスケール光イメージングの3次元印刷を組み込むColliculo、視床皮質マウス脳スライスの変更、

要約

さらに動画を探す

この動画の章

間伐-頭蓋骨の準備を使用してマウス視覚野の慢性的イメージング

3Dイメージングと形態素解析のための成体マウスの脳血管キャスティング

多層皮質Ca

マウス脳の長期イメージングのためのポリッシュと強化間引き頭蓋骨ウィンドウ

共焦点光シート顕微鏡全体マウスの脳のミクロンスケールの分解能光トモ

マウス大脳皮質における細胞組織の大規模三次元イメージング

メゾスコピックから顕微鏡スケールまでのニューロンイメージングのための組織クリアリング法

マウス上結腸におけるカルシウムイメージング

マウス上結腸におけるカルシウムイメージング

マウス上結腸におけるカルシウムイメージング