The authors would like to thank Janelle Ryals, Rachel Supple, and Frank Wang for technical assistance. This work was supported by NIH grants R03 DK080182 (JAC), R01 DK099611 (JAC), R01 DK103872 (JAC), Center of Biomedical Research Excellence (COBRE) grant P20 GM104936 (JAC), start-up funds and core support from the Kansas Institutional Development Award (IDeA) P20 GM103418, core support from the Kansas IDDRC P30 HD002528, and The Madison and Lila Self Fellowship Program (ANP).

جميع التجارب الموصوفة في هذا البروتوكول تتفق مع المبادئ التوجيهية المعاهد الوطنية للصحة وفقا للمبادئ التوجيهية المحددة من قبل مركز جامعة كانساس الطبية المؤسسي رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام. 1. حديثي الولادة الأم الفصل (NMS) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة السدود الحوامل يوميا لولادة القمامة. ملاحظة: اليوم يعتبر القمامة ولدت P0. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على P1، إزالة السد من قفص المنزل ووضع في وعاء الثانوية نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فرك حفنة من الفراش بين الأيدي النظيفة-القفاز للحفاظ على رائحة قفص المنزل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة عمق 1-2 سم من الفراش قفص المنزل في نظيفة، وصفت بشكل مناسب 2 L زجاج الدورق. إضافة ما يقرب من نصف أي تخصيب المواد الفراش الإضافية التي هي موجودة في قفص المنزل، على سبيل المثال، nestlet، ورقة تغضن، إلى كوب زجاجي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف وضع كافة الجراء من القمامة واحدة، كل على حدة، في نفس الكأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكان على الفورالكأس في حاضنة عقد في 33 درجة مئوية و 50٪ الرطوبة لمدة 180 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة السد من الحاوية الثانوية وعودتها إلى قفص المنزل. العودة قفص المنزل لموقعه سكن مناسب داخل الحظيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر هذا الإجراء لكل القمامة تمر NMS، وذلك باستخدام قفازات نظيفة والحاويات الثانوية لكل القمامة / السد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نهاية فترة الفصل 180 دقيقة، وعودة الفضلات إلى أقفاص وطنهم في نفس الترتيب كما تم إزالتها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استرداد قفص المنزل من القمامة الأولى التي تم فصلها في وقت سابق اليوم. إزالة السد من قفص المنزل ووضع في وعاء الثانوية نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الكأس الأول من الحاضنة وفرك حفنة من الفراش بين أيدي القفاز نظيفة للحفاظ على رائحة قفص المنزل أثناء التعامل مع الجراء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف نقل الجراء، بشكل فردي، من الدورق إلى قفص المنزل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة أي التخصيب والفراش المتبقية في الكأس لقفص المنزل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العودة السد من الحاوية الثانوية إلى قفص المنزل وإعادته إلى موقعه سكن مناسب داخل الحظيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف الكأس مع الماء وإعادته إلى الحاضنة. استخدام نفس الكأس لكل القمامة في جميع أنحاء الداخلي الانفصال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر هذا الإجراء لكل القمامة تمر NMS في نفس الترتيب كما تم وضعها في الحاضنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر هذا الإجراء بأكمله لكل خضوعه القمامة NMS كل يوم من خلال P21. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فطم الجراء للمرفق وساذجة على P22 عن طريق وضع تتزاحم من نفس الجنس معا في أقفاص نظيفة كاملة مع الغذاء والماء. يجب أن تكون ولدت الجراء ساذجة ويضم تحت نفس الشروط الفئران للمرفق، ولكن يخضع أي معالجة إضافية خارج العادية المهام تربية الحيوانات. </li></ol> 2. محيط بالغدد التناسلية الميكانيكية الحساسية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد جهاز فون فراي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل الفئران إلى قاعة الاختبار، والسماح لهم للتأقلم لمدة 30دقيقة في حين تبقى في أقفاص وطنهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد منطقة الاختبار عن طريق وضع underpad ماصة تحت سلك شبكة قمة الجدول ارتفاع (79 سم × 28 سم) التي توفر مساحة كافية للسماح للمحقق بالاقتراب من الجانب السفلي دون مذهلة الفئران، ما يقرب من 55 سم في الطول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع ما يصل إلى 12 الفئران، بشكل فردي، في ظل واضحة، غرف بلاستيكية مثقبة (11 سم × 5 سم × 3.5 سم) على رأس جدول سلكية. وضع جسم ثقيل على رأس الدوائر لمنع الفئران من الهرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأقلم الفئران لمدة 30 دقيقة إضافية على الشاشة قبل تقييم الحد الأدنى للسحب. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقييم محيط بالغدد التناسلية الميكانيكية الحساسية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنفيذ الأسلوب من أعلى إلى أسفل باستخدام مجموعة قياسية من متدرج المجذوذه فون فراي 43. استخدام المجذوذه التالية: 1.65 جم، 2.36 جم، 2.83 جم، 3.22 جم، 3.61 جم، 4.08 جم، 4.31 جم، و4.74 غرام. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد قاعدة ز حيدة 3.22 وفضح أحادية تراجعخيوط. ملاحظة: قد لا يكون بعض النماذج لتراجع حيدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضعه التحقيق بحيث يتم توجيه حيدة عموديا وعند الفأر هو في حالة تأهب، قادرة على الحركة، ويتم توزيع وزن الجسم بالتساوي بين الكفوف الخلفيتين تطبيقه إما إلى الجانب الأيسر أو الأيمن من كيس الصفن، وتجنب خط الوسط، حتى طفيف لوحظ منعطف في خيوط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد حيدة في مكان لمدة 10 ثانية أو حتى يظهر الحيوان ردا ايجابيا. ملاحظة: يعتبر استجابة إيجابية لتكون رعشة السريع أو القفز استجابة لطلب حيدة أو لعق أو سلوك العض الموجهة نحو حيدة. إذا تحرك الماوس أثناء تطبيق حيدة 10 ثانية دون عرض هذه السلوكيات، لا بد من إعادة اختبار حيدة بعد مدة لا تقل عن بقية 1 دقيقة طويلة. إذا كان الماوس لا يتحرك ولا يسلك أي من فوق السلوكيات المدرجة خلال تطبيق حيدة 10 ثانية، ويعتبر ردا سلبيا. </li><html><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل ردا على ذلك، إما سلبية أو إيجابية، في دفتر المختبر أو الكمبيوتر المحمول، وتكرار هذا الإجراء على كل من الفئران المتبقية باستخدام 3.22 ز حيدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختبار كل من الفئران مرة أخرى باستخدام حيدة المناسبة القادمة. ملاحظة: إذا عرضت الماوس ردا سلبيا على 3.22 غرام حيدة، تطبيق 3.61 ز حيدة بنفس الطريقة وتسجيل استجابة. إذا عرضت الماوس ردا إيجابيا على 3.22 غرام حيدة، تطبيق 2.83 ز حيدة وتسجيل استجابة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تواصل اختبار كل فأر باستخدام القادمة حيدة أكبر أو أصغر، حسب الاقتضاء، ل4 تطبيقات إضافية بعد لوحظ أول رد إيجابي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة الفئران لأقفاص المنزل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام قيمة النهائية فون فراي حيدة تطبيقها في سلسلة محاكمة في وحدات سجل لحساب 50٪ عتبة ز الانسحاب كما هو موضح في Chaplan وآخرون. 43. </li></ol></li></ol>عنوان &quot;&gt; 3. المحمضة طولويدين الأزرق ماست تلوين الخلية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجهيز الأنسجة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح الأنسجة البروستاتا 44 من الفئران التي تم perfused لintracardially مع الثلج الباردة بارافورمالدهيد 4٪ 45. بوستفيكس الأنسجة في 4٪ امتصاص العرق لمدة 1 ساعة على RT ثم cryoprotect في 30٪ سكروز في برنامج تلفزيوني 1X في 4 درجات CO / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد (30 مل) حمام صغير من هيبتان ووضعه على الثلج الجاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف أنسجة البروستاتا في برنامج تلفزيوني 1X والجافة باستخدام واجب ضوء مسح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج أنسجة البروستاتا في هيبتان الباردة حتى يتم تجميده. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المكان على الفور أنسجة البروستاتا المجمدة في cryomold تحتوي على تركيب وسائل الاعلام ومكان على الثلج الجاف حتى تجمد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متجر cryomolds في -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع مستعرض أنسجة البروستاتا في 7 cryosections ميكرون سميكة باستخدام ناظم البرد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان 8-12 cryosections غير التسلسلي التي تمتد على طول الأنسجة، وعلى شرائح المجهر موجبة الشحنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متجر الانتهاء الشرائح في -20 درجة مئوية حتى مزيد من المعالجة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد المحمضة طولويدين الأزرق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1 غرام من طولويدين الأزرق O إلى 100 مل 70٪ من الإيثانول ودوامة حتى في محلول لإعداد محلول المخزون 1٪. ويمكن تخزين الحل السهم عند RT لمدة تصل إلى ثلاثة أسابيع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 1 جم كلوريد الصوديوم إلى 100 مل من الماء في كوب وضعت على رأس لوحة ضجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط الرقم الهيدروجيني للمحلول كلوريد الصوديوم باستخدام 12 M حمض الهيدروكلوريك حتى مجموعة من درجة الحموضة 0.5 - 1.0 يتحقق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 0.25٪ طولويدين الأزرق الحل العمل من خلال الجمع بين 8 مل من محلول المخزون طولويدين الأزرق و 32 مل من 1٪ كلوريد الصوديوم الحل. ماصة صعودا وهبوطا لضمان الدمج الكلي للمحلول المخزون طولويدين الأزرق ومزيج باستخدام الدوامة. يجب أن يتم حل العمل الطازجة والتخلص منها بعد استخدام. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تلطيخ Cryosections البروستاتا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الشرائح التي سيتم تجهيزها من الفريزر والسماح لتتوازن لRT لحوالي 30 مفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل أقسام الأنسجة عن طريق غمس بشكل فردي الشرائح لمدة حوالي 1 ثانية إلى 50 مل أنبوب مخروطي يحتوي على كمية كافية من 1X PBS للتأكد من أن أقسام الأنسجة محمولة على الشريحة سيتم مغمورة تماما. تسمح الشرائح للهواء الجاف على منشفة ورقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الشرائح في وعاء زجاجي تلطيخ تحتوي على ما يكفي 0.25٪ تعمل الحل طولويدين الأزرق للتأكد من أن أقسام الأنسجة محمولة على الشريحة سوف تكون مغمورة تماما واحتضان لمدة 10 - 15 دقيقة في حين على الكرسي الهزاز منصة وضعت في 15 دورة في الدقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تراجع الشرائح في برنامج تلفزيوني 1X لحوالي 1 ثانية لتغسل الزائدة طولويدين الأزرق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الشرائح في مربع الشريحة أو رف في مثل هذه الطريقة أن الشرائح على الجانبين للسماح لتصريف المياه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجفيف الشرائح في الفرن عند 37 درجة مئوية لمدة لا تقل عن 2 ساعة أو O / N في RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يذوى الشرائح بسرعة باستخدام الكحول، والسماح للشرائح حتى يجف تماما بين التعرض للكحول. الشرائح الجافة من خلال تجفيف على منشفة ورقية لالثاني محو ظهورهم وحواف مع واجب ضوء مسح. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزج الشرائح في 95٪ ETOH لحوالي 1 ثانية، والسماح ليجف تماما. كرر هذا الإجراء 1-10 مرات حتى يجف الأنسجة أكثر الزرقاء من الأرجواني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزج الشرائح في 100٪ ETOH لحوالي 1 ثانية، والسماح ليجف تماما. كرر هذا الإجراء 1-10 مرات حتى الأنسجة مظلمة إلى اللون الأزرق المتوسط، ولكن ليس الأرجواني. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح وصمة عار التي يحتضنها الشرائح في 100٪ الزيلين لمدة 3 دقائق. السماح ليجف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ساترة الشرائح مع الجلسرين، PBS، أو وسائل الإعلام تصاعد دائم قائم على زيلين. استنزاف وسائل الإعلام الزائدة وتخزينها في RT. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلايا ماست تحديد مقدار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصور طولويدين أقسام الأنسجة الأزرق الملون في 20X التكبير باستخدام المجهر الضوئي (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عد عدد من الخلايا البدينة الحالية داخل منطقة تصور والتفريق بين الخلايا البدينة غير degranulated وdegranulated. 40X تعظمايون قد يكون من الضروري لتأكيد الوضع التحبيب في بعض الخلايا البدينة. ملاحظة: الخلايا البدينة غير degranulated يحمل metachromasia كثيفة مع عدم وجود أو خافت مخطط النووي و / أو أي قذف الحبيبية حول الخلية. الخلايا البدينة Degranulated يحمل metachromasia أقل كثافة ولديها مخطط واضح واضح للنواة و / أو حبيبات الحرة داخل السيتوبلازم وخارج الحدود الخلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تواصل تقييم عدد من الخلايا البدينة غير degranulated وdegranulated في مجملها من قسم الأنسجة الحالي. كرر هذا الإجراء على لا يقل عن 7 أقسام منفصلة إضافية، والتي تمتد على طول كل الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب النسبة المئوية للdegranulated (DG) إلى إجمالي الخلايا البدينة لكل الأنسجة / الماوس وفقا للمعادلة التالية: (DG الخلايا البدينة / مجموع الخلايا البدينة) × 100. </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

يوفر هذا البروتوكول منهجية لاستخدام الضغط حديثي الولادة، في شكل NMS، للحث على symptomology يدل على CP / CPPS في الفئران الذكور البالغين. كما الكبار، وتعرض الفئران للمرفق آلام جلدية الميكانيكية محيط بالغدد التناسلية كبير، وكذلك دليل على تحبب الخلايا البدينة في أنسجة البروستات?...

آلام الحوض المزمنة ليست في حد ذاتها مرضا، بل هو مصطلح يرتبط مع الألم المستمر عفوية و / أو استحضر التي يعاني منها المرضى الذين شخصت مع متلازمة القولون العصبي (IBS)، والتهاب المثانة الخلالي / متلازمة المثانة المؤلمة (IC / PBS)، التهاب الأعضاء الأنثوية، أو التهاب البروستاتا المزمن / متلازمة آلام الحوض المزمنة (CP / الهادئ). وغالبا ما المرضية هذه المتلازمات ومشاركة العديد من الخصائص في أنه ليس لديهم علم الأمراض المرتبطة بها أو تحديد المسببات الكامنة، وإن كان قد أظهرت ضعف في جهاز المناعة والجهاز العصبي المركزي، والجهاز العصبي المحيطي للمساهمة في صيانة وتطور هذه الاضطرابات 1 -3. المرضى الذين يعانون من ألم مزمن في الحوض أكثر عرضة للتقديم مع أعراض إضافية، واضطرابات الألم الوظيفية واضطرابات المزاج، بما في ذلك القلق، والاكتئاب، واضطراب الهلع 4-6 والذي ارتبط مع سير تغير من hypothalamic- غير ذات صلة الحوض- pituitary-الغدة الكظرية (HPA) المحور 10/07. التعرض لضغوط الحياة في وقت مبكر أو الصدمة هو عامل خطر كبير لتطوير تشوهات HPA وما يرتبط بها من متلازمات الألم المزمن 10،11 وعلى هذا النحو، مجموعة فرعية كبيرة من المرضى الذين يعانون من اضطرابات آلام الحوض وظيفية بأنهن شهدت أحداث الطفولة السلبية مثل سوء المعاملة أو الإهمال 12-14. نماذج القوارض الفصل حديثي الولادة الأمهات (NMS)، والتي تنطوي على إزالة الجراء من السد لفترة معينة من الوقت خلال فترة preweaning، وقد استخدمت على مدى العقدين الماضيين لدراسة نتائج ضغوط الحياة في وقت مبكر. بشكل عام، وقد تبين NMS لزيادة HPA محور التنشيط، والسلوكيات مثل القلق الناتجة، التي تؤثر بشكل مباشر على التعبير الجيني داخل منطقة ما تحت المهاد، فضلا عن عرقلة تنظيم المصب من الهياكل الحوفي 15-18. وقد تبين أن تعطل سير السليم محور HPA للمساهمة في زيادة القولون والمستقيم 19-22 </sup&gt; والمهبل 16 حساسية المعروضة من قبل القوارض NMS النماذج، ولكن على الرغم من توصيف واسعة من تأثير على المدى الطويل بعد الولادة التهاب المثانة 23-25، وتأثير ضغوط الحياة في وقت مبكر قد ذهب إلى حد كبير غير مدروسة في الأجهزة التناسلية. ولذلك، فإن الدراسة التالية تصف كيفية أداء NMS في الفئران وبعد ذلك تقييم حساسية الميكانيكية محيط بالغدد التناسلية وتسلل الخلايا البدينة / التنشيط في البروستاتا للتحقق من استخدام الفئران الذكور للمرفق كنموذج قبل السريرية لCP / الهادئ. لجميع المزمنة اضطرابات ألم الحوض تشخيص، CP / CPPS ربما تكون متلازمة الأقل المعترف بها جيدا، وتميزت، على الرغم من وجود انتشار عمر ما يقرب من 14٪ 26 و تكاليف المريض سنوية تقدر ب 4400 $ (مرتين أن آلام أسفل الظهر أو المفاصل التهاب المفاصل 27). المرضى الذين يعانون من CP / CPPS الألم تقرير في العجان والمستقيم والبروستاتا والقضيب والخصيتين، و / أو البطن 28، تجربة مرحبايتم تشخيص درجة gher من الضغط النفسي من المرضى التحكم 29، والحاضر عادة مع أعراض أو مع الحوض المزمنة الألم أو الإضطرابات المزاجية المرضية 5،29-31. العدوى المتكررة، ظهارة تتسرب منها المياه، والتهاب الأنسجة العصبية، وأمراض المناعة الذاتية كلها قد يظن كأسباب محتملة الكامنة وراء CP / CPPS 2،32،33، فضلا عن تنشيط الخلايا البدينة وتحبب 34. وإفرازات البروستاتا وأعرب عن الرجال مع CP / CPPS زادت تريبتاز الخلايا البدينة وعامل نمو الأعصاب (NGF) مستويات 34، وأكدت دراسة لاحقة أن تريبتاز وكربوكسي ببتيداز A (CPA3)، علامة على تنشيط الخلايا البدينة، وزادت أيضا في البول للمرضى CP / CPPS 35. لقد كان دور محتمل للالخلايا البدينة في بداية وصيانة CP / الهادئ محورا رئيسيا من البحوث الحيوانية على هذه المتلازمة حتى الآن. نموذج القوارض الأكثر استخداما تستخدم لدراسة CP / الهادئ هو التهاب البروستات الذاتية التجريبية (EAP) نموذج جنرالerated عن طريق الحقن تحت الجلد من مستضد البروستاتا في مساعد كاملة فرويند، الذي ينتج في درجات مختلفة من التهاب البروستاتا حسب الأنواع والسلالة المستخدمة 34،36-39. وقد تبين تسلل الخلايا البدينة وتفعيل / تحبب لزيادة الحث التالية من EAP 34،35،40. الفئران المعدلة وراثيا نقص في أي من الخلايا البدينة 34 أو مستقبلات تريبتاز PAR2 35 لا تتطور حساسية تكتيك البروستاتا التالية EAP، على عكس الفئران wildtype EAP. في حين أن هذا النموذج قبل السريرية يعيد العديد من خصائص CP البشرية / الهادئ، وبروتوكول الاستقراء هو لا يدل على حالة الإنسان، والتي لديها مسببات متنوعة، وغالبا ما لا تنطوي على التهاب المباشر، والعدوى، او الاصابة البروستات. تأثير ضغوط الحياة في وقت مبكر على تطوير CP / CPPS في البشر إلى حد كبير ذهب بدون تحقيق. ومع ذلك، فإن الدراسة التي هو جين تاو، وآخرون. 41، أثبتت أن لين الذين أفادوا تاريخ الجسدية في مرحلة الطفولة، والعاطفية، و / أو كان الاعتداء الجنسي بشكل ملحوظ أكثر احتمالا للتعرض لأعراض توحي CP / الهادئ. علاوة على ذلك، أظهرت أن كلا من الألم وعشرات البولية وزيادة في المرضى الذين لديهم تاريخ من الإساءة الجسدية والعاطفية. لقد أثبتنا سابقا أن نفس النموذج NMS في الإناث C57BL / 6 الفئران تنتج الحساسية عن طريق المهبل والشاذ التعبير الجيني في كل من المهبل والمثانة توحي HPA مختلة الناتج محور 16. هذه الأدلة جنبا إلى جنب مع ارتفاع معدل انتشار CP / المرضى الهادئ مع تقديم التواكب المرضي أخرى 42، بما في ذلك IC / PBS واضطرابات المزاج، والتي أكثر وضوحا ثبت أن تكون مرتبطة مع الحياة في وقت مبكر التعرض الإجهاد 12-14، ويوفر الأساس المنطقي لاستخدام نموذج NMS للتحقيق CP / CPPS في الفئران.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pregnant C57BL/6 female mice&#160;</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>027</td>
			<td>Timed or untimed pregnant females should be monitored daily for in-house birth.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2L glass beaker(s)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS10002L</td>
			<td>Each NMS litter will be held in the same beaker throughout the 21 day separation period.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Forced Air Incubator, Basic</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>414005-124</td>
			<td>The incubator should be held at 33&#176;C and 50% humidity.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Touch Test Sensory Evaluator, Kit of 20 (Semmes-Weinstein Von Frey Aesthesiometer for touch assessment)</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58011</td>
			<td>The following monofilaments should be used for perigenital sensitivity assessment: 1.65 g, 2.36 g, 2.83 g, 3.22 g, 3.61 g, 4.08 g, 4.31 g, and 4.74 g.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal Enclosure (12 mice 6 rats)</td>
			<td>IITC</td>
			<td>435</td>
			<td>Be sure to place a heavy object on top of the individual, acrylic animal enclosures to prevent mice from escaping.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mesh Stand for mice and rats (12 mice 6 rats)</td>
			<td>IITC</td>
			<td>410</td>
			<td>Place stand on a stable table top for comfortable access.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5493</td>
			<td>Dilute the 10x PBS stock to 1x PBS.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td>A 4% paraformaldehyde solution is needed to intracardially perfuse mice and postfix tissue in preparation for mast cell staining.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5016</td>
			<td>Cryoprotect fixed tissue in 30% sucrose solution at 4&#176;C overnight.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heptane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>246654</td>
			<td>Chill heptane on dry ice to freeze tissue.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard Cryomold&#160;</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>4557</td>
			<td>To assist in freezing prostate tissue prior to cryostat sectioning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek OCT Compound</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td>12 x 125 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Superfrost Plus Micro Slide</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>48311-703</td>
			<td>75 x 25 x 1 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toluidine Blue O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>198161</td>
			<td>Certified by the Biological Stain Commission. Suitable for use as a metachromatic stain for mast cells.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, Absolute (200 Proof)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818-4</td>
			<td>Molecular Biology Grade, Fisher Bioreagents; 95% and 100% solutions will be needed to dehydrate stained cryosections before mast cell visualization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888</td>
			<td>Acidified NaCl solution should be made fresh before staining cryosections.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GeneMate Sterile 50 mL Centrifuge Tubes&#160;</td>
			<td>BioExpress</td>
			<td>C-3394</td>
			<td>Disposable tubes used to mix toulidine blue elements or dip slides into 1xPBS.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coplin staining dish for 10 slides, with ground glass cover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-815</td>
			<td>Hold up to 10 standard 3 x 1 in. (75 x 25mm) slides back-to-back. Use separate dishes for Toluidine Blue working solution, 95% EtOH, 100% EtOH, and xylene.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylenes (Histological)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>X3P</td>
			<td>Once dehydrated, tissue is cleared with xylene.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slide Boxes, 100-Place</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>82003</td>
			<td>Boxes can be used for storage and transportation of slides.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Microscope Slide Box</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-400</td>
			<td>These slide boxes are typically small enough to fit inside a cryostate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G5516</td>
			<td>Glycerol is a traditional mounting medium.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting Medium, Richard-Allan Scientific</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>4111</td>
			<td>Mounting medium firmly bonds the coverslip to the slide.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Cover Glasses, Rectangular, No. 1</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>48393-106</td>
			<td>A coverslip is placed over the dehydrated and cleared tissue to protect the sample.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>The Advanced Automated Research Microscope Eclipse 90i, used by our lab, has been discontinued and replaced Eclipse Ni-E.&#160;&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of perigenital sensitivity and prostatic mast cell activation in a mouse model of neonatal maternal separation

التهاب البروستاتا المزمن / متلازمة آلام الحوض المزمنة (CP / CPPS) يحتوي على انتشار عمر 14٪ و هو التشخيص المسالك البولية الأكثر شيوعا للرجال الذين تقل أعمارهم عن 50 عاما، ومع ذلك هو اضطراب مزمن آلام الحوض لا يقل عن فهمها ودراستها. مجموعة فرعية كبيرة من المرضى الذين يعانون من ألم مزمن في الحوض التقرير بعد أن شهدت ضغوط الحياة في وقت مبكر أو إساءة المعاملة، التي يمكن أن تؤثر بشكل ملحوظ على أداء وتنظيم الغدة النخامية، الغدة الكظرية (HPA) المحور. تنشيط الخلايا البدينة، وهو ما ثبت على أن تزاد في كل من البول وإفرازات البروستاتا أعرب من المرضى CP / الهادئ، وينظم جزئيا تفعيل المصب من محور HPA. وقد استخدم الأطفال حديثي الولادة فصل الأمهات (NMS) لأكثر من عقدين من الزمن لدراسة نتائج ضغوط الحياة في وقت مبكر من نماذج القوارض، بما في ذلك التغيرات في المحور HPA والحساسية الحشوية. نحن هنا نقدم بروتوكول مفصل لاستخدام NMS كنموذج قبل السريرية لCP / CPPS في الذكور C57BL / 6 الفئران. وصفنا منهجيةلأداء NMS، وتقييم آلام جلدية الميكانيكية محيط بالغدد التناسلية، والأدلة النسيجي للتنشيط الخلايا البدينة. ونحن نقدم أيضا أدلة على أن الإجهاد النفسي المبكر يمكن أن يكون لها تأثيرات طويلة الأمد على الجهاز البولي التناسلي الذكور في الفئران.

وأظهرت الفئران التي خضعت NMS الأدلة السلوكية يدل على CP / الهادئ. عند اختباره مع سلسلة متدرجة من المجذوذه فون فراي، الفئران للمرفق القديمة أسابيع 8 (ن = 4) ظهور آلام جلدية الميكانيكية محيط بالغدد التناسلية بالمقارنة مع نظرائهم ساذجة (ن = 5، الشكل 2). ويتضح هذا الأمر ...

Watch this Scientific Journal Video about Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation at JoVE.com

Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation

نحن قياس حساسية وتنشيط الخلايا البدينة الميكانيكية محيط بالغدد التناسلية في البروستاتا من الذكور C57BL / 6 الفئران التي خضعت في وقت مبكر نموذج ضغوط الحياة - فصل الأمهات حديثي الولادة، وذلك للحث على نموذج ما قبل السريرية لمتلازمة آلام الحوض / المزمنة المزمنة التهاب البروستات.

تقييم محيط بالغدد التناسلية حساسية والبروستات ماست تنشيط خلية في نموذج الفأر من فصل الأمهات حديثي الولادة

Chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS) has a lifetime prevalence of 14% and is the most common urological diagnosis for men under the ...

assessment-perigenital-sensitivity-prostatic-mast-cell-activation

Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Views.  University of Kansas Medical Center.  نحن قياس حساسية وتنشيط الخلايا البدينة الميكانيكية محيط بالغدد التناسلية في البروستاتا من الذكور C57BL / 6 الفئران التي خضعت في وقت مبكر نموذج ضغوط الحياة - فصل الأمهات حديثي الولادة، وذلك للحث على نموذج ما قبل السريرية لمتلازمة آلام الحوض / ا...

Video: Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

نموذج الفأر من في الرحم زراعة

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

متعدد الفوتون التصوير من غزو خلايا الورم في الفأر نموذج مثلي الفم سرطان الخلايا الحرشفية

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

نموذج الخنازير من الاختناق الوليدي

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

A الخنزير الصغير نموذج من الأطفال حديثي الولادة نقص الأوكسجين، اعتلال الدماغ الإقفاري

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

وحديثي الولادة ماوس الحبل الشوكي ضغط إصابة نموذج

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Battery of Motor Tests in a Neonatal Mouse Model of Cerebral Palsy

As the sheer number of transgenic mice strains grow and rodent models of pediatric disease increase, there is an expanding need for a comprehensive, standardized battery of neonatal mouse motor tests. These tests can validate injury or disease models, determine treatment efficacy and/or assess motor behaviors in new transgenic strains. This paper presents a series of neonatal motor tests to evaluate general motor function, including ambulation, hindlimb foot angle, surface righting, negative geotaxis, front- and hindlimb suspension, grasping reflex, four limb grip strength and cliff aversion. Mice between the ages of post-natal day 2 to 14 can be used. In addition, these tests can be used for a wide range of neurological and neuromuscular pathologies, including cerebral palsy, hypoxic-ischemic encephalopathy, traumatic brain injury, spinal cord injury, neurodegenerative diseases, and neuromuscular disorders. These tests can also be used to determine the effects of pharmacological agents, as well as other types of therapeutic interventions. In this paper, motor deficits were evaluated in a novel neonatal mouse model of cerebral palsy that combines hypoxia, ischemia and inflammation. Forty-eight hours after injury, five tests out of the nine showed significant motor deficits: ambulation, hindlimb angle, hindlimb suspension, four limb grip strength, and grasping reflex. These tests revealed weakness in the hindlimbs, as well as fine motor skills such as grasping, which are similar to the motor deficits seen in human cerebral palsy patients.

Presented is a concise battery of mouse neonatal motor tests. Using these tests, neonatal motor deficits can be demonstrated in a variety of neonatal motor disorders. By having a standardized set of tests, results from different studies can be compared, allowing for better and accurate reporting between groups.

مجموعة من الاختبارات للسيارات في ماوس نموذج حديثي الولادة من الشلل الدماغي

As the sheer number of transgenic mice strains grow and rodent models of pediatric disease increase, there is an expanding need for a comprehensive, ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

احتشاء عضلة القلب في الفئران حديثي الولادة، نموذج للتجديد القلب

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

متساوي القياس كونتراكتيليتي القياس الشريان المساريقي العلوي الماوس باستخدام أسلاك ميوجرافي

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

نموذج الإصابة بالتبريد لدراسة احتشاء عضلة القلب في الماوس

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

A Neonatal BALB/c Mouse Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

نموذج فأر BALB/c الوليدي لالتهاب الأمعاء والقولون الناخر

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight ...