This work was funded in part by NIH R01 #DE021475 to CTM and an NSF Graduate Research Fellowship to NAE. Thanks to Miles Johnson for assistance with imaging and Priscilla Erickson for critical reading of the manuscript.

وقد وافق جميع الأعمال الأسماك من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي من جامعة كاليفورنيا في بيركلي (البروتوكول رقم R330). تم تنفيذ القتل الرحيم باستخدام الغمر في 0.025٪ تريكين-S مخزنة مع 0.1٪ بيكربونات الصوديوم 39. يتم تنفيذ جميع الخطوات في درجة حرارة الغرفة. 1. إعداد ملاحظة: تنفيذ الخطوات 1،1-1،5 في أنابيب مخروطية أو قارورة التلألؤ التي يمكن ختم بإحكام وتكون وضعت أفقيا. الأسماك لا تحتاج إلى أن تهتز باستمرار، ولكن في محاولة لخلط الحل كلما كان ذلك ممكنا من قلب بلطف أو تهز رف من الأنابيب أو قارورة لفضح جميع الاطراف من الأسماك إلى حل تلطيخ والسماح صمة عار على اختراق الأنسجة بالتساوي. لا تضع دفعة كبيرة من الأسماك على شاكر منصة، والوزن الثقيل من السائل سوف كسر شاكر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح إما الأسماك الطازجة الموت الرحيم أو الأسماك المخزنة في الإيثانول مع 10٪ محايد مخزنة الفورمالين (NBF) بين عشية وضحاها. بدلا من ذلك، استخدم 4٪ paraformألدهيد في حل برنامج تلفزيوني 1X بدلا من 10٪ بنك الفجيرة الوطني. ملاحظة: في حالة استخراج الحمض النووي، لقطة لجزء صغير من الذيلية أو الصدرية زعانف قبل تثبيت وتخزينها في الايثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التخلص من الإصلاح بشكل صحيح في غطاء الكيميائية واستبدالها مع ماء الصنبور (وهذا هو ~ 7.0 درجة الحموضة) لمدة 2 ساعة. تجنب استخدام المياه غير المتأينة لأنها يمكن أن تكون في كثير من الأحيان الحمضية، ويمكن أن يزيل الكلس العظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المياه والأسماك وصمة عار مع 0.008٪ الصبغ الأحمر S في 1٪ KOH في الماء لمدة 24 ساعة. وبالنسبة للأسماك أقل من 20 ملم مدة قياسية، واستخدام 0.004٪ الصبغ الأحمر S. (جعل حل الأسهم 100X (0.8٪) من الصبغ الأحمر الأحمر S ومن ثم يمكن تخفيفه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وصمة عار (وضع في حاوية النفايات المناسبة في غطاء محرك السيارة) ومكان الأسماك في مياه الصنبور لبضع ساعة. تغيير الماء حسب الحاجة حتى شطف الماء هو واضح في الغالب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة أسماك المياه والمكان إلى 50٪ الجلسرين، 0.25٪ KOH للمقاصة خفيفة وتشريح لاحق. ملاحظة: يتم تعديل هذا البروتوكول تلطيخ من الأساليب المذكورة سابقا 40،41. </li></ol><pالطبقة = &quot;jove_title&quot;&gt; 2. تشريح ملاحظة: انظر الشكل رقم 1 لمراجعة رئيس ذات الصلة التشكل العظمي. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/54056/54056fig1.jpg" /> ملطخة رئيس أبو شوكة التشكل العظمي الصبغ الأحمر رئيس أبو شوكة سمك شائك threespine المصورة مع مضان تحت مجموعة رودامين B مرشح: الشكل 1. هو المسمى التشكل المفيدة: أب = وصاد، Subop = subopercle، BSRS = branchiostegal أشعة، Preop = preopercle، Infraorb 1-3 = تحت الحجاج 1-3 (وتسمى أيضا circumorbitals أو suborbitals)، دنت = مضرس، PREMAX = عظم القواطع، ماكس = الفك العلوي ، ناس = الأنف، اللات. ethm = الغربالي الجانبي، Psph = parasphenoid، FRON = العظم الجبهي. للحصول على وصف أكثر تفصيلا لأبو شوكة سمك شائك الرأس هيكل عظمي، انظر أنكار (1974) 31. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54056/54056fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من</a>هذا الرقم. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأسماك المسطحة (الشكل 2A) وإدراج الملقط حادة # 5 ساعات إلى جانب العين في ~ 45 درجة زاوية لثقب الغشاء الذي يغطي العين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قشر الغشاء بعيدا عن العين، على غرار تقشير غطاء اللبن (الشكل 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ملقط مفتوحة وراء العين، والاستيلاء على عقد من العصب البصري وراء العين، وإزالة العين (الشكل 2C). لا ثقب العين لأنها سوف تسرب الميلانين. إذا ثقب، الميلانين يمكن جرفت خلال خطوات لاحقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدءا من الخلفي، ووضع واحدة صغيرة شفرة تشريح مقص تحت رفرف وصاد، وسحب مقص شفرة ظهريا فوق وصاد، ثم قطع الأنسجة اللينة من خلال لمحجر العين (الشكل 2D). قطع ظهري حتى العظم وصاد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع العظم الجبهي (الظهرية لمحجر العين) (الشكل 2E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع العظام parasphenoid خط الوسط حول رانه وسط تجويف العين (الشكل 2F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع وصاد كرر على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ملقط تحت وصاد وقشر ببطء وجهه بعيدا عن الجسم، وتقليم أي نوع من الأنسجة الناعمة لا تزال تعلق (الشكل 2G - H). الحرص على عدم تعطيل الصف الأول من rakers الخيشومية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بالملقط، فصل ceratohyals على كلا الجانبين من قاعدة اللامي خط الوسط في حين تقشير بعيدا وإزالة الهيكل العظمي القحفي الأمامي (الفك بأكمله بما في ذلك مضرس، قادمة الفك العلوي، والفك العلوي، والهيكل العظمي اللامية بأكمله بما في ذلك وصاد الجلد الخارجي، preopercle، subopercle، و أشعة branchiostegal وظهري الكامنة وعناصر غضروفي بطني، والجزء الأمامي من الجمجمة بما في ذلك الأنف، الغربالي الجانبي، والعظام تحت الحجاج، أنظر الشكلين 1 و 2I). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العمود الفقري الحوض يمكن طيها للخروج من الجسم، ويمكن أن تكون بمثابة مؤشر للملقط لانتزاع عقد سو عندما الحالية. العمود الفقري قفل في مكانه. لفتح، وسحب بلطف العمود الفقري مع ملقط مباشرة بعيدا عن جسم السمكة، ثم ينحني برفق من الخلف للضغط على العمود الفقري شقة ضد الأسماك. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج مغلقة ملقط الخلفي وبطني إلى هيكل عظمي الخيشومي (أقل بقليل من أنبوب الأمعاء) وملقط السحب الأمامية، إغاظة بعيدا العضلات والأربطة المتبقية التي تعلق على هيكل عظمي الخيشومي (الشكل 2J - K). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام نصائح من ملقط مغلقة، كشط بعيدا العضلات ربط ظهري هيكل عظمي الخيشومي إلى القحف بطني في الخلفية إلى الاتجاه الأمامي (الشكل 2L). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر 2.9 و 2.10 على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فهم قاعدة أنبوب القناة الهضمية وسحب الأمامية لإزالة الخيشومي الهيكل العظمي والأمعاء أنبوب (الشكل 2M - N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل أنبوب الأمعاء عن طريق خفض الخلفي عمودي إلى نهاية ceratobranchial الخامس (الشكل 2O </strong&gt;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إزالة أي شظايا العظام المتبقية من قحف المخ على الجانب الظهري من الهيكل العظمي الخيشومي، إدراج مقص في سلة خيشومي لاجراء خفض الظهري (قطع الأمامي إلى الخلفي) بين مجموعات ثنائية لوحات ظهري الأسنان (الشكل 3A - D). وتتركز ضمان قطع لتجنب إتلاف لوحات ظهري الأسنان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل اثنين من التخفيضات الجانبية الضحلة في لمعة الأمعاء مطاطي في نهاية الخلفي من الهيكل العظمي الخيشومي (نهاية الأمامي من أنبوب الأمعاء) للمساعدة في فتح هيكل عظمي الخيشومي (الشكل 3E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الأسماك وكل قطعة نسيج في وعاء ووضع الهيكل العظمي الخيشومي إلى أنبوب microcentrifuge مع 50٪ الجلسرين، 0.25٪ KOH لمواصلة المقاصة لطيف، أو 100٪ الجلسرين إذا لم يكن يحتاج المقاصة أخرى. بحيث يمكن تتبع الجرار التسمية وأنابيب مع معرف فريد. كمية من العلاج المطلوب هو إلى حد كبير وظيفة من حجم الأسماك، والأسماك الكبار كبيرة (أكثر من 40 مترم في طول قياسي) تتطلب عادة المقاصة إضافية. </li></ol><img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54056/54056fig2.jpg" /> الشكل 2: أبو شوكة الخيشومي الهيكل العظمي التشريح الصبغ الأحمر الملون الأسماك أبو شوكة سمك شائك threespine جاهزة للتشريح. وناقصة الصباغ العين من المقاصة واسعة النطاق. وتشير الأسهم الزرقاء اتجاه الحركة. (أ) عرض جانبي لرأس أبو شوكة سمك شائك، الأمامي هو الحق. (ب) إزالة الغشاء الذي يغطي العين. (ج) إزالة العين. (D) الظهرية قطع فوق وصاد. قطع العظم (E) أمامي. قطع (F) Parasphenoid. (G - I) إزالة الهيكل العظمي في الوجه. (J) إزالة اتصالات الأنسجة اللينة هيكل عظمي الخيشومي البطنية. (K - L) إزالة ظهري اتصالات هيكل عظمي خيشومي. (&lt;قوي&gt; M - N) إزالة الهيكل العظمي الخيشومي. (O) فصل أنبوب الأمعاء من الهيكل العظمي الخيشومي. نرى خطوات 2.1 خلال 2.16 لمزيد من التفاصيل. شريط مقياس = 5 ملم. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54056/54056fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> 3. الخيشومي الهيكل العظمي إعادة تلطيخ (إذا لزم الأمر) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وصمة عار على قتامة هيكل عظمي خيشومي أو الأنسجة واضحة أكثر، وإزالة 50٪ الجلسرين، 0.25٪ محلول KOH وتغسل مع 1٪ KOH مرتين (واحد غسل خمس دقائق تبعه ثانيا غسل 24 ساعة في حين تهتز أفقيا على شاكر منصة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة 1٪ KOH وإعادة صمة عار مع 0.008٪ الصبغ الأحمر S في 1٪ KOH لمدة 24 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وصمة عار واستبدالها مع 1٪ KOH لمدة 24 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة حل KOH واستبدالها مع 50٪ الجلسرين، 0.25٪ KOH. </li></ol> 4. تصاعد الخيشومي الهيكل العظمي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة هيكل عظمي الخيشوميمن 50٪ الجلسرين، 0.25٪ KOH أو 100٪ الجلسرين ومكان بالقرب من قاع 22 مم × 60 مم غطاء زجاجي زلة مع الجانب الظهري مواجهة (الشكل 3F). إضافة بضع قطرات من الجلسرين 50٪، 0.25٪ KOH أو 100٪ الجلسرين على رأس الهيكل العظمي الخيشومي. إذا الانتقال من 50٪ الجلسرين، 0.25٪ KOH إلى 100٪ الجلسرين، تغيير الحل في أنبوب microcentrifuge ويهز ل&gt; 5 دقائق قبل تركيب لكي تتوازن الأنسجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طرح اثنين من كرات صغيرة من الصلصال ومكان على حد سواء من انزلاق الغطاء ليكون بمثابة الفواصل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع فضفاضة ساترة الثانية على أعلى مع ما يكفي من الضغط لشد الهيكل العظمي الخيشومي الأمامي (الشكل 3G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قشر فتح رفرف ظهري غادر بما في ذلك لوحات الأسنان الظهرية، تتسطح، والانزلاق بين لل coverslips (الشكل 3H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر تقنية مع رفرف ظهري الحق ودفع هيكل عظمي الخيشومي بأكمله بعيدا عن حافة ساترة (الشكل 3I). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغيرأصلا، عقد كل من اللوحات ظهري مفتوحة مع ملقط ووضع بعناية ساترة على، تسطيح الهيكل العظمي الخيشومي في اقتراح واحد على نحو سلس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدلا من ذلك، جبل الهيكل العظمي الخيشومي رأسا على عقب في غطاء واحد زلة، التفلطح كل جانب الظهرية بها أفقيا حتى الجاذبية لا يسمح الهيكل العظمي الخيشومي ليغلق احتياطية. ثم يغطى مع الثاني 22 مم × 60 مم غطاء زجاجي زلة وعكس الإعدادية. ملاحظة: أساليب مختلفة التركيب تميل للعمل بشكل أفضل أو أسوأ من ذلك بالنسبة لكل فرد. حاول كل ونرى ما يشعر أكثر راحة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط برفق على أعلى ساترة لشد كرات من الطين ما يكفي للحفاظ على هيكل عظمي الخيشومي شنت شقة، ولكن الحرص على عدم سحق العينة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وخلال عملية التركيب، قد ceratobranchials تدوير وتحجب صف من rakers. تصحيح هذا عن طريق تحريك ملقط بين لل coverslips وإعادة توجيه، وceratobranchials أو هيكل عظمي الخيشومي بأكمله. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متجر محضرات شقة في صواني الشرائح في ريال عمانيدرجة الحرارة أوم. شنت في 100٪ الجلسرين، محضرات يمكن تخزينها بين coverslips سدها لمدة عشر سنوات على الأقل. ملقط نظيفة ومقص مع الأيزوبروبانول أو الايثانول ونصائح غطاء. </li></ol><img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/54056/54056fig3.jpg" /> ويظهر تصاعد شقة الهيكل العظمي الخيشومي التلاعب وتركيب الهيكل العظمي الخيشومي: الرقم 3. وتشير الأسهم الزرقاء اتجاه الحركة. (A) الخيشومي هيكل عظمي ظهري حتى الجانب. (B - D) دوران وشق بين لوحات ظهري الأسنان. (E) قطع الجانبي في الأنسجة الرخوة لمزيد من فتح قاعدة أنبوب الأمعاء. (F) الخيشومي هيكل عظمي وضعت في أسفل ساترة جاهزة للتركيب. (G) ساترة الثانية وضعت على النصف الأمامي من الهيكل العظمي الخيشومي (فوق لوحات الأسنان الظهرية). (H - I)تركيب مسطحة الهيكل العظمي الخيشومي عن طريق فتح اللوحات لوحة ظهري الأسنان والانزلاق بين اثنين من زلات الغطاء. نرى خطوات 4.1 خلال 4.6 لمزيد من التفاصيل. شريط مقياس = 5 ملم. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54056/54056fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

<ol>
	<li>Cooper, W. J., Westneat, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Form+and+function+of+damselfish+skulls:+rapid+and+repeated+evolution+into+a+limited+number+of+trophic+niches.">Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches.</a> BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).</li><li>Albertson, R. C., Kocher, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+developmental+basis+of+cichlid+trophic+diversity.">Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity.</a> Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).</li><li>Martin, C. H., Wainwright, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trophic+novelty+is+linked+to+exceptional+rates+of+morphological+diversification+in+two+adaptive+radiations+of+cyprinodon+pupfish.">Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish.</a> Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).</li><li>Wainwright, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+pharyngognathy:+A+phylogenetic+and+functional+appraisal+of+the+pharyngeal+jaw+key+innovation+in+labroid+fishes+and+beyond.">The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond.</a> Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).</li><li>Sibbing, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Food+capture+and+oral+processing.">Food capture and oral processing.</a> Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).</li><li>Bell, M., Foster, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , (1994).</li><li>Kimmel, C. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+and+development+of+facial+bone+morphology+in+threespine+sticklebacks.">Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).</li><li>Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convergent+evolution+as+a+generator+of+phenotypic+diversity+in+threespine+stickleback.">Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback.</a> Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).</li><li>McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+basis+of+ecological+divergence+in+sympatric+stickleback.">Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback.</a> BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).</li><li>McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+genetic+variation+in+static+allometry+in+the+threespine+stickleback.">Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback.</a> Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).</li><li>Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+and+geographic+variation+in+dentition+of+threespine+stickleback,+Gasterosteus+aculeatus.">Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus.</a> Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).</li><li>Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+architecture+of+skeletal+evolution+in+european+lake+and+stream+stickleback.">Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback.</a> Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).</li><li>Jamniczky, H. a., Barry, T. N., Rogers, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eco-evo-devo+in+the+study+of+adaptive+divergence:+examples+from+threespine+stickleback+(Gasterosteus+aculeatus).">Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus).</a> Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).</li><li>Magnuson, J., Heitz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gill+raker+apparatus+and+food+selectivity+among+mackerels,+tunas,+and+dolphins.">Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins.</a> Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).</li><li>Kahilainen, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+gill+raker+number+variability+in+adaptive+radiation+of+coregonid+fish.">The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish.</a> Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).</li><li>Arnegard, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+ecological+divergence+during+speciation.">Genetics of ecological divergence during speciation.</a> Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).</li><li>Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Geographic+variation+in+the+gillrakers+and+diet+of+European+threespine+sticklebacks,+Gasterosteus+aculeatus.">Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus.</a> Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).</li><li>Hagen, D., Gilbertson, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Geographic+variation+and+environmental+selection+in+Gasterosteus+aculeatus+L+in+the+Pacific+Northwest,+America.">Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America.</a> Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).</li><li>McPhail, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ecology+and+evolution+of+sympatric+sticklebacks+(Gasterosteus):+morphological+and+genetic+evidence+for+a+species+pair+in+Enos+Lake,+British+Columbia.">Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia.</a> Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).</li><li>Schluter, D., McPhail, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ecological+character+displacement+and+speciation+in+sticklebacks.">Ecological character displacement and speciation in sticklebacks.</a> Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).</li><li>Robinson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trade+offs+in+Habitat-specific+foraging+efficiency+and+the+nascent+adaptive+divergence+of+sticklebacks+in+lakes.">Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes.</a> Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).</li><li>Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+developmental+genetic+features+underlie+stickleback+gill+raker+evolution.">Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution.</a> Evodevo. 5 (1), (2014).</li><li>Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modular+skeletal+evolution+in+sticklebacks+is+controlled+by+additive+and+clustered+quantitative+trait+loci.">Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci.</a> Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).</li><li>Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+assembly+improvement+and+mapping+convergently+evolved+skeletal+traits+in+sticklebacks+with+Genotyping-by-Sequencing.">Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing.</a> G3. 5, 1463-1472 (2015).</li><li>Wainwright, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+morphology+of+the+pharyngeal+jaw+apparatus.">Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus.</a> Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).</li><li>Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+and+development+of+complex+biomechanical+systems:+300+million+years+of+fish+jaws.">Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws.</a> Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).</li><li>Lauder, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+design+and+evolution+of+the+pharyngeal+jaw+apparatus+in+euteleostean+fishes.">Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes.</a> Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).</li><li>Fraser, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ancient+gene+network+is+co-opted+for+teeth+on+old+and+new+jaws.">An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws.</a> PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).</li><li>Stock, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+dentition+in+comparative+context.">Zebrafish dentition in comparative context.</a> J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).</li><li>Liem, K., Greenwood, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+functional+approach+to+the+phylogeny+of+the+pharyngognath+teleosts.">A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts.</a> Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).</li><li>Anker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+and+kinetics+of+the+head+of+the+stickleback,+Gasterosteus+aculeatus.">Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus.</a> Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).</li><li>Meyer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphometrics+and+allometry+in+the+trophically+polymorphic+cichlid+fish,+Cichlusomu+citrinelfum:+Alternative+adaptations+and+ontogenetic+changes+in+shape.">Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape.</a> J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).</li><li>Huysseune, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotypic+plasticity+in+the+lower+pharyngeal+jaw+dentition+of+Astatoreochromis+alluaudi+(Teleostei:+Cichlidae).">Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae).</a> Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).</li><li>Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convergent+Evolution+within+an+adaptive+radiation+of+cichlid+fishes.">Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes.</a> Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).</li><li>Cleves, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolved+tooth+gain+in+sticklebacks+is+associated+with+a+cis-regulatory+allele+of+Bmp6.">Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).</li><li>Ellis, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+developmental+and+genetic+mechanisms+underlie+convergently+evolved+tooth+gain+in+sticklebacks.">Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks.</a> Development. (142), 2442-2451 (2015).</li><li>Tucker, A. S., Fraser, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+and+developmental+diversity+of+tooth+regeneration.">Evolution and developmental diversity of tooth regeneration.</a> Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).</li><li>Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+developmentally+temporal+quantitative+trait+loci+underlie+convergent+evolution+of+increased+branchial+bone+length+in+sticklebacks.">Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks.</a> Proc. R. Soc. B. 281, (2014).</li><li>Leary, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , (2013).</li><li>Bell, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+phenetics+and+genetics.">Evolutionary phenetics and genetics.</a> Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).</li><li>Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+procedures+for+staining+and+clearing+small+fishes+and+other+vertebrates+for+bone+and+cartilage+study.">Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study.</a> Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).</li><li>Erickson, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+190+base+pair,+TGF-&#946;+responsive+tooth+and+fin+enhancer+is+required+for+stickleback+Bmp6+expression.">A 190 base pair, TGF-&#946; responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression.</a> Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).</li><li>Miller, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cis-Regulatory+changes+in+Kit+ligand+expression+and+parallel+evolution+of+pigmentation+in+sticklebacks+and+humans.">cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans.</a> Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).</li><li>Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selection+and+constraint+underlie+irreversibility+of+tooth+loss+in+cypriniform+fishes.">Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).</li><li>Pasco-Viel, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+trends+of+the+pharyngeal+dentition+in+Cypriniformes+(Actinopterygii+Ostariophysi).">Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi).</a> PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

The branchial skeleton is a complex set of bones in the throat of a fish that manipulates, filters, and masticates food items on their way to the esophagus. Many interesting trophic traits including the patterning of gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones vary across and within species. The majority of these traits are difficult to near impossible to accurately measure with the branchial skeleton in situ (e.g., gill raker length, branchial bone length). This flat-mounting protocol places all...

كمية لا تصدق من التنوع موجود في الهيكل العظمي رئيس من بين الفقاريات، وخاصة بين الأسماك. في كثير من الحالات وهذا التنوع يسهل استراتيجيات التغذية المختلفة 1-4، ويمكن أن تنطوي على تغييرات كبيرة على كل من الزخرفة القحفي الخارجية والداخلية. يقع الهيكل العظمي الخيشومي داخليا في الحلق من الأسماك ويحيط معظم الشدق. ويتكون الهيكل العظمي الخيشومي من 5 قطاعات المتجانسة بشكل متسلسل، والأمامي أربعة منها دعم الخياشيم. معا هذه القطاعات الخمسة تعمل كحلقة وصل بين الأسماك وطعامهم 5. تباين في العديد من الصفات بما في ذلك rakers الخيشومية والأسنان البلعومية، والعظام خيشومي المساهمة في البحث عن الطعام كفاءة على أنواع مختلفة من المواد الغذائية. خضعت أبو شوكة إشعاع التكيف بعد أشكال المحيطية الأجداد المستعمر بحيرات المياه العذبة والجداول في جميع أنحاء نصف الكرة الشمالي. التحول في النظام الغذائيوقد نتج من العوالق الحيوانية الصغيرة في المحيط الى فريسة أكبر في المياه العذبة في الاختلاف غذائي كبير في 6 عدة سمات القحفي. في حين أن العديد من الدراسات التي تركز على الاختلافات القحفي الخارجية في أبو شوكة 7-13، والتغيرات القحفي هامة تتطور بشكل متكرر في الهيكل العظمي الخيشومي الداخلي. القدرة على خلق الهجينة الخصبة بين السكان أبو شوكة سمك شائك متميزة شكليا يوفر فرصة ممتازة لخريطة الأساس الجيني للتغيرات تطورت إلى هيكل عظمي الخيشومي. واحدة سمة الغذائية ذات أهمية إيكولوجية هي الزخرفة من rakers الخيشومية والعظام الجلدية الدورية التي تبطن الجزء الأمامي والخلفي وجوه من عظام خيشومي وتستخدم لتصفية العناصر فريسة. الأسماك التي تتغذى عادة على بنود الفرائس الصغيرة تميل إلى أن تكون أطول وأكثر كثافة rakers الخيشومية متباعدة مقارنة الأسماك التي تتغذى على أكبر فريسة 14،15. تم الإبلاغ عن الاختلاف في rakers الخيشومية على حد سواء ثithin وبين الأنواع 14-19، وجوانب الخيشومية الجراف الزخرفة تسهم في محاريب التغذية واللياقة البدنية (16). وقد وثقت عقود من البحث على نطاق واسع عدد الخيشومية الجراف والتباين طول في أبو شوكة threespine 17-21. ومع ذلك، تركز هذه الدراسات عادة على الصف الأول من rakers الخيشومية. وقد أظهرت الأعمال الأخيرة نمطية في التحكم الجيني عدد الخيشومية الجراف عبر الهيكل العظمي الخيشومي 22،23 وعبر صف واحد في الجراف الخيشومية تباعد 23 وطول 24 تسليط الضوء على أهمية دراسة أكثر من صف واحد أو الجراف الخيشومية واحد لفهم الأساس الجيني التنموي للحد من الخيشومية الجراف. هناك سمة الغذائية الثانية من أهمية بيئية والطبية على حد سواء هي الزخرفة الأسنان البلعومية. الأسنان في الأسماك يمكن أن يكون موجودا في كل من الفك عن طريق الفم وفي الهيكل العظمي الخيشومي، والمعروفة باسم الأسنان البلعومية. وتستخدم الأسنان عن طريق الفم في المقام الأول لصالقبض على ري في حين تستخدم الأسنان البلعومية لالمضغ وفريسة التلاعب 25-27. تشكل كلتا المجموعتين عبر آليات تنموية مشتركة وتعتبر تنمويا مثلي 28. يحدث نمطية للاهتمام حيث مسنن بعض الأنواع، مثل الزرد، وعدم الفم والبلعوم ظهري أسنان 29 في حين أن الأنواع الأخرى متعددة ceratobranchials مسننة، pharyngobranchials، وأحيانا قاعدة اللامي وhypobranchials 30. في أبو شوكة، وتوجد الأسنان البلعومية البطني على ceratobranchial الخامس وظهريا على الأمامي والخلفي pharyngobranchials 31. وتشير الحركيات على تغذية أبو شوكة سمك شائك ويستخدم الفك عن طريق الفم في المقام الأول لالتقاط الفريسة، وتسهيل شفط التغذية 9 ترك المضغ في الفك البلعوم. في البلطي، أقل التشكل البلعوم الفك يختلف بشكل كبير 32،33، ولقد ثبت من أن يكون متوائما والمترابطة مع مكانة الغذائية 34. متعددوقد تطورت التنوير القائل السكان أبو شوكة سمك شائك المياه العذبة زيادات حادة في البلعوم بطني الأسنان عدد 23،35،36. وقد أظهرت الأعمال الأخيرة أن الأساس الجيني التنموي من هذا المكسب الأسنان تطورت يختلف إلى حد كبير في اثنين من السكان المستمدة بشكل مستقل عن أبو شوكة المياه العذبة 36. وخلافا للأسنان الثدييات والأسماك وتجديد أسنانهم باستمرار طوال حياة البالغين 37. تطورت كل من هذه العالي السكان المياه العذبة ذو أسنان وصفه سابقا بمعدل استبدال الأسنان المتسارع، وتوفير نظام الفقاريات نادرة لدراسة الأساس الجيني للتجديد 36. هناك سمة الغذائية الثالثة التي تطورت بشكل متكرر في أبو شوكة المياه العذبة أطول فوق الخيشومية وceratobranchial العظام، وخيشومي homologs قوس قطعي من الفك العلوي والسفلي، على التوالي 38. عظام خيشومي أطول تمنح لالشدق أكبر وعلى الأرجح هي التكيف ليسمح للمواد فريسة أكبر لتكون جonsumed. وعلاوة على ذلك، في الأسماك الأخرى، وعظام فوق الخيشومية مهمة لعلاج الاكتئاب لوحات الأسنان ظهري البلعوم 25. مثل الخيشومية rakers والأسنان البلعومية، وعظام خيشومي داخلية، وبالتالي، من الصعب تصور بسهولة أو كميا. هنا نقدم بروتوكول مفصلة لتشريح وشقة جبل الهيكل العظمي-الخيشومي، مما يتيح التصور السهل وتقدير من مجموعة متنوعة من الصفات القحفي الهامة. بينما يصف هذا البروتوكول تشريح أبو شوكة سمك شائك، يعمل هذا الأسلوب نفسه في مجموعة متنوعة من الأسماك الأخرى.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide (KOH)</td>
			<td>EMD</td>
			<td>PX1480-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma-Alderich</td>
			<td>G7893-4L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Neutral Buffered Formalin (NBF)</td>
			<td>Azer Scientific</td>
			<td>NBF-4-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alizarin Red S</td>
			<td>EMD</td>
			<td>116-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Cover Glasses 22x60mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16004-350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100x10mm Glass Petri Dish</td>
			<td>Kimble Chase</td>
			<td>23064-10010</td>
			<td>To dissect samples on</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td>
			<td>Ellsworth Adhesives</td>
			<td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
			<td>Can be poured into glass or plastic petri dishes to make dissecting plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modeling Clay</td>
			<td>Sargent Art</td>
			<td>22-4000</td>
			<td>1lb cream</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scintillation Vials (case of 500)</td>
			<td>Wheaton</td>
			<td>66021-668</td>
			<td>Borosilicate Glass with Screw Cap</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip)</td>
			<td>FST</td>
			<td>11252-20</td>
			<td>Dumostars are an alternative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Scissors&#160;</td>
			<td>FST</td>
			<td>15003-08</td>
			<td>Alternate sizes are available depending on size of sample</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>S6E with KL300 LED</td>
			<td>Many other models work nicely, having a flat base helps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge Tubes 1.7mL</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C-2170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardboard slide tray</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-587-10</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and flat-mounting of the threespine stickleback branchial skeleton

The posterior pharyngeal segments of the vertebrate head give rise to the branchial skeleton, the primary site of food processing in fish. The morphology of the fish branchial skeleton is matched to a species' diet. Threespine stickleback fish (Gasterosteus aculeatus) have emerged as a model system to study the genetic and developmental basis of evolved differences in a variety of traits. Marine populations of sticklebacks have repeatedly colonized countless new freshwater lakes and creeks. Adaptation to the new diet in these freshwater environments likely underlies a series of craniofacial changes that have evolved repeatedly in independently derived freshwater populations. These include three major patterning changes to the branchial skeleton: reductions in the number and length of gill raker bones, increases in pharyngeal tooth number, and increased branchial bone lengths. Here we describe a detailed protocol to dissect and flat-mount the internal branchial skeleton in threespine stickleback fish. Dissection of the entire three-dimensional branchial skeleton and mounting it flat into a largely two-dimensional prep allows for the easy visualization and quantification of branchial skeleton morphology. This dissection method is inexpensive, fast, relatively easy, and applicable to a wide variety of fish species. In sticklebacks, this efficient method allows the quantification of skeletal morphology in genetic crosses to map genomic regions controlling craniofacial patterning.

<html> هذه النتائج البروتوكول في الهيكل العظمي الخيشومي شنت تشريح ومسطحة (الشكل 4) حيث مجموعة متنوعة من الصفات الغذائية الهامة يمكن أن يكون كميا. من وجهة نظر الظهرية، كافة الصفوف من rakers الخيشومية، جميع لوحات البلعوم الأسنان، وتقريبا كل العظام ...

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton at JoVE.com

Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton

The branchial skeleton, including gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones, serves as the primary site of food processing in most fish. Here we describe a protocol to dissect and flat-mount this internal skeleton in threespine sticklebacks. This method is also applicable to a variety of other fish species.

تشريح وشقة-تصاعد للThreespine أبو شوكة الخيشومي الهيكل العظمي

The posterior pharyngeal segments of the vertebrate head give rise to the branchial skeleton, the primary site of food processing in fish. The morphology ...

dissection-flat-mounting-threespine-stickleback-branchial

Research

JoVE Journal

Biology

9.7K Views.  University of California, Berkeley. The branchial skeleton, including gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones, serves as the primary site of food processing in most fish. Here we describe a protocol to dissect and flat-mount this internal skeleton in threespine sticklebacks. This method is also applicable to a variety of other fish species. 

Video: Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton

Dissection of Drosophila Ovaries

تشريح المبايض ذبابة الفاكهة

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

ذبابة الفاكهة تشريح اليرقات NMJ

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

إجمالي تشريح المعدة من جراد البحر ، Homarus Americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

تشريح التلفيف المسنن من الحصين ماوس الكبار

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

تشريح هيئات من اسماك الزرد الكبار

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

تشريح وتلون ذبابة الفاكهة اليرقات المبايض

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

تشريح الكلى اسماك الزرد الكبار

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes. It contains approximately 800 separate eye units, termed ommatidia1. Each ommatidium contains eight neuronal photoreceptors that develop from undifferentiated cells following the passage of the morphogenetic furrow in the third larval instar2. Following the sequential differentiation of the photoreceptors, non-neuronal cells develop, including cone and pigment cells, along with mechanosensory bristle cells3. Final differentiation processes, including the structured arrangement of all the ommatidial cell types, programmed cell death of undifferentiated cell types and rhodopsin expression, occurs through the pupal phase4-7. This technique focuses on manipulating the pupal eye disc, providing insight and instruction on how to dissect the eye disc during the pupal phase, which is inherently more difficult to perform than the commonly dissected third instar eye disc. This technique also provides details on immunostaining to allow the visualization of various proteins and other cell components.

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

The goal of this technique is to enable researchers to perform dissection, immunostaining and mounting of pupal eye discs from Drosophila melanogaster of any age.

تشريح وتركيب<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; العذراء أقراص العين

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes.  It contains approximately 800 ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

تشريح السمعية بولا بعد الولادة في الفئران: عزل العظام الأذن الوسطى وتحليل النسيجي

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Reverse Dissection and DiceCT Reveal Otherwise Hidden Data in the Evolution of the Primate Face

Facial expressions, or facial displays, of social or emotional intent are produced by many mammalian taxa as a means of visually communicating with conspecifics at a close range. These displays are achieved by contraction of the mimetic muscles, which are skeletal muscle attached to the dermis of the face. Reverse dissection, removing the full facial mask from the skull and approaching mimetic muscles in reverse, is an effective but destructive way of revealing the morphology of mimetic muscles but it is destructive. DiceCT is a novel mechanism for visualizing skeletal muscles, including mimetic muscles, and isolating individual muscle fascicles for quantitative measurement. Additionally, DiceCT provides a non-destructive mechanism for visualizing muscles. The combined techniques of reverse dissection and DiceCT can be used to assess the evolutionary morphology of mimetic musculature as well as potential contraction strength and velocity in these muscles. This study further demonstrates that DiceCT can be used to accurately and reliably visualize mimetic muscles as well as reverse dissection and provide a non-destructive method for sampling mimetic muscles.

Facial expressions are a mode of visual communication produced by mimetic muscles. Here, we present protocols for the novel techniques of reverse dissection and DiceCT to fully visualize and assess mimetic muscles. These combined techniques can examine both morphological and physiological aspects of mimetic musculature to determine functional aspects.

عكس التشريح والبيانات ديسيكت تكشف خلاف ذلك خفية في تطور الرئيسيات الوجه

Facial expressions, or facial displays, of social or emotional intent are produced by many mammalian taxa as a means of visually communicating with ...