قبل البدء في عملية الفحص ، ونحن بحاجة للتأكد من أن يتم إعداد بشكل صحيح الكواشف التالية : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وفوسفات البوتاسيوم 50 ملي العازلة ، ودرجة الحموضة 7.5. يعد استخدام 11.4 ملغ / مل من ثنائي القاعدة phospate البوتاسيوم ، هيدرات في تنقية المياه وتعديل درجة الحموضة مع حمض الهيدروكلوريك 1M. يتم وضع هذا الحل في 37 درجة مئوية قبل الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> A 0.65 ٪ حل الكازين الوزن / الحجم ، التي أعدها خلط 6،5 ملغ / مل من الكازين في المنطقة العازلة 50 مم فوسفات البوتاسيوم. زيادة درجة الحرارة تدريجيا مع التحريك حل لطيف 80-85 درجة مئوية لمدة 10 دقائق تقريبا حتى يتم التوصل إلى تشتت متجانسة. فمن المهم جدا ألا يغلي الحل. ثم يتم تعديل درجة الحموضة إذا لزم الأمر مع هيدروكسيد الصوديوم وحمض الهيدروكلوريك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> A 110 ملي حل حمض حمض التريكلوروسيتيك ، التي أعدها تمييع a 1:55 الأسهم 6.1N مع تنقية المياه. حمض التريكلوروسيتيك حمض هو حمض قوي ، وينبغي التعامل معها بحذر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 0.5 مم و فولين Ciolcaltea ، أو الكاشف فولين الفينول ، والذي هو الحل الذي سوف تتفاعل مع التيروزين لتوليد تغيير لون قياسها التي من شأنها أن تكون ذات صلة مباشرة الى نشاط البروتياز. الكاشف فولين هو حمض الفينول ، وينبغي التعامل معها بحذر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> والصوديوم 500 مم حل كربونات ، أعدت باستخدام 53 ملغم / لتر من كربونات الصوديوم في المياه النقية anyhydrous. حلا مخفف الانزيم الذي يتكون من 10 ملي خلات الصوديوم العازلة مع خلات الكالسيوم 5mm ، و 7.5 درجة الحموضة ، في 37 درجة مئوية. هذا الحل هو ما نستخدمه لإذابة العينات البروتيني صلبة أو تمييع حلول الانزيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> L - 1.1 ملم التيروزين محلول المخزون قياسي. أعدت باستخدام 0.2 ملغ / مل L - التيروزين في تنقية المياه وتسخينها برفق حتى يذوب التيروزين. كما هو الحال مع الكازين ، لا تغلي هذا الحل. يسمح المعيار L - التيروزين لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة. وسوف تضعف هذا الحل أخرى لجعل منحنى لدينا القياسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البروتيني الحل. على الفور قبل استخدامه ، ويحل في محلول مخفف البروتيني الانزيم أعد في الخطوة 6. </li></ol> إذا كان ذلك ضروريا ، واستخدام عينة صلبة من نشاط الأنزيم البروتيني محددة سلفا ، والتي حلت به مخفف لانزيم 0،1-0،2 وحدة / مل. هذا الحل بمثابة مراقبة إيجابية على جودة الفحص والرقابة والتحقق من صحة الحسابات ونحن سوف تؤدي إلى تحديد نشاط انزيم. إعداد الفحص البروتياز والمنحنيات القياسية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لنبدأ هذا الاختبار ، والعثور على قنينة المناسبة التي ستعقد حوالي 15 مليليتر. لكل الانزيم الذي سيتم اختباره ، وهناك حاجة إلى 4 قوارير. وسيتم استخدام قارورة واحدة باعتبارها فارغة ، وسيتم استخدام ثلاثة آخرين لفحص النشاط ثلاثة من التخفيفات البروتيني. التخفيفات ثلاثة مفيدة عند فحص الحسابات النهائية ضد بعضها البعض. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على كل مجموعة من أربع قوارير ، إضافة 5mls من حلنا الكازين 0.65 ٪. دعوهم توازن في حمام مائي عند 37 لمدة 5 دقائق درجة مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة أحجام متفاوتة حل الانزيم الذي سيتم اختبار لثلاث من قوارير عينة الاختبار ، ولكن ليس فارغا. مزيج من قبل دوامات واحتضان لمدة 37 درجة مئوية لمدة عشر دقائق بالضبط. نشاط الأنزيم البروتيني والتحرر من التبعية التيروزين خلال هذه الفترة الحضانة هو ما سيتم قياس ومقارنة بين عينات الاختبار. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد هذا الاحتضان 10 دقيقة ، إضافة ملل 5 من كاشف TCA إلى كل أنبوب لمنع رد الفعل. ثم ، إضافة حجم مناسب لانزيم حل لكل أنبوب ، حتى فارغة ، بحيث الحجم النهائي من الحل الانزيم في كل أنبوب 1 مل. يتم ذلك لحساب قيمة الامتصاصية للانزيم نفسها ، لضمان أن حجم النهائي في كل أنبوب هو على قدم المساواة. احتضان الحلول في 37 دقيقة لمدة 30 درجة مئوية. خلال هذه الحضانة لمدة 30 دقيقة ، قد تحتاج لإعداد المعيار الخاص التخفيفات التيروزين. 6 الدرام استخدام قوارير (يمكن استبداله قارورة الدرام مع أنابيب البولي بروبلين) التي يمكن أن تعقد بسهولة 8 ملل. الى قارورة ستة إضافة 1.1 ملم التيروزين الحلول الأسهم القياسية مع وحدات التخزين التالية في ملل : 0.05 ، 0.10 ، 0.20 ، 0.40 ، 0.50. لا تضف أي معيار التيروزين إلى فارغة. قد تكون هناك حاجة لخفض معايير اختبار عينات من النجاسة التي سوف تسفر قليلا تغيير اللون. مرة واحدة تم إضافة حل التيروزين القياسية ، إضافة حجم مناسب من الماء النقي الى كل من معايير لتحقيق وحدة التخزين إلى 2 ملل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد حضانة لمدة 30 دقيقة ، كل مرشح للحلول اختبار فارغة وباستخدام حقنة 0.45 ميكرون polyethersulfone التصفية. مطلوب الترشيح لإزالة أي insolubles من العينات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة ترشيح 2 ملل من عينات الاختبار والترشيح للقوارير فارغة الدرام 4 التي يمكن أن تعقد ما لا يقل عن 8 ملل. ويمكن استخدام نفس النوع من القنينة التي أعدت المعايير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إلى كل من قوارير تحتوي على المعايير القياسية ، وفارغة ، إضافة 5mls من كربونات الصوديوم. للحصول على أفضل النتائج ، إضافة 1 مل من كاشف فولين بعد ذلك على الفور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة كربونات الصوديوم لتنظيم أي انخفاض الرقم الهيدروجيني إنشاؤها بواسطة إضافة كاشف للفولين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة كربونات الصوديوم للعينات الاختبار والاحصائيينر فارغة. هذه الحلول يصبح غائما بعد إضافة كربونات الصوديوم. إضافة كاشف للفولين ، والتي سترد في المقام الأول مع التيروزين الحرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزيج قارورة الدرام التي تدور في احتضان و37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. </li></ol> بعد هذه الحضانة ، يجب أن تلاحظ أن معايير لها تدرج اللون رابطا مع مبلغ من التيروزين المضافة ؛ أعلى تركيزات التيروزين أحلك الظهور. يمكنك تلاحظ أيضا تغيير لون ملموس في عينات الاختبار. 2mls يتم تصفيتها من هذه الحلول باستخدام حقنة 0.45 polyethersulfone أم تصفية في cuvettes مناسبة. والآن بعد أن يتم تنفيذ الفحص ، يمكنك الشروع في معمل لتسجيل القيم الامتصاصية لدينا. </li></ol> قياس وحساب امتصاص نشاط انزيم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم قياس الامتصاصية للعينات من قبل معمل باستخدام الطول الموجي 660nm. يتم تعيين مسار الضوء ل1cm. سجل القيم الامتصاصية للمعايير وفارغ القياسية ، واختبار عينات مختلفة ، واختبار فارغة. مرة واحدة وقد تم جمع كافة البيانات ، يمكن إنشاء منحنى القياسية. يجب أن تكون محسوبة من أجل توليد المنحنى ، الاختلاف في الامتصاصية بين فارغة القياسية والمعايير. هذه هي القيمة التي تعزى إلى امتصاص كمية التيروزين في الحلول القياسية. بعد هذه العملية الحسابية البسيطة ، وخلق منحنى قياسي باستخدام برنامج الرسوم البيانية لرسم التغير في الامتصاصية من معاييرنا على المحور Y ، مقابل المبلغ المذكور في micromoles لكل من المعايير لدينا 5 على المحور X. <table style="width: 416px; height: 118px;;text-align:right;direction:rtl" border="0"><tbody><tr><th style="text-align:center"> حجم قياسي التيروسين </th><th style="text-align:center"> uMoles التيروسين </th></tr><tr><td style="text-align:center"> 0.05 </td><td style="text-align:center"> 0،055 </td></tr><tr><td style="text-align:center"> 0.10 </td><td style="text-align:center"> 0،111 </td></tr><tr><td style="text-align:center"> 0.20 </td><td style="text-align:center"> 0،221 </td></tr><tr><td style="text-align:center"> 0.40 </td><td style="text-align:center"> 0،442 </td></tr><tr><td style="text-align:center"> 0.50 </td><td style="text-align:center"> 0،553 </td></tr></tbody></table></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد أن تم إدخال نقاط البيانات ، إنشاء خط لأفضل لائقا والمناظرة المعادلة المنحدر. العثور على التغير في الامتصاصية في اختبار العينات عن طريق حساب الفرق بين عينة اختبار الامتصاصية والامتصاصية لاختبار فارغة. وإدراج قيمة الامتصاصية لأحد عينات اختبار في المعادلة المنحدر وحل النتيجة في micromoles المحررة من خلال هذا التفاعل التيروزين بروتين معين. للحصول على نشاط انزيم في وحدة في / مل ، وإجراء العملية الحسابية التالية : (المعادل التيروزين umole أفرج) × (11) وحدة / مل = أنزيم _________________________ (1) × (10) × (2) 11 = الحجم الكلي (في مل) من مقايسة 10 = وقت مقايسة (بالدقائق) وفقا لتعريف وحدة 1 = حجم استخدام انزيم (في مل) من أنزيم 2 = المجلد (في ملليلتر) المستخدمة في تحديد اللونية اتخاذ عدد من مكافئات micromoles التيروزين سراح الحصول عليها من معادلة الانحدار واضربها في الحجم الكلي للمقايسة في ملل ، والذي هو في حالتنا 11mls. تقسيم هذه القيمة من قبل ثلاثة كميات أخرى : الوقت للمقايسة ، والتي ركضنا لمدة 10 دقيقة ، وحجم انزيم المستخدمة في فحص ، الذي كان المتنوعة (دعونا نستخدم 1ml) ، وحجم ملليلتر المستخدمة في الكشف عن اللونية ، والتي قد تختلف استنادا كفيت الخاص. كنا 2 ملل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Micromoles من التيروزين مقسوما الوقت في قياس عوائد دقيقة من النشاط البروتيني يسمى &quot;الوحدات الخاصة&quot;. يمكننا أن يلغي وحدة لقياس الحجم في البسط والمقام ، وترك قيس من نشاط انزيم من حيث وحدة / مل. من أجل تحديد نشاط الأنزيم البروتيني في عينة صلبة مخففة في انزيم مخفف ، نقسم نشاطنا في وحدة / مل من تركيز المواد الصلبة المستخدمة في هذا الاختبار في الأصل ملغ / مل. ، وترك لنا مع النشاط من حيث وحدة / ملغ . وحدة / مل انزيم الوحدات / الصلبة ملغ = _____________________ ملغ الصلبة / انزيم مل </li></ol>

<ol>
	<li>Anson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> J. Gen. Physiol. 22, 79-89 (1938).</li><li>Folin, O., Ciocalteau, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> J. Biol. Chem. 73, 627 (1929).</li></ol>

لقد أظهرنا لكم فقط كيفية تحليل نشاط الأنزيم البروتيني باستخدام سيغما نشاط الأنزيم البروتيني مقايسة عالمية. بالإضافة إلى ذلك ، هذا الاختبار هو مفيد للتأكد من أن لدينا البروتياز تحدد بدقة النشاط قبل الحصول عليها عن تجاربك. كما رأيتم ، عند القيام بهذا الإجراء ، فإنه من الأهمية بمكان أن نتذكر أن كلا من الحرارة الكازين والحلول التيروزين ببطء وعدم سلقها. أيضا ، من المهم جدا لإعداد الفراغات المختلفة لكل من المعايير الخاصة بك ولكل عينة الاختبار التي لديك.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Protease</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Phosphate, Dibasic, Trihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Casein</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C7078</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloroacetic Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T0699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Folin &#38; Ciocalteu&#39;s Phenol Reagent</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F9252</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Carbonate, Anhydrous</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S2127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Acetate, Trihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S8625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Acetate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Tyrosine, Free Base</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T3754</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protease Profiler Kit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>PP0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protease Fluorescent Detection Kit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>PF0100</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sigma's non-specific protease activity assay - casein as a substrate

البروتياز كسر سندات ببتيد. في المختبر ، فإنه غالبا ما يكون ضروريا لقياس و / أو مقارنة نشاط البروتياز. ويمكن استخدام سيجما نشاط الأنزيم البروتيني غير محددة مقايسة وإجراءات موحدة لتحديد نشاط البروتياز ، وهو ما نقوم به خلال إجراءات مراقبة الجودة لدينا. في هذا الاختبار ، الكازين بمثابة الركيزة. عندما البروتيني نحن اختبار الكازين هضم ، والأحماض الأمينية التيروسين يتحرر جنبا إلى جنب مع غيرها من الأحماض الأمينية وشظايا الببتيد. كاشف فولين وCiocalteus الفينول ، أو في المقام الأول فولين يتفاعل مع التيروزين مجانا لإنتاج حامل اللون الأزرق اللون ، الذي هو قياس الكمي وكقيمة الامتصاصية على معمل. أكثر التيروزين التي يتم تحريرها من الكازين ، وأكثر يتم إنشاء chromophores وأقوى من نشاط الأنزيم البروتيني. تتم مقارنة القيم الامتصاصية التي تم إنشاؤها بواسطة نشاط الأنزيم البروتيني إلى منحنى القياسية ، التي تم إنشاؤها بواسطة تفاعل كميات معروفة من التيروزين مع كاشف FC لربط التغيرات في الامتصاصية مع مبلغ من التيروزين في micromoles. ويمكن من المنحنى القياسي يحدد نشاط الأنزيم البروتيني عينات من حيث الوحدات ، وهو المبلغ الذي micromoles في المعادلة التيروزين أفرج عنه من الكازين في الدقيقة الواحدة. لعرض هذه المادة باللغة الصينية ، <a href="http://jove.com/index/details.stp?ID=910">انقر هنا</a>

Watch this Scientific Journal Video about Sigma's Non-specific Protease Activity Assay - Casein as a Substrate at JoVE.com

Sigma&#039;s Non-specific Protease Activity Assay - Casein as a Substrate

البروتياز كسر سندات ببتيد. في المختبر ، فإنه غالبا ما يكون ضروريا لقياس و / أو مقارنة نشاط البروتياز. ويمكن استخدام سيجما نشاط الأنزيم البروتيني غير محددة مقايسة وإجراءات موحدة لتحديد نشاط البروتياز.

سيجما للنشاط غير محددة البروتياز الفحص -- باعتباره الركيزة الكازين

Proteases break peptide bonds. In the lab, it is often necessary to measure and/or compare the activity of proteases.  Sigma's non-specific protease ...

<a class="grey_button" href="/video/910">
ChineseVersion
</a>

sigma-s-non-specific-protease-activity-assay-casein-as-a-substrate

Research

Education

JoVE Journal

JoVE Core

Organic Chemistry

Biology

Sigma's Non-specific Protease Activity Assay - Casein as a Substrate

Unit 1

Alcohols and Phenols

SCIENTISTS IN ACTION

75.8K Views.  Sigma Aldrich.  ChineseVersion 

Video: Sigma's Non-specific Protease Activity Assay - Casein as a Substrate

Rapid Genotyping of Mouse Tissue Using Sigma's Extract-N-Amp Tissue PCR Kit

Genomic detection of DNA via PCR amplification and detection on an electrophoretic gel is a standard way that the genotype of a tissue sample is determined. Conventional preparation of tissues for PCR-ready DNA often take several hours to days, depending on the tissue sample. The genotype of the sample may thus be delayed for several days, which is not an option for many different types of experiments. Here we demonstrate the complete genotyping of a mouse tail sample, including tissue digestion and PCR readout, in one and a half hours using Sigma's SYBR Green Extract-N-Amp Tissue PCR Kit. First, we demonstrate the fifteen-minute extraction of DNA from the tissue sample. Then, we demonstrate the real time read-out of the PCR amplification of the sample, which allows for the identification of a positive sample as it is being amplified. Together, the rapid extraction and real-time readout allow for a prompt identification of genotype of a variety different types of tissues through the reliable method of PCR.

Rapid Genotyping of Mouse Tissue Using Sigma&#039;s Extract-N-Amp Tissue PCR Kit

The complete genotyping of a mouse tail sample, including tissue digestion and PCR readout, is done in one and a half hours using Sigma's SYBR Green Extract-N-Amp Tissue PCR kit.

التنميط الجيني السريع من الأنسجة باستخدام الماوس سيغما استخراج - N - PCR الأمبير الأنسجة كيت

Genomic detection of DNA via PCR amplification and detection on an electrophoretic gel is a standard way that the genotype of a tissue sample is ...

Use of the Protease Fluorescent Detection Kit to Determine Protease Activity

The Protease Fluorescent Detection Kit provides ready-to-use reagents for detecting the presence of protease activity. This simple assay to detect protease activity uses casein labeled with fluorescein isothiocyanate (FITC) as the substrate.
Protease activity results in the cleavage of the FITC-labeled casein substrate into smaller fragments, which do not precipitate under acidic conditions. After incubation of the protease sample and substrate, the reaction is acidified with the addition of trichloroacetic acid (TCA). The mixture is then centrifuged with the undigested substrate forming a pellet and the smaller, acid soluble fragments remaining in solution. The supernatant is neutralized and the fluorescence of the FITC-labeled fragments is measured.
The described kit procedure detects the trypsin protease control at a concentration of approximately 0.5 &mu;g/ml (5 ng of trypsin added to the assay). This sensitivity can be increased with a longer incubation time, up to 24 hours. The assay is performed in microcentrifuge tubes and procedures are provided for fluorescence detection using either cuvettes or multiwell plates.

The Protease Fluorescent Detection Kit is designed for the measurement of protease activity using fluorometry. It is also suitable for detection of trace amounts of protease contamination. The method is based on the proteolytic hydroysis of a proprietary formulation of a FITC-labeled casein substrate.

استخدام أدوات الكشف البروتياز نيون تحديد نشاط الأنزيم البروتيني

The Protease Fluorescent Detection Kit provides ready-to-use reagents for detecting the presence of protease activity. This simple assay to detect ...

An Assay for Measuring the Activity of Escherichia coli Inducible Lysine Decarboxyase

Escherichia coli is an enteric bacterium that is capable of growing over a wide range of pH values (pH 5 - 9)1 and, incredibly, is able to survive extreme acid stresses including passage through the mammalian stomach where the pH can fall to as low as pH 1 - 22. To enable such a broad range of acidic pH survival, E. coli possesses four different inducible amino acid decarboxylases that decarboxylate their substrate amino acids in a proton-dependent manner thus raising the internal pH. The decarboxylases include the glutamic acid decarboxylases GadA and GadB3, the arginine decarboxylase AdiA4, the lysine decarboxylase LdcI5, 6 and the ornithine decarboxylase SpeF7. All of these enzymes utilize pyridoxal-5'-phospate as a co-factor8 and function together with inner-membrane substrate-product antiporters that remove decarboxylation products to the external medium in exchange for fresh substrate2. In the case of LdcI, the lysine-cadaverine antiporter is called CadB. Recently, we determined the X-ray crystal structure of LdcI to 2.0 &#197;, and we discovered a novel small-molecule bound to LdcI the stringent response regulator guanosine 5'-diphosphate,3'-diphosphate (ppGpp) 14. The stringent response occurs when exponentially growing cells experience nutrient deprivation or one of a number of other stresses9. As a result, cells produce ppGpp which leads to a signaling cascade culminating in the shift from exponential growth to stationary phase growth10. We have demonstrated that ppGpp is a specific inhibitor of LdcI 14. Here we describe the lysine decarboxylase assay, modified from the assay developed by Phan et al.11, that we have used to determine the activity of LdcI and the effect of pppGpp/ppGpp on that activity. The LdcI decarboxylation reaction removes the &alpha;-carboxy group of L-lysine and produces carbon dioxide and the polyamine cadaverine (1,5-diaminopentane)5. L-lysine and cadaverine can be reacted with 2,4,6-trinitrobenzensulfonic acid (TNBS) at high pH to generate N,N'-bistrinitrophenylcadaverine (TNP-cadaverine) and N,N&#8242;-bistrinitrophenyllysine (TNP-lysine), respectively11. The TNP-cadaverine can be separated from the TNP-lysine as the former is soluble in organic solvents such as toluene while the latter is not (See Figure 1). The linear range of the assay was determined empirically using purified cadaverine.

An Assay for Measuring the Activity of Escherichia coli Inducible Lysine Decarboxyase

The activity of the inducible lysine decarboxylase is monitored by reacting the substrate L-lysine and the product cadaverine with 2,4,6-trinitrobenzensulfonic acid to form adducts that have differential solubility in toluene.

على الفحص لقياس نشاط القولونية محرض يسين Decarboxyase

Escherichia coli is an enteric bacterium that is capable of growing over a wide range of pH values (pH 5 - 9)1 and, incredibly, is able to survive extreme ...

A Matrigel-Based Tube Formation Assay to Assess the Vasculogenic Activity of Tumor Cells

Over the past several decades, a tube formation assay using growth factor-reduced Matrigel has been typically employed to demonstrate the angiogenic activity of vascular endothelial cells in vitro1-5. However, recently growing evidence has shown that this assay is not limited to test vascular behavior for endothelial cells. Instead, it also has been used to test the ability of a number of tumor cells to develop a vascular phenotype6-8. This capability was consistent with their vasculogenic behavior identified in xenotransplanted animals, a process known as vasculogenic mimicry (VM)9. There is a multitude of evidence demonstrating that tumor cell-mediated VM plays a vital role in the tumor development, independent of endothelial cell angiogenesis6, 10-13. For example, tumor cells were found to participate in the blood perfused, vascular channel formation in tissue samples from melanoma and glioblastoma patients8, 10, 11. Here, we described this tubular network assay as a useful tool in evaluation of vasculogenic activity of tumor cells. We found that some tumor cell lines such as melanoma B16F1 cells, glioblastoma U87 cells, and breast cancer MDA-MB-435 cells are able to form vascular tubules; but some do not such as colon cancer HCT116 cells. Furthermore, this vascular phenotype is dependent on cell numbers plated on the Matrigel. Therefore, this assay may serve as powerful utility to screen the vascular potential of a variety of cell types including vascular cells, tumor cells as well as other cells.

A tube formation assay is used to evaluate vascular activity of tumor cells.

تشكيل الأنبوبة Matrigel القائم على الفحص لتقييم نشاط الخلايا السرطانية مكون للأوعية

Over the past several decades, a tube formation assay using growth factor-reduced Matrigel has been typically employed to demonstrate the angiogenic ...

Protease- and Acid-catalyzed Labeling Workflows Employing 18O-enriched Water

Stable isotopes are essential tools in biological mass spectrometry. Historically, 18O-stable isotopes have been extensively used to study the catalytic mechanisms of proteolytic enzymes1-3. With the advent of mass spectrometry-based proteomics, the enzymatically-catalyzed incorporation of 18O-atoms from stable isotopically enriched water has become a popular method to quantitatively compare protein expression levels (reviewed by Fenselau and Yao4, Miyagi and Rao5 and Ye et al.6). 18O-labeling constitutes a simple and low-cost alternative to chemical (e.g. iTRAQ, ICAT) and metabolic (e.g. SILAC) labeling techniques7. Depending on the protease utilized, 18O-labeling can result in the incorporation of up to two 18O-atoms in the C-terminal carboxyl group of the cleavage product3. The labeling reaction can be subdivided into two independent processes, the peptide bond cleavage and the carboxyl oxygen exchange reaction8. In our PALeO (protease-assisted labeling employing 18O-enriched water) adaptation of enzymatic 18O-labeling, we utilized 50% 18O-enriched water to yield distinctive isotope signatures. In combination with high-resolution matrix-assisted laser desorption ionization time-of-flight tandem mass spectrometry (MALDI-TOF/TOF MS/MS), the characteristic isotope envelopes can be used to identify cleavage products with a high level of specificity. We previously have used the PALeO-methodology to detect and characterize endogenous proteases9 and monitor proteolytic reactions10-11. Since PALeO encodes the very essence of the proteolytic cleavage reaction, the experimental setup is simple and biochemical enrichment steps of cleavage products can be circumvented. The PALeO-method can easily be extended to (i) time course experiments that monitor the dynamics of proteolytic cleavage reactions and (ii) the analysis of proteolysis in complex biological samples that represent physiological conditions. PALeO-TimeCourse experiments help identifying rate-limiting processing steps and reaction intermediates in complex proteolytic pathway reactions. Furthermore, the PALeO-reaction allows us to identify proteolytic enzymes such as the serine protease trypsin that is capable to rebind its cleavage products and catalyze the incorporation of a second 18O-atom. Such "double-labeling" enzymes can be used for postdigestion 18O-labeling, in which peptides are exclusively labeled by the carboxyl oxygen exchange reaction. Our third strategy extends labeling employing 18O-enriched water beyond enzymes and uses acidic pH conditions to introduce 18O-stable isotope signatures into peptides.

Protease- and Acid-catalyzed Labeling Workflows Employing 18O-enriched Water

Stable isotope labeling workflows employing 18O-enriched water (LeO-workflows) are versatile tools for quantitative and qualitative proteomics studies. In protease-assisted (PALeO) workflows, 18O-atoms are introduced by proteolytic cleavage and carboxyl oxygen exchange reactions mediated by proteases. In the acid-catalyzed (ALeO) workflow, 18O-atoms are introduced by carboxyl oxygen exchange at low pH.

مهام سير العمل صفها البروتيني وحمض حفز توظيف-<sup&gt; 18</sup&gt; O-المخصب المياه

Stable isotopes are essential tools in biological mass spectrometry. Historically, 18O-stable isotopes have been extensively used to study the catalytic ...

Mouse Islet of Langerhans Isolation using a Combination of Purified Collagenase and Neutral Protease

The interrogation of beta cell gene expression and function in vitro has squarely shifted over the years from the study of rodent tumorigenic cell lines to the study of isolated rodent islets. Primary islets offer the distinct advantage that they more faithfully reflect the biology of intracellular signaling pathways and secretory responses. Whereas the method of islet isolation using tissue dissociating enzyme (TDE) preparations has been well established in many laboratories1-4, variations in the consistency of islet yield and quality from any given rodent strain limit the extent and feasibility of primary islet studies. These variations often occur as a result of the crude partially purified TDEs used in the islet isolation procedure; TDEs frequently exhibit lot-to-lot variations in activity and often require adjustments to the dose of enzyme used. A small number of reports have used purified TDEs for rodent cell isolations5, 6, but the practice is not widespread despite the routine use and advantages of purified TDEs for human islet isolations. In collaboration with VitaCyte, LLC (Indianapolis, IN), we developed a modified mouse islet isolation protocol based on that described by Gotoh7, 8, in which the TDEs are perfused directly into the pancreatic duct of mice, followed by crude tissue fractionation through a Histopaque gradient9, and isolation of purified islets. A significant difference in our protocol is the use of purified collagenase (CIzyme MA) and neutral protease (CIzyme BP) combination. The collagenase was characterized by the use of a6 fluorescence collagen degrading activity (CDA) assay that utilized fluorescently labeled soluble calf skin fibrils as substrate6. This substrate is more predictive of the kinetics of collagen degradation in the tissue matrix because it relies on native collagen as the substrate. The protease was characterized with a sensitive fluorescent kinetic assay10. Utilizing these improved assays along with more traditional biochemical analysis enable the TDE to be manufactured more consistently, leading to improved performance consistency between lots. The protocol described in here was optimized for maximal islet yield and optimal islet morphology using C57BL/6 mice. During the development of this protocol, several combinations of collagenase and neutral proteases were evaluated at different concentrations, and the final ratio of collagenase:neutral protease of 35:10 represents enzyme performance comparable to Sigma Type XI. Because significant variability in average islet yields from different strains of rats and mice have been reported, additional modifications of the TDE composition should be made to improve the yield and quality of islets recovered from different species and strains.

A detailed description of mouse islet isolation is described using the technique of in situ pancreatic ductal cannulation and perfusion of a combination of purified collagenase and neutral protease.

الماوس جزيرة من العزلة انجرهانز باستخدام مزيج من كولاجيناز تنقية والبروتياز متعادلة

The interrogation of beta cell gene expression and function in vitro has squarely shifted over the years from the study of rodent tumorigenic cell lines ...

Determining Membrane Protein Topology Using Fluorescence Protease Protection (FPP)

The correct topology and orientation of integral membrane proteins are essential for their proper function, yet such information has not been established for many membrane proteins. A simple technique called fluorescence protease protection (FPP) is presented, which permits the determination of membrane protein topology in living cells. This technique has numerous advantages over other methods for determining protein topology, in that it does not require the availability of multiple antibodies against various domains of the membrane protein, does not require large amounts of protein, and can be performed on living cells. The FPP method employs the spatially confined actions of proteases on the degradation of green fluorescent protein (GFP) tagged membrane proteins to determine their membrane topology and orientation. This simple approach is applicable to a wide variety of cell types, and can be used to determine membrane protein orientation in various subcellular organelles such as the mitochondria, Golgi, endoplasmic reticulum and components of the endosomal/recycling system. Membrane proteins, tagged on either the N-termini or C-termini with a GFP fusion, are expressed in a cell of interest, which is subject to selective permeabilization using the detergent digitonin. Digitonin has the ability to permeabilize the plasma membrane, while leaving intracellular organelles intact. GFP moieties exposed to the cytosol can be selectively degraded through the application of protease, whereas GFP moieties present in the lumen of organelles are protected from the protease and remain intact. The FPP assay is straightforward, and results can be obtained rapidly.

Determining Membrane Protein Topology Using Fluorescence Protease Protection FPP

Here, we present a protocol to determine the orientation and topology of integral membrane proteins in living cells. This simple protocol relies on selective protease sensitivity of chimeras between the protein of interest and GFP.

تحديد غشاء طوبولوجيا البروتين عن طريق الإسفار البروتياز الحماية (FPP)

The correct topology and orientation of integral membrane proteins are essential for their proper function, yet such information has not been established ...

Comet Assay as an Indirect Measure of Systemic Oxidative Stress

Higher eukaryotic organisms cannot live without oxygen; yet, paradoxically, oxygen can be harmful to them. The oxygen molecule is chemically relatively inert because it has two unpaired electrons located in different pi * anti-bonding orbitals. These two electrons have parallel spins, meaning they rotate in the same direction about their own axes. This is why the oxygen molecule is not very reactive. Activation of oxygen may occur by two different mechanisms; either through reduction via one electron at a time (monovalent reduction), or through the absorption of sufficient energy to reverse the spin of one of the unpaired electrons. This results in the production of reactive oxidative species (ROS). There are a number of ways in which the human body eliminates ROS in its physiological state. If ROS production exceeds the repair capacity, oxidative stress results and damages different molecules. There are many different methods by which oxidative stress can be measured. This manuscript focuses on one of the methods named cell gel electrophoresis, also known as &#8220;comet assay&#8221; which allows measurement of DNA breaks. If all factors known to cause DNA damage, other than oxidative stress are kept constant, the amount of DNA damage measured by comet assay is a good parameter of oxidative stress. The principle is simple and relies upon the fact that DNA molecules are negatively charged. An intact DNA molecule has such a large size that it does not migrate during electrophoresis. DNA breaks, however, if present result in smaller fragments which move in the electrical field towards the anode. Smaller fragments migrate faster. As the fragments have different sizes the final result of the electrophoresis is not a distinct line but rather a continuum with the shape of a comet. The system allows a quantification of the resulting &#8220;comet&#8221; and thus of the DNA breaks in the cell.

Comet assay measures DNA breaks, induced by different factors. If all factors (except oxidative stress) causing DNA damage are kept constant, the amount of DNA damage is a good indirect parameter of oxidative stress. The goal of this protocol is to use comet assay for indirect measurement of oxidative stress.

المذنب الفحص كتدبير غير مباشر من الجهازية الاكسدة

Higher eukaryotic organisms cannot live without oxygen; yet, paradoxically, oxygen can be harmful to them. The oxygen molecule is chemically relatively ...

Identification of Kinase-substrate Pairs Using High Throughput Screening

We have developed a screening platform to identify dedicated human protein kinases for phosphorylated substrates which can be used to elucidate novel signal transduction pathways. Our approach features the use of a library of purified GST-tagged human protein kinases and a recombinant protein substrate of interest. We have used this technology to identify MAP/microtubule affinity-regulating kinase 2 (MARK2) as the kinase for a glucose-regulated site on CREB-Regulated Transcriptional Coactivator 2 (CRTC2), a protein required for beta cell proliferation, as well as the Axl family of tyrosine kinases as regulators of cell metastasis by phosphorylation of the adaptor protein ELMO. We describe this technology and discuss how it can help to establish a comprehensive map of how cells respond to environmental stimuli.

Protein phosphorylation is a central feature of how cells interpret and respond to information in their extracellular milieu. Here, we present a high throughput screening protocol using kinases purified from mammalian cells to rapidly identify kinases that phosphorylate a substrate(s) of interest.

تحديد أزواج كيناز الركيزة عن طريق فحص إنتاجية عالية


We have developed a screening platform to identify dedicated human protein kinases for phosphorylated substrates which can be used to elucidate novel ...

In Vitro Assay to Measure Phosphatidylethanolamine Methyltransferase Activity

Phosphatidylethanolamine methyltransferases are biosynthetic enzymes that catalyze the transfer of one or more methyl group(s) from S-adenosyl-L-methionine onto phosphatidylethanolamine, monomethyl-phosphatidylethanolamine, or dimethyl-phosphatidylethanolamine to give either monomethyl-phosphatidylethanolamine, dimethyl-phosphatidylethanolamine or phosphatidylcholine. These enzymes are ubiquitous in animal cells, fungi, and are also found in approximately 10% of bacteria. They fulfill various important functions in cell physiology beyond their direct role in lipid metabolism such as in insulin resistance, diabetes, atherosclerosis, cell growth, or virulence. The present manuscript reports on a simple cell-free enzymatic assay that measures the transfer of tritiated methyl group(s) from S-[Methyl-3H]adenosyl-L-methionine onto phosphatidylethanolamine using whole cell extracts as an enzyme source. The resulting methylated forms of phosphatidylethanolamine are hydrophobic and thus, can be separated from water soluble S-[Methyl-3H]adenosyl-L-methionine by organic extraction. This assay can potentially be applied to any other cell types and used to test inhibitors/drugs specific to a phosphatidylethanolamine methyltransferase of interest without the need to purify the enzyme.

In Vitro Assay to Measure Phosphatidylethanolamine Methyltransferase Activity

The present report describes an in vitro enzymatic assay to measure phosphatidylethanolamine methyltransferase activity using Leishmania cell extracts. This assay is based on the transfer of a radioactive methyl group from S-[Methyl-3H]adenosyl-L-methionine onto endogenous phosphatidylethanolamine.