JoVE Logo

登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

Ca 2 +信号调控植物中不同的生物过程。在这里,我们提出的方法用于监测非生物胁迫诱导的时空钙在拟南芥的细胞,并使用基因编码的指标水母发光蛋白或Case12组织2 +信号。

摘要

发展与环境线索诱发 Ca 2 +的波动在植物细胞中。刺激特定的空间-时间 Ca 2 +的图案是由发起 Ca 2 +信号传导级联的细胞 Ca 2 +结合蛋白的检测。但是,我们仍然知之甚少如何刺激产生特定的信号。 à 钙离子信号的特殊性可能是由于钙离子通道和/或转运活动的复杂调控响应给定的刺激。识别这些细胞成分和理解它们的功能,关键的是要使用的系统,允许 Ca 2 +信号的灵敏和鲁棒记录同时在组织和细胞水平。基因编码的定位到不同的细胞指标都规定了细胞信号活细胞共聚焦成像的平台。在这里,我们描述的指令S为使用两钙离子检测系统:基于水母发光蛋白FAS(薄膜粘合苗)发光成像和case12基于活细胞共聚焦荧光钙离子成像。使用FAS系统发光成像提供了一种简单,可靠和灵敏的检测的空间和时间 Ca 2 +信号,在组织水平的,同时采用Case12活细胞的共聚焦成像提供同时检测胞质和核 Ca 2 +信号中的较高的分辨率。

引言

植物细胞响应该坐标细胞动作经由信令环境。早期的细胞在应对环境刺激信号事件是一个短暂的增加。的图案,或一过性升高签名中游离 Ca 2 +浓度的特征在于,其振幅,频率和持续时间。不同的时空签名规范不同的细胞活动1。特定刺激,如热,冷,盐,干旱,光,或植物激素,可以微调膜本地化 Ca 2 +通道和/或转运的时空活性,导致具体 Ca 2 +的签名。虽然钙离子转运都得到很好的特点,鲜为人知的是, 钙离子通道在植物1分子的身份和功能。对于突变体遗传筛选具有改变 Ca 2 +响应强调刺激可能是一种有效APPRoach用于识别构成 Ca 2 +的签名的组件。最近基于几个水母发光蛋白 Ca 2 +检测系统已被开发,以促进遗传筛选的响应于病原体攻击和非生物胁迫2-4信令组件。

水母发光蛋白最早是用于检测钙在植物体内离子信号在90年代初5。从那时起,水母发光蛋白已经被定位到不同的细胞区室,如细 ​​胞质5,6,叶绿体7,液泡膜8,线粒体9和基质10,以及不同的细胞类型中的根来监视特定的Ca 2细胞+信号11。基于水母发光蛋白钙离子的测量揭示细胞应力刺激人口的空间和时间 Ca 2 +的响应。然而,在大多数情况下,单个细胞的钙离子的反应是unsynchroni捷思在响应组织4。因此,水母发光蛋白 Ca 2 +的记录不一定报告在个体细胞中的信号。近年来,基因编码荧光蛋白(FP)为基础 Ca 2 +的指标,如黄色卡默莱昂(YCS)12和CASEs12 13已被用于研究 Ca 2 +具有高亚细胞分辨率的信号。 YCS是荧光共振能量转移(FRET)为基础 Ca 2 +的指标,含有CFP和YFP的变体由钙挂钩2 +结合蛋白钙调蛋白和钙调蛋白结合肽M13。钙调蛋白发生构象变化,因为它结合 Ca 2 +,由此带来的CFP和YFP更加靠近,从而增加了能量转移(FRET增强)。随着时间的荧光共振能量转移的水平,大约为YFP对CFP信号强度的比值计算,反映了细胞内钙离子动态。几个YC版本已被用于在植物中。 YC3.6为吨argeted到细胞质14,15,16,线粒体17,和质膜18,和YC4.6和D4ER被定位到ER 15,19,和D3cpv被靶向过氧化物酶体20。转基因植物表达YCS允许不同类型的细胞不同的细胞内钙离子动态的活细胞成像。例(大概 lcium 本身 nsor)是单圆置换荧光蛋白(cpFPs)窝藏钙调蛋白和钙调蛋白结合肽M13。结合后 Ca 2 +,情况发生构象变化,从而导致增加的荧光强度。该案例的荧光响应和Ca 2 +浓度之间的相关性使得细胞内钙离子动力学来进行定量测定。在 -饱和脂肪形式Case12变种12倍的增加荧光。N。 benthiminana植物瞬时EXPRessing Case12或拟南芥稳定表达病例12为材料,研究信号在国防和非生物胁迫4,21。异步时空钙离子振荡,细胞应对病原体的攻击,或脱水的压力已经显露了Case12基于钙离子成像。

在这里,我们提出的组织-和刺激基于水母发光蛋白发光成像特定的CA在拟南芥幼苗离子动力,并为细胞内的共焦成像与核钙的详细说明,在拟南芥根细胞离子的动态表达的FAS案例12发光成像可适于分析在完整植物或此处未描述的组织应力诱导 Ca 2 +的动态,或筛选诱变的拟南芥属植物种群,对具有改变的应力诱导 Ca 2 +信号的突变体。活细胞 Ca 2 +成像设置可适于分析钙使用其他指标内的不同亚细胞区室或在不同类型的细胞离子动力。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

研究方案

1,基于水母发光蛋白成像使用FAS系统

  1. 准备苗木发光成像。消毒拟南芥植物表达水母发光蛋白含0.01%的Triton-100 10%的漂白粉溶液的种子。播下含有全强度MS(Murashige和Skoog基础盐混合物),1%蔗糖和1.2%琼脂的无菌种子在方形板(10×10厘米的正方形培养皿格)。代替板垂直地在分层后培养室中于4℃下进行2天( 图1A)。
  2. 转移到苗木电影。在7-10天龄幼苗的生长板的顶部放置一个粘合膜( 图1B)。轻轻地用手推片,以确保苗附着于膜( 图1C)。剥离该膜轻轻使得幼苗保持粘附于膜( 图1D1E)
  3. 孵育辅苗。将在Adhered幼苗在含正方形板(10×10厘米)将15ml 2微克/毫升H-CTZ(腔肠素)的水。孵育秧苗在室温下搅拌4小时至过夜( 图1F)。
  4. 准备发光成像。就拿拍出来的H-CTZ的解决方案,并剪下来的中间,形成两片。将每一块膜用苗面对两种不同的板块。留在暗处将板5分钟。
  5. 获得发光图像。在黑暗中,将两个板彼此相邻的发光成像系统( 图1G)的阶段。后,立即同时加入20ml的刺激溶液于板获得图像。
  6. 分析发光图像。选择相同的显示范围为所有发光图像。作物感兴趣区域(ROI)的区域,并生成图像,JPEG文件( 图2A)。另外,导出图像作为固相萃取格式的文件,并将其导入到ImageJ的图像分析软件。设置测量投资回报率的平均灰度值的计算。选择ROI区域的大小相同,并测量平均灰度和本数据作为柱状图( 图2B)。

2,活细胞共聚焦成像

  1. 准备苗木共聚焦成像。消毒拟南芥植物表达case12含0.01%的Triton 10%的漂白粉溶液的种子。母猪在含有全量MS盐类,1%蔗糖,1.2%琼脂平板无菌种子。代替板垂直地在分层后培养室中于4℃下进行2天。
  2. 安装成像钱伯斯
    1. 装配使用幻灯片和盖玻片(室)的成像室。将一块浸透水的脱脂棉上滑动的中间。然后从板传送一个或两个5天龄幼苗到水浸泡药棉的顶部。坚持小块粘土的盖玻片,在每一个角落d将盖玻片上的幼苗创造盖玻片和载玻片之间的间隙(室)( 图3A,左图)的顶部。聚乙烯管(0.58mL毫米直径)的一端连接至1ml注射器和放置管紧邻所述腔室的另一端。用胶带( 图3A,右图)握住管到位。
    2. 装配用有机玻璃室(B室)成像室。
      1. 散布一层薄薄的硅脂围绕两个聚乙烯管(0.58mL毫米直径),然后按涂覆管放置在有机玻璃室的每一侧的信道( 图3B左面板)。散布一层薄薄的硅脂到包含所述管槽的腔室的表面上,按盖玻片入润滑脂,以密封腔室开口(切出)的一侧。
      2. 从板块转移日龄苗成室,并放置了一块脱脂棉用开水浸泡在顶部ØF表示苗子。传播硅脂到所述腔室的另一面,然后按上顶端以密封另一盖玻片。其中一个管的一端连接到1毫升注射器。离开其他管开放( 图3B右面板)的端部。
    3. 采用腔盖玻璃(C室)准备成像室。消毒腔盖玻璃用70%乙醇和离开它引擎盖上直到干燥。添加0.6毫升或0.2含1%蔗糖和0.5%植物凝胶成2孔腔的每个孔或8孔腔室( 图3C右侧面板),分别为全强度MS培养基中。种子消毒,直接在含有一层薄薄的透明凝胶的墓室盖玻璃播下的种子,让他们上下5天( 图3C)成长。
  3. 掌握用共聚焦显微镜图像。施加压力刺激,如盐,寒冷或过氧化物,慢慢注入大约200微升的150 mM氯化钠,冰栏ð水或1毫米的H 2 O 2获取图像,或轻轻地加刺激液500微升或100微升至2或8孔室的很好,分别前夕溶液进入室(厅A或B) 。拍摄的图像将立即使用倒置尼康A1R共聚焦激光扫描显微镜20倍水浸泡镜片(数值孔径0.75)刺激后的解决方案。收集在4秒的间隔与488 nm和500的激发和发射波长的时间序列图像 - 550纳米,分别,并且在512×512像素的分辨率。
  4. 图像分析
    使用尼康元素,投资回报是吸引每一个感兴趣的单元格(或区域)周围。每个感兴趣区域内的总强度是使用时间测量对话框(ImageJ的可以用来代替)随时间测量。总强度测量输出和数据图进行处理。 尖峰幅度定义为峰值强度减去休息的强度,持续时间为次起始和尖峰完成后,并作为两个尖峰相邻尖峰峰值之间的时间间隔周期E之间的时间。 -test用于比较的装置。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

结果

甘露糖醇,氯化钠和H 2 O 2被用作代理进行脱水,盐和氧化应激刺激,分别。检查,如果重金属离子铜离子协同作用与任何这三个应力刺激,我们比较了 Ca 2 +响应于在铜离子的存在或不存在各刺激。如示于图2中 ,FAS发光成像显示,Arabidoposis苗反应不同脱水,盐和氧化应激。为刺激我们研究在本研究中的浓度,75mM氯化钠诱导的第40秒的曝光(...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

讨论

我们已经展示了FAS系统记录拟南芥幼苗的时空钙离子的响应。这FAS 记录系统提供了一个可能被适用于测量通过钙除了在此处提出的非生物胁迫的刺激各种刺激引起离子动力简便,灵敏,强健的方法。使用这个系统,我们可以很容易地在整株水平比较组织或刺激特定的时空钙离子动态。 FAS的高灵敏度允许使用低强度刺激的用于检查 Ca 2 +的反应?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

披露声明

The authors have nothing to disclose.

致谢

We are grateful to B. Stevenson for technical assistance and Dr Marc R. Knight for providing Aequorin transgenic line. This work was funded by the National Institutes of Health Grant R01 GM059138.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
10 cm x 10 cm square Petri dishVWR60872-310
Adhesive filmVWR60941-062
Polyethylene tubingPerkinElmer9908265
1 ml syringeVWR53548-000
Silicone greaseBeckman335148
2-well chambered cover glass Nalge Nunc international155379
8-well chambered cover glassNalge Nunc international155409
Luminescence imaging systemPrinceton InstrumentsN/A
Inverted confocal laser-scanning microscopeNikon Instruments Inc.N/ANikon A1R 
Imaging softwareNikon Instruments Inc.N/ANikon Elements 
DataGraphVisual Data Tools IncN/ADataGraph 3.1.1 is the newest version
CoelenterazineNanoLight Technolgies#301B NF-BCTZ-FB
All purpose bleachAny local storeN/A
Triton X-100FisherBP151500
MS saltPhytotechnology LabsM524-50L
SucroseVWRBDH8029-12KG
AgarSigmaA1296-5KG
PhytagelSigmaP8169-1KG

参考文献

  1. Kudla, J., Batistic, O., Hashimoto, K. Calcium signals: the lead currency of plant information processing. Plant Cell. 22 (3), 541-563 (2010).
  2. Pan, Z., Zhao, Y., Zheng, Y., Liu, J., Jiang, X., Guo, Y. A high-throughput method for screening Arabidopsis mutants with disordered abiotic stress-induced calcium signal. J. Genet. Genomics. 39 (5), 225-235 (2012).
  3. Ranf, S., et al. Defense-related calcium signaling mutants uncovered via a quantitative high-throughput screen in Arabidopsis thaliana. Mol. Plant. 5 (1), 115-130 (2012).
  4. Zhu, X., Feng, Y., Liang, G., Liu, N., Zhu, J. K. Aequorin-based luminescence imaging reveals stimulus- and tissue-specific Ca2+ dynamics in Arabidopsis plants. Mol. Plant. 6 (2), 444-455 (2013).
  5. Knight, M. R., Campbell, A. K., Smith, S. M., Trewavas, A. J. Transgenic plant aequorin reports the effects of touch and cold-shock and elicitors on cytoplasmic calcium. Nature. 352 (6335), 524-526 (1991).
  6. Van der Luit, A. H., Olivari, C., Haley, A., Knight, M. R., Trewavas, A. J. Distinct calcium signalling pathways regulate calmodulin gene expression in tobacco. Plant Physiol. 121 (3), 705-714 (1999).
  7. Johnson, C. H., et al. Circadian oscillations of cytosolic and chloroplastic free calcium in plants. Science. 269 (5232), 489-503 (1995).
  8. Knight, H., Trewavas, A. J., Knight, M. R. Cold calcium signaling in Arabidopsis involves two cellular pools and a change in calcium signature after acclimation. Plant Cell. 8 (3), 489-503 (1996).
  9. Logan, D. C., Knight, M. R. Mitochondrial and cytosolic calcium dynamics are differentially regulated in plants. Plant Physiol. 133 (1), 21-24 (2003).
  10. Mehlmer, N., Parvin, N., Hurst, C. H., Knight, M. R., Teige, M., Vothknecht, U. C. A toolset of aequorin expression vectors for in planta studies of subcellular calcium concentrations in Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 63 (4), 1751-1761 (2012).
  11. Kiegle, E., Moore, C. A., Haseloff, J., Tester, M. A., Knight, M. R. Cell-type-specific calcium responses to drought, salt and cold in the Arabidopsis root. Plant J. 23 (2), 267-278 (2000).
  12. Palmer, A. E., Tsien, R. Y. Measuring calcium signaling using genetically targetable fluorescent indicators. Nat. Protoc. 1 (3), 1057-1065 (2006).
  13. Souslova, E., et al. Single fluorescent protein-based Ca2+ sensors with increased dynamic range. BMC. Biotechnol. 7, 37-46 (2007).
  14. Tanaka, K., Swanson, S., Gilroy, S., Stacey, G. Extracellular nucleotides elicit cytosolic free calcium oscillations in Arabidopsis. Plant Physiol. 154 (2), 705-719 (2010).
  15. Iwano, M., et al. Fine-tuning of the cytoplasmic Ca2+ concentration is essential for pollen tube growth. Plant Physiol. 150 (3), 1322-1334 (2009).
  16. Sieberer, B., Chabaud, M., Timmers, A., Monin, A., Fournier, J., Barker, D. A nuclear-targeted Cameleon demonstrates intranuclear Ca2+ spiking in Medicago truncatula root hairs in response to rhizobial nodulation factors. Plant Physiol. 151 (3), 1197-1206 (2009).
  17. Loro, G., Drago, I., Pozzan, T., Lo Schiavo, F., Zottini, M., Costa, A. Targeting of Cameleons to different subcellular compartments reveals a strict cytoplasmic/mitochondrial Ca2+ handling relationship in plant cells. Plant J. 71 (1), 1-13 (2012).
  18. Krebs, M., et al. FRET-based genetically encoded sensors allow high-resolution live cell imaging of Ca2+ dynamics. Plant J. 69 (1), 181-192 (2012).
  19. Bonza, M. C., Loro, G., Behera, S., Wong, A., Kudla, J., Costa, A. Analyses of Ca2+ accumulation and dynamics in the endoplasmic reticulum of Arabidopsis root cells using a genetically encoded Cameleon sensor. Plant Physiol. 163 (3), 1230-1241 (2013).
  20. Costa, A., et al. H2O2 in plant peroxisomes: An in vivo analysis uncovers a Ca2+ dependent scavenging system. Plant J. 62 (5), 760-772 (2010).
  21. Zhu, X., Caplan, J., Mamillapalli, P., Czymmek, K., Dinesh-Kumar, S. P. Function of endoplasmic reticulum calcium ATPase in innate immunity-mediated programmed cell death. EMBO J. 29 (5), 1007-1018 (2010).
  22. Roszik, J., Lisboa, D., Szöllosi, J., Vereb, G. Evaluation of intensity-based ratiometric FRET in image cytometry--approaches and a software solution. Cytometry A. 75 (9), 761-767 (2009).
  23. Kotlikoff, M. I. Genetically encoded Ca2+ indicators: using genetics and molecular design to understand complex physiology. J. Physiol. 578 (Pt 1), 55-67 (2007).
  24. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nat methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  25. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. J Neurosci. 32 (40), 13819-13840 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

91 Case12

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

科研

教育

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有,本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。