JoVE Logo

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Сигнализации Ca 2 + регулирует разнообразные биологические процессы в растениях. Здесь мы представляем подходы для мониторинга абиотическую стресс, вызванный пространственная и временная Са 2 + сигналы в Arabidopsis клеток и тканей с использованием генетически закодированные Ca 2 + показатели экворин или Case12.

Аннотация

Развивающие и средовые сигналы вызывают Ca 2 + колебания в клетках растений. Стимул конкретных пространственно-временные Са 2 + модели воспринимаются сотовых Ca 2 + связывающих белков, которые инициируют Ca 2 + сигнальные каскады. Тем не менее, мы все еще ​​мало знаем о том, как стимул сигналы конкретного Ca 2 + генерируются. Специфика сигнала Са 2 + может быть связано с сложной регуляции деятельности каналов Са 2 + и / или перевозчиков в ответ на данный стимул. Чтобы определить эти клеточные компоненты и понять свои функции, она имеет решающее значение для использования системы, позволяющие чувствительный и надежный запись сигналов Ca 2 + как на тканевом и клеточном уровнях. Генетически кодируемые Са 2 + показатели, которые ориентированы на различные клеточные отсеков обеспечили платформу для живых клеток конфокальной микроскопии клеточных Са 2 + сигналов. Здесь мы опишем инструкциюс для использования двух Са 2 + систем обнаружения: экворин основе ФАС (фильм клейкие саженцы) люминесценции Ca 2 + изображений и case12 основе конфокальной флуоресцентной живая клетка Ca 2 + изображения. Свечение изображений с помощью системы FAS обеспечивает простой, надежный и чувствительный обнаружение пространственных и временных Са 2 + сигналов на тканевом уровне, в то время как конфокальной микроскопии живых клеток с помощью Case12 обеспечивает одновременное обнаружение цитозольного и ядерных Са 2 + сигналов с высоким разрешением.

Введение

Растительная клетка реагирует на окружающую среду посредством сигнализации, которая координирует сотовые действия. Рано клеток событие сигнализации в ответ на раздражители среды является переходным Ca 2 + увеличение. Узор, или подпись преходящим повышением в свободном Са 2 + концентрации характеризуется своей амплитудой, частотой и длительностью. Различные пространственно-временные подписи Ca 2 + регулировать различные клеточные активности 1. Конкретные стимулы, такие как тепло, холод, соль, засухи, света, или растительных гормонов, может точно настроить пространственно-временную активность мембранных локализованные Са 2 + каналов и / или перевозчиков, в результате конкретных Са 2 + подписей. Хотя Са 2 + транспортеры были хорошо характеризуется, мало известно о молекулярных идентичностей и функций каналов Ca 2 + в растения 1. Генетические экраны для мутантов с измененной Са 2 + ответ на стресс стимулы могут быть эффективным октренере для идентификации компонентов, которые составляют подписей Ca 2 +. Недавно на основе нескольких экворин Са 2 + системы обнаружения были разработаны облегчить генетические экраны для Са 2 + компоненты сигнализации в ответ атаки патогена и абиотическим стрессам 2-4.

Экворин был впервые использован для обнаружения Са 2 + сигналы в растениях в начале 1990-х годов 5. С тех пор, экворин была ориентирована в различных клеточных компартментах, таких как цитоплазме 5, 6 ядра, хлоропластов 7, 8, тонопласт митохондрий 9, 10 и стромы, а также в различных типах клеток в корне, чтобы контролировать конкретную клетку Са 2 + сигналы 11. Измерений, основанный экворин Ca 2 + выявить пространственную и временную Ca 2 + ответ популяции клеток под напряжением стимулы. Тем не менее, в большинстве случаев, Са 2 + ответы одиночных клеток являются unsynchroniзет в ответивших ткани 4. Поэтому записи экворин Ca 2 + не обязательно сообщить Са 2 + сигнал в индивидуальных клетках. В последние годы, генетически кодируемых флуоресцентный белок (ФП) основе Ca 2 + показатели, такие как желтый Cameleon (YCS) 12 и 13 CASEs12 были использованы для изучения Са 2 + сигналов с высоким разрешением субклеточном. YCS являются флуоресценции резонансный перенос энергии (FRET) основе Ca 2 + показатели, содержащий CFP и YFP варианты связаны с Са 2 +-связывающий белок кальмодулин и калмодулин связывания пептида М13. Кальмодулин претерпевает конформационные изменения, как он связывается с Са 2 +, тем самым приносит CFP и YFP ближе друг к другу, что приводит к увеличению передачи энергии (усиливается лад). Уровень FRET в течение долгого времени, рассчитанный примерно как отношение YFP к интенсивности сигналов CFP, отражает внутриклеточного Ca2 + динамику. Несколько YC варианты были использованы в растениях. YC3.6 было тargeted в цитозоль 14,15, ядра 16, митохондрий 17 и мембране 18, и YC4.6 и D4ER были направлены в отделение скорой 15,19, и D3cpv была направлена ​​на пероксисомах 20. Трансгенные растения, выражающие YCS позволить жить-ячейки изображения Ca 2 + динамики внутри различных клеточных отсеках различных типов клеток. Случаях (предположительно Ca lcium себе nsor) одиночные циркулярно переставляются флуоресцентные белки (cpFPs), несущие калмодулин и калмодулина-связывающий пептид М13. После связывания с Са 2 +, МИОНы пройти конформационные изменения, что приводит к увеличению интенсивности флуоресценции. Корреляция между ответ флуоресценции МИОНа и Са 2 + концентрации позволяет внутриклеточный Ca 2 + динамика должна быть измерена количественно. Case12 вариант увеличилась флуоресценции 12 раз в Са 2 + -насыщенных форм. Н. benthiminana растения временно EXPRэссинга Case12 или Arabidopsis растения, стабильно экспрессирующие Case 12 были использованы для изучения Ca 2 + сигнализацию в оборонной и абиотическим стрессам 4,21. Асинхронный пространственная и временная Ca 2 + колебания в клетках, отвечающих на атаки патогена, или к обезвоживанию стресса были выявлены с основанной Case12 Са 2 + визуализации.

Здесь мы представляем подробные инструкции по экворин основе люминесценции визуализации ткани, так и стимулов определенной Са 2 + динамика в Arabidopsis рассаду, и для конфокальной микроскопии от цитозольной и ядерной Са 2 + динамика в Arabidopsis корневых клеток, которые выражают Дело 12. люминесценции изображений ФАС может быть адаптирована для анализа стресс-индуцированной Ca 2 + динамику в целые растения или тканей, не описанных здесь, или для скрининга мутагенизированных популяции растений Arabidopsis для мутантов с измененной стресса, вызванного Са 2 + сигналов. Установка изображений живых клеток Ca 2 + могут быть адаптированы для анализа Ca2 + динамика в рамках различных отсеков subcelluar или в различных типах клеток с помощью других Ca 2 + показатели.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

1 экворин основе Ca 2 + изображений Использование системы FAS

  1. Подготовка саженцев для визуализации люминесценции. Стерилизацию семена Arabidopsis растений, экспрессирующих экворин 10% раствором хлорной извести, содержащей 0,01% Triton-100. Сейте стерильные семена на квадратной пластины (10 х 10 см квадратный чашку Петри с сеткой,), содержащие полную силу MS (Murashige и Skoog базальной солевой смеси), 1% сахарозы и 1,2% агара. Место пластины вертикально в камере роста после стратификации при температуре 4 ° С в течение 2 дней (Рисунок 1А).
  2. Трансфер рассаду на пленку. Поместите клейкую пленку (фиг.1В) в верхней части 7-10 дневных проростков, растущих на пластине. Аккуратно вставьте пленку вручную, чтобы убедиться, что саженцы придерживаться фильма (Рисунок 1C). Очистите пленку аккуратно, чтобы рассада остаются придерживался фильма (Рисунок 1D и 1E)
  3. Выдержите рассаду с кофактора. Поместите Adhered саженцы на квадратной пластины (10 х 10 см), содержащей 15 мл 2 мкг / мл Н-CTZ (коэлентеразина) в воде. Инкубируйте саженцы при комнатной температуре в течение 4 ч, чтобы в течение ночи (рис 1F).
  4. Подготовка к визуализации люминесценции. Возьмите фильм из раствора ч-ЧТЗ и сократить его пополам, образуя две части. Поместите каждый кусок пленки с саженцы лицевой стороной вверх в двух различных пластин. Оставьте пластин в темноте в течение 5 мин.
  5. Приобретать люминесценции изображения. В темноте, разместить две пластины рядом друг с другом на стадии системе формирования изображения люминесценции (рис 1 г). Получение изображений сразу же после добавления 20 мл раствора стимулов к пластинам одновременно.
  6. Анализ люминесценции изображения. Выберите тот же диапазон отображения для всех люминесцентных изображений. Обрезать область интереса (ROI) и генерировать изображения, как JPEG файлы (рисунок 2А). Кроме того, экспортировать изображения в виде файлов формата SPE и импортировать их вПрограммное обеспечение для анализа изображений ImageJ. Установить измерения для вычисления среднего серого стоимости ROI. Выберите тот же размер области ROI и измерить средние серые и представлять данные гистограмм (Рисунок 2B).

2 Онлайн сотовый конфокальной Ca 2 + изображений

  1. Подготовка саженцев для конфокальной микроскопии. Стерилизацию семена Arabidopsis растений, экспрессирующих case12 10% раствором хлорной извести, содержащей 0,01% Triton. Сейте стерильные семена на пластину, содержащую полный рабочий прочностные MS соли, 1% сахарозы и 1,2% агара. Место пластины вертикально в камере роста после стратификации при 4 ° С в течение 2 дней.
  2. Настройка визуализации палаты
    1. Соберите камеру, использующую горка и покровное (палата A). Место кусок пропитанной водой ваты на середине слайда. Затем перенесите одну или две 5 день сеянцев от пластины на верхней части воды замачивают ваты. Придерживайтесь небольшие кусочки глины каждому углу покровного А.Н.е место покровное на вершине рассады, чтобы создать зазор (камеры) между покровным и слайд-(фиг.3А, слева). Подключение один конец полиэтиленовой трубки (диаметром 0,58 мм) до 1 мл шприца, а другой конец трубки в непосредственной близости от камеры. Держите трубку в месте с лентой (рисунок 3А, правая панель).
    2. Соберите камеру, использующую плексигласа камеру (палата B).
      1. Нанесите тонкий слой силиконовой смазки вокруг двух труб полиэтиленовых (диаметром 0,58 мм) и нажмите труб с покрытием в каналы на каждой стороне плексигласа камеры (3В левой панели). Нанесите тонкий слой силиконовой смазки на поверхность камеры, содержащей канавки трубки и нажмите покровное в смазку для герметизации одной стороны отверстия камеры (вырезали).
      2. Трансфер пятидневный старый рассаду от пластины в камеру и поместить кусочек ваты, смоченной водой на верхнем Oе рассады. Спрэд силиконовую смазку на другую поверхность камеры, и нажать другую покровное на вершине, чтобы запечатать. Подключение к концу одной из труб с 1 мл шприца. Оставьте конец другой трубы открыт (фигура 3В правая панель).
    3. Подготовьте камеру, использующую патрон покровного стекла (палата C). Стерилизовать патрон покровного стекла с 70% этанола и оставить его на капоте до сухой. Добавить 0,6 мл или 0,2 мл полного прочности MS среды, содержащей 1% сахарозы и 0,5% phytagel в каждую лунку в 2-а камеры или 8-а камеры (фиг.3С правая панель), соответственно. Стерилизовать семена и посеять семена непосредственно в патрон покровного стекла, содержащего тонкий слой прозрачного геля и пусть они растут вертикально в течение 5 дней (Рисунок 3C).
  3. Получение изображений с помощью конфокальной микроскопии. Чтобы применить стресс стимулы, такие как соль, холодно или перекиси, медленно вдохнуть около 200 мкл 150 мМ NaCl, лед-полковникD вода или 1 мМ Н 2 О 2 Раствор в камеру (камеры А и В) как раз перед получения изображений, или слегка добавить 500 мкл или 100 мкл раствора стимула к лунку 2-х или 8-луночного камеры, соответственно . Захват изображения сразу после применения стимулирующих решение с использованием перевернутой Nikon A1R конфокальной лазерной сканирующей микроскопии с погружением в воду линзы 20X (числовой апертурой 0,75). Соберите временной ряд изображений на 4 интервала с с возбуждения и эмиссии длинах волн 488 нм и 500 - 550 нм, соответственно, и на пикселей резолюции 512 х 512.
  4. Анализ изображений
    Использование Nikon Элементы, трансформирования были нарисованы вокруг каждой ячейки (или области), представляющие интерес. Всего интенсивность в пределах каждого ROI измеряли в течение долгого времени с помощью диалогового окна Время измерения (ImageJ можно использовать вместо). Всего измерения интенсивности были экспортированы и обработаны в DataGraph. Амплитуда всплеска Ca 2 + был определен как пиковой интенсивности минус отдыхает интенсивности, продолжительности, как гое время между началом и завершением шпилем, и период, что интервал времени между соседними шипами пиков двух шипов. T -test был использован для сравнения средства.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Маннитол, NaCl и H 2 O 2 были использованы в качестве прокси для обезвоживания, соли и окислительного стресса стимулов, соответственно. Чтобы убедиться, что тяжелых ионов металла Cu 2 + синергетический эффект с любой из этих трех стрессовых раздражителей, мы сравнили Ca 2 +

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Мы продемонстрировали систему FAS для записи пространственно-временную Ca 2 + ответ Arabidopsis рассады. Это ФАС Ca 2 + система записи обеспечивает простой, чувствительный и надежный подход, который может быть адаптирован для измерения Са 2 + динамику запускаются различными стим...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

We are grateful to B. Stevenson for technical assistance and Dr Marc R. Knight for providing Aequorin transgenic line. This work was funded by the National Institutes of Health Grant R01 GM059138.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10 cm x 10 cm square Petri dishVWR60872-310
Adhesive filmVWR60941-062
Polyethylene tubingPerkinElmer9908265
1 ml syringeVWR53548-000
Silicone greaseBeckman335148
2-well chambered cover glass Nalge Nunc international155379
8-well chambered cover glassNalge Nunc international155409
Luminescence imaging systemPrinceton InstrumentsN/A
Inverted confocal laser-scanning microscopeNikon Instruments Inc.N/ANikon A1R 
Imaging softwareNikon Instruments Inc.N/ANikon Elements 
DataGraphVisual Data Tools IncN/ADataGraph 3.1.1 is the newest version
CoelenterazineNanoLight Technolgies#301B NF-BCTZ-FB
All purpose bleachAny local storeN/A
Triton X-100FisherBP151500
MS saltPhytotechnology LabsM524-50L
SucroseVWRBDH8029-12KG
AgarSigmaA1296-5KG
PhytagelSigmaP8169-1KG

Ссылки

  1. Kudla, J., Batistic, O., Hashimoto, K. Calcium signals: the lead currency of plant information processing. Plant Cell. 22 (3), 541-563 (2010).
  2. Pan, Z., Zhao, Y., Zheng, Y., Liu, J., Jiang, X., Guo, Y. A high-throughput method for screening Arabidopsis mutants with disordered abiotic stress-induced calcium signal. J. Genet. Genomics. 39 (5), 225-235 (2012).
  3. Ranf, S., et al. Defense-related calcium signaling mutants uncovered via a quantitative high-throughput screen in Arabidopsis thaliana. Mol. Plant. 5 (1), 115-130 (2012).
  4. Zhu, X., Feng, Y., Liang, G., Liu, N., Zhu, J. K. Aequorin-based luminescence imaging reveals stimulus- and tissue-specific Ca2+ dynamics in Arabidopsis plants. Mol. Plant. 6 (2), 444-455 (2013).
  5. Knight, M. R., Campbell, A. K., Smith, S. M., Trewavas, A. J. Transgenic plant aequorin reports the effects of touch and cold-shock and elicitors on cytoplasmic calcium. Nature. 352 (6335), 524-526 (1991).
  6. Van der Luit, A. H., Olivari, C., Haley, A., Knight, M. R., Trewavas, A. J. Distinct calcium signalling pathways regulate calmodulin gene expression in tobacco. Plant Physiol. 121 (3), 705-714 (1999).
  7. Johnson, C. H., et al. Circadian oscillations of cytosolic and chloroplastic free calcium in plants. Science. 269 (5232), 489-503 (1995).
  8. Knight, H., Trewavas, A. J., Knight, M. R. Cold calcium signaling in Arabidopsis involves two cellular pools and a change in calcium signature after acclimation. Plant Cell. 8 (3), 489-503 (1996).
  9. Logan, D. C., Knight, M. R. Mitochondrial and cytosolic calcium dynamics are differentially regulated in plants. Plant Physiol. 133 (1), 21-24 (2003).
  10. Mehlmer, N., Parvin, N., Hurst, C. H., Knight, M. R., Teige, M., Vothknecht, U. C. A toolset of aequorin expression vectors for in planta studies of subcellular calcium concentrations in Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 63 (4), 1751-1761 (2012).
  11. Kiegle, E., Moore, C. A., Haseloff, J., Tester, M. A., Knight, M. R. Cell-type-specific calcium responses to drought, salt and cold in the Arabidopsis root. Plant J. 23 (2), 267-278 (2000).
  12. Palmer, A. E., Tsien, R. Y. Measuring calcium signaling using genetically targetable fluorescent indicators. Nat. Protoc. 1 (3), 1057-1065 (2006).
  13. Souslova, E., et al. Single fluorescent protein-based Ca2+ sensors with increased dynamic range. BMC. Biotechnol. 7, 37-46 (2007).
  14. Tanaka, K., Swanson, S., Gilroy, S., Stacey, G. Extracellular nucleotides elicit cytosolic free calcium oscillations in Arabidopsis. Plant Physiol. 154 (2), 705-719 (2010).
  15. Iwano, M., et al. Fine-tuning of the cytoplasmic Ca2+ concentration is essential for pollen tube growth. Plant Physiol. 150 (3), 1322-1334 (2009).
  16. Sieberer, B., Chabaud, M., Timmers, A., Monin, A., Fournier, J., Barker, D. A nuclear-targeted Cameleon demonstrates intranuclear Ca2+ spiking in Medicago truncatula root hairs in response to rhizobial nodulation factors. Plant Physiol. 151 (3), 1197-1206 (2009).
  17. Loro, G., Drago, I., Pozzan, T., Lo Schiavo, F., Zottini, M., Costa, A. Targeting of Cameleons to different subcellular compartments reveals a strict cytoplasmic/mitochondrial Ca2+ handling relationship in plant cells. Plant J. 71 (1), 1-13 (2012).
  18. Krebs, M., et al. FRET-based genetically encoded sensors allow high-resolution live cell imaging of Ca2+ dynamics. Plant J. 69 (1), 181-192 (2012).
  19. Bonza, M. C., Loro, G., Behera, S., Wong, A., Kudla, J., Costa, A. Analyses of Ca2+ accumulation and dynamics in the endoplasmic reticulum of Arabidopsis root cells using a genetically encoded Cameleon sensor. Plant Physiol. 163 (3), 1230-1241 (2013).
  20. Costa, A., et al. H2O2 in plant peroxisomes: An in vivo analysis uncovers a Ca2+ dependent scavenging system. Plant J. 62 (5), 760-772 (2010).
  21. Zhu, X., Caplan, J., Mamillapalli, P., Czymmek, K., Dinesh-Kumar, S. P. Function of endoplasmic reticulum calcium ATPase in innate immunity-mediated programmed cell death. EMBO J. 29 (5), 1007-1018 (2010).
  22. Roszik, J., Lisboa, D., Szöllosi, J., Vereb, G. Evaluation of intensity-based ratiometric FRET in image cytometry--approaches and a software solution. Cytometry A. 75 (9), 761-767 (2009).
  23. Kotlikoff, M. I. Genetically encoded Ca2+ indicators: using genetics and molecular design to understand complex physiology. J. Physiol. 578 (Pt 1), 55-67 (2007).
  24. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nat methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  25. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. J Neurosci. 32 (40), 13819-13840 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

91Case12Arabidopsis

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Исследования

Образование

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены