Untersuchung von Einzelmolekül Haftung durch Rasterkraftspektroskopie

Zusammenfassung

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Zusammenfassung

Rasterkraftspektroskopie ist ein ideales Werkzeug, um Moleküle an Oberflächen und Grenzflächen zu untersuchen. Eine experimentelle Protokoll zum Koppeln eine Vielzahl von Einzelmoleküle kovalent an einer AFM-Spitze dargestellt. Gleichzeitig die AFM-Spitze passiviert, um unspezifische Wechselwirkungen zwischen der Spitze und dem Substrat, die eine Voraussetzung für die einzelnen Moleküle an die AFM-Spitze angebracht studieren verhindern. Analysen, um die Haftkraft, die Haftung der Länge, und die freie Energie dieser Moleküle auf festen Oberflächen und Bio-Schnittstellen werden in Kürze vorgestellt und externe Verweise auf weiterführende Literatur werden zur Verfügung gestellt zu bestimmen. Beispiel Moleküle sind die Poly (aminosäure) Polytyrosin das Pfropfpolymer PI- g -PS und das Phospholipid POPE (1-Palmitoyl-2-oleoyl- sn-glycero-3-phosphoethanolamin). Diese Moleküle werden von verschiedenen Oberflächen wie CH ₃ -SAMs, Wasserstoff terminiert Diamant desorbiert und unterstützten Lipiddoppelschichten unter verschiedenen Lösungsbedingungen. Schließlich wird dasVorteile der Kraft-spektroskopische Einzelmolekülexperimenten diskutiert Mittel zu entscheiden, ob wirklich ein einzelnes Molekül hat im Experiment untersucht.

Einleitung

In den letzten 30 Jahren ist die Rasterkraftmikroskopie (AFM) sich als ein wertvolles Abbildungstechnik zur biologischen ^1,2 und synthetische ³ Materialien und Oberflächen zu untersuchen, da sie Informationen über die Molekular räumliche Auflösung in allen drei Dimensionen und in verschiedenen Lösungsmittel betrieben werden kann Umgebungen. Außerdem AFM-Einzelmolekülkraftspektroskopie (SMFS) ermöglicht, Kräfte, die von der pN-Regime uN messen und hat beispiellose Einblicke beispielsweise in der Proteinfaltung ^4,5, Polymerphysik ⁶ angegeben ^{- 8} und Einzelmolekül-Oberflächen-Wechselwirkung ^{9 - 12} .Die Gründe für einzelne Moleküle anstatt ein Ensemble von Molekülen ist die Vermeidung von durchschnittlich Effekte, die oft zu maskieren seltene Ereignisse oder versteckte Molekülzustände. Ferner kann eine Vielzahl von molekularen Parameter wie die Konturlänge, die Kuhn Länge der Haft freien Energie, etc.erhalten. Dies wird in den folgenden Beispielen beschrieben. In einem typischen AFM-SMFS-Experiment wird das Sondenmolekül zu einer sehr scharfen Spitze über ein Linkermolekül gekoppelt. Die Spitze selbst ist am Ende eines biegbaren Ausleger angeordnet. Wenn die Spitze in Berührung mit der Oberfläche gebracht wird das Sondenmolekül wird mit dieser Oberfläche in Wechselwirkung treten. Durch die Beobachtung der Auslenkung des Auslegers beim Zurückziehen der Spitze, die Kraft und damit die freie Energie, um das Molekül von der Oberfläche ablösen kann bestimmt werden. Um aussagekräftige Statistiken zu erhalten, wurde eine Vielzahl von so genannten Kraft-Weg-Kurven aufgenommen werden. Ferner sind echte Einzelmolekülexperimente (dh, mit ein und derselben Sonde Moleküls über die Dauer des gesamten Experiments) das Sondenmolekül sollte kovalent an die AFM-Spitze gekoppelt werden müssen. Hier wird ein Versuchsprotokoll für Cantilever Funktionalisierung mit einem einzelnen Molekül über eine kovalente Bindung dargestellt. Die einzigen Molekül kann entweder über eine Amino- oder eine Thio gekoppelt werdenl-Gruppe an die AFM-Spitze. Die Konjugation Verfahren kann in einer Vielzahl von Lösungsmitteln (organisch und wässrig), um für die Lösungseigenschaften der verwendeten Polymere Konto erfolgen.

Im ersten Teil, ein allgemeines Protokoll, um kovalent an ein einzelnes Molekül ("Sondenmolekül") über ein Linkermolekül an eine AFM-Spitze beschrieben. Zu diesem Zweck wird organischen NHS- oder Maleimid-Chemie verwendet ^13. Zusammen mit dem Protokoll für die drei beispielhaften Molekülen, werden die Datenerfassung und Datenanalyseverfahren beschrieben, und Literaturhinweise sind. Die Beispiel-Moleküle sind: die (lineare) Polymer Tyrosin, das Pfropfpolymerisat PI- g -PS und die Lipid PAPST. Dies beinhaltet leichte Variationen des Protokolls, zum Beispiel kovalente Anbindung Cysteine. Zusätzlich ist ein Abschnitt, um die Herstellung von verschiedenen Oberflächen wie einer Diamantoberfläche, einer CH ₃ -tafeln organisierte Monoschicht und Lipiddoppelschichten gewidmet. Diese Schnittstellen müssen proven, um gute Referenzen und Beispiele können.

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Protokoll

HINWEIS: Siehe Abbildung 2 für einen Überblick über den Prozessablauf, das die Herstellung, die Datenerfassung und Datenanalyseschritte.

1. Setup-Reagenz

HINWEIS: Alle Chemikalien müssen mit Vorsicht behandelt werden, und damit eine Laborkittel, Schutzhandschuhe und Augenschutz zu verwenden. Alle Arbeiten müssen in einem Laborabzug durchgeführt werden. Insbesondere sollten spezielle Handschuhe bei Chloroform Gebrauch abgenutzt werden.

1. Verwenden Sie Chemikalien mit geringem Wassergehalt, wie trockenem Chloroform schnell und trocken lagern, aber nicht länger als eine Woche. Speichern sowohl Chemikalien als bei -20 ° C und unter Stickstoff- oder Argongas, weil APTES ((3-Aminopropyl) triethoxysilan) (siehe Tabelle 1) und PEG (Polyethylenglykol) sind hygroskopisch und PEG unterliegt Oxidation in Luft.
2. Um häufige Exposition der Aktie gegenüber Luftsauerstoff und Feuchtigkeit zu vermeiden, bereiten kleinere Teilmengen, im Idealfall in einem Handschuhfach-System mit einem Stickstoff Atmospre.

2. Geräte-Setup

HINWEIS: Um mögliche Kreuzkontamination zu vermeiden, verwenden Sie frische und saubere Gefäße für jeden Schritt.

1. Gesäuberte Glas und Pinzette in Waschmittellösung für 30 min in einem Ultraschallbad bei 60 ° C.
2. Spülen und beschallen Geräte aus Schritt 2.1 zweimal gründlich mit hochreinem Wasser.
3. Wärmegeräte aus Schritt 2.1 in RCA-Lösung (Reinstwasser, Wasserstoffperoxid und Ammoniak (5: 1: 1)) bis 75 ° C in einem Ofen für 45 Minuten und anschließend Spülen sie mit Reinstwasser.
4. Zum Schluß wird der Glaswaren und Pinzette unter einem Strom von trockenem Stickstoff oder in einem Ofen (100 ° C, 3 h).

3. Tipp Funktionalisierung

HINWEIS: Verwenden einer Pinzette, Behälter, usw. aus Edelstahl, PTFE, Glas oder anderen Materialien, die in organischen Lösungen ggf. chemisch stabil ist. Wenn nicht anders angegeben, die Durchführung aller Schritte bei RT. Die Höhe der Inkubationslösung benötigt wird, hängt von der Anzahl der Cantilever-Chips. Stellen Sie sicher, dass die Ausleger sind in den jeweiligen Lösungen zu jeder Zeit eingetaucht.

HINWEIS: Verwenden Sie eine Kapuze, um das Einatmen von organischen Dämpfen zu vermeiden.

1. Bildung von OH-Gruppen auf Auslegeroberfläche ("Aktivierung") (ca. 0,5 h):
   1. Verwenden einer Pinzette, an die frische Cantilever-Chips zu platzieren (Material: SiN, Federkonstante: 10-100 pN / nm) auf einer sauberen Glasobjektträger und legte sie in eine Plasmakammer (100 W).
   2. Evakuieren Kammer (~ 0,1 mbar).
   3. Flutkammer mit Sauerstoffgas und evakuieren Sie es erneut.
   4. Aktivieren Sie das Plasmaverfahren (Leistung: 20%, Dauer: 15 min, Prozessdruck: 0,25 mbar).
2. Amino-Silanisierung von Auslegern (ca. 1 h):
   1. Bereiten Sie die 2,5 ml APTES-Lösung (siehe Tabelle 1) in einer Glaspetrischale - tun dies im Idealfall während des Plasmaprozesses.
   2. Immediately nach dem Plasmaverfahren, tauchen jeden Cantilever 1 Sekunde lang in Aceton und sie unmittelbar danach in der APTES Lösung.
   3. Inkubieren für 15 min bei RT.
   4. Die Cantilever-Chips vorsichtig zweimal in 10 ml Aceton und einmal in 10 ml Chloroform zu spülen.
   5. Optional letzte Schritt: Platzieren Cantilever-Chips aus dem vorhergehenden Schritt auf eine saubere Glasplatte und bäckt sie für 30 min bei 70 ° C. Beachte, dass es auch alternative Strategien zur Oberflächenaktivierung, beispielsweise UV-Behandlung ^12.
3. PEGylierung (ca. 2 h):
   HINWEIS: Führen Sie die Schritte 3.3.1-3.3.4 während Amino-Silanisierung. NHS und Maleimid Gruppen unterliegen einer Hydrolyse in wässrigen Umgebungen und PEG selbst wird einer Oxidation in Luft. Daher Timing (insbesondere zwischen den Stufen) ist ein kritischer Parameter. Siehe ¹³ für weitere Informationen.
   1. Bereiten Sie die Chloroform-Lösung (siehe Tabelle 1).
   2. Zur Vermeidung von Kondensation, Pulver warmen PEG bis zu RT vor dem Öffnen des aliquoten und einem Gewicht von den entsprechenden Betrag.
   3. Für die Kopplung von Polymeren oder Lipiden mit Aminogruppen, separat zu lösen NHS-PEG-NHS (6 kDa) und Methyl-PEG-NHS (5 kDa) in der Chloroformlösung durch Vortexen, bis sie vollständig gelöst sind. Siehe Tabelle 1 für die Konzentration.
      1. Alternativ. für die Kupplung von Polymeren mit Thiolgruppen getrennt lösen Mal-NHS- PEG und Methyl-PEG-NHS in der Chloroformlösung.
   4. Mischen der Lösungen, wie erforderlich, um eine bestimmte Anzahl Verhältnis zwischen der NHS- oder maleimide- und methyltermini PEG Moleküle (typischerweise 1: 500) einzustellen. Man beachte, dass das ideale Verhältnis ist iterativ in einer Reihe von Vorbereitungsexperiment Zyklen bestimmt werden.
   5. Inkubieren Ausleger Chips in der PEG-Lösung für 1 h in einem Chloroform gesättigte Atmosphäre um ein Verdampfen des Chloroforms zu verhindern.
4. Sondenmolekül Konjugation(> 1 h):
   HINWEIS: In der folgenden 3.4.1-3.4.3, sind drei Beispiele für die kovalente Kopplung von unterschiedlichen Sondenmolekülen auf die AFM-Spitze beschrieben. Für jedes Molekül das Protokoll angepasst werden muss. Ferner ist zu beachten, daß in Beispiel 1 und 3 NHS-Chemie, während in Beispiel 2 die Thiol funktionalisierten Polymers PI- g -PS an das PEG über Maleimid- Chemie gekoppelt verwendet. Details siehe ^14.
   1. Für Poly (aminosäure) Poly-D-Tyrosin (40-100 kDa)
      1. Lösen Sie die Polytyrosin konjugiert Sondenmolekül in 1 M NaOH. Die Konzentration ist anzupassen, um 1 mg / ml.
      2. Tauschen das NaOH für Natriumboratpuffer (pH 8,1) unter Verwendung von Spin-Entsalzungssäulen (7 kDa MWCO) unmittelbar vor der Funktionalisierung
      3. Zuerst mit 5 ml Chloroform und dann mit 5 ml Ethanol und schließlich mit 5 ml Boratpuffer spülen Auslegern.
      4. Inkubieren Sie die Cantilever-Chips für 1 Stunde in der Polytyrosin Boratpufferlösung und dann mit Boratpuffer spülenund Reinstwasser. Bewahren Sie in ultrareinem Wasser bis zur Messung.
   2. Für Polymere mit einem linearen Backbone (Polyisopren, 119 kDa) mit gepfropften Seitenketten (Polystyrol, 88 kDa) ¹⁴
      1. Lösen Sie die PI- g -PS in trockenem Chloroform. Einzustellen, die Konzentration des konjugierten Lösung auf 4 mg / ml.
      2. Spülen Sie die Ausleger mit 5 ml Chloroform und Inkubation für mindestens 1 Stunde in der Konjugation Lösung.
      3. Wieder spülen in 5 ml Chloroform und speichern in Chloroform in einer Chloroform-gesättigten Umgebung bis zur Messung (Chloroform Verdampfung zu verhindern).
   3. Für die Lipid PAPST
      1. Lösen Sie PAPST in trockenem Chloroform. Die Konzentration ist anzupassen, um 20 mM.
      2. Spüle die Cantilevern mit 5 ml Ethanol und 5 ml hochreinem Wasser vor der Inkubation der Ausleger für 1 h in der Lipidlösung.
      3. Nach Inkubation spülen Cantilever mit 5 ml Chloroform, 5 ml Ethanol und 5 ml warmem, Reinstwasser (in dieser Reihenfolge), um nicht gebundenen Sondenmoleküle zu entfernen und loszuwerden, Chloroform Rückstände zu bekommen. Verwenden funktionalisierten Spitzen sofort. Alternativ speichern sie in Chloroform, bis sie benötigt.

Abbildung 1. (A) Schematische Darstellung der Spitze Funktionalisierung am Beispiel der NHS-Chemie. (B) Die chemische Bindung verwendet, um ein Sondenmolekül an der Spitze über eine Aminogruppe zu befestigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

4. Oberflächenvorbereitung

1. Selbstorganisierten Monoschicht (SAM)
   HINWEIS: Wie Oberfläche zum ersten Beispiel eine selbstorganisierte Monoschicht gewählt. Siehe Literatur ¹⁵ für Details.
   1. Saubere Glasobjektträger mit Reinigungslösung und dann zweimal in ultrareinem Wasser in einem Ultraschallbad für 30 Minuten jeweils. Dann, als zusätzliche Reinigungsstufe, legen Sie sie in der RCA-Lösung (siehe Punkt 2.3) bei 75 ° C für 15 min.
   2. Bestreichen Sie die Objektträger mit 10 nm Chrom-Nickel und 100 nm Gold in einer Vakuumbeschichtungsvorrichtung. Dann lagern im Kühlschrank und sauber wieder in der RCA-Lösung unmittelbar vor dem nächsten Schritt.
   3. Die Folien von dem vorherigen Schritt Inkubieren in 2 mM 1-Dodecanthiol / Ethanollösung für 12 h. Die Thiolgruppen an der Goldoberfläche zu binden, und eine hydrophobe Monoschicht selbst montiert. Spülen Sie die Folien mit Ethanol und Reinstwasser und dann trocken mit einem Strom von Stickstoffgas. Bestätigen die Hydrophobizität der vorbereiteten Oberfläche mit statischen Kontaktwinkelmessungen in einem Goniometer mit einer CCD-Kamera ^10.
2. Wasserstoff terminiert Diamant
   HINWEIS: In der Fläche für das zweite Beispiel ein Wasserstoff terminiert Diamant gewählt. Die Vorbereitung der Oberfläche wurde wie zuvor ¹⁶ beschrieben durchgeführt.
3. Unterstützte Lipiddoppelschicht
   Hinweis: Im letzten Beispiel wurde eine Oberflächengestützten Lipiddoppelschicht (SLB) als Fläche verwendet. Um eine solche Oberfläche zu erhalten, wurde eine Lösung (0,1 mg / ml) von großen unilamellaren Vesikeln (LUVs), bestehend aus Phospholipid POPC durch das Extrusionsverfahren gebildet. Dann wurden 50 ul der Lösung auf ein LUV frisch gespaltene Glimmerfolie (A = 1 cm²) gegeben und für 30 min inkubiert. Schließlich wurde die Lösung mit 20 ml ultrareinem Wasser gespült. Siehe ^17,18 für eine detaillierte Beschreibung der Herstellung von SLBs.

5. Datenerfassung

HINWEIS: Für die Versuche, verwenden Sie ein AFM, die in der Lage, in Flüssigkeiten zu messen bietet. Die Datenerfassung und Datenanalyseverfahren gelten, unabhängig von der verwendeten AFM-Modell. Weiterhin kann in einigen Experimenten ist es vorteilhaft, die Möglichkeit, die Temperatursteuerung aufweisene in der Flüssigzelle. Cantileverauslenkung wurde über die Laserstrahlablenkung Verfahren ¹⁹ erkannt. Federkonstanten wurden mit dem thermischen Rauschen Methode ²⁰ bestimmt.

1. Legen Sie die funktionalisierten Cantilever in eine AFM-Cantilever-Halter, der für die Messung in Flüssigkeiten ist.
2. Setzen Sie die Oberfläche (Vorbereitung siehe oben), um in die AFM abgetastet werden und decken Sie es mit Flüssigkeit. Sowohl Cantilever und Oberfläche sollte nun in der Flüssigkeit mit dem Auslegerspitzen auf die Fläche eingetaucht werden. Man beachte, dass in vielen Fällen ein Flüssigkeitstropfen genügt. In jedem Fall der Verdampfung des Fluids vermieden werden sollte, beispielsweise durch die Verwendung eines geschlossenen Fluidzelle.
3. Gegebenenfalls einstellen gewünschte Temperatur auf der Steuerung.
4. Lassen Sie das System ins Gleichgewicht kommen für mindestens eine halbe Stunde.
5. Aufnehmen eines thermischen Rauschspektrum des Auslegers mit dem Ausleger weit weg von der Oberfläche, um jegliche Oberflächendämpfungseffekte auszuschließen. Beachten Sie, dass in der Regel 10 oder mehr Spektren müssen akkumuliert werden, um ein ausreichendes Signal-zu-Rausch-Verhältnis zu erhalten.
6. Nähern Sie sich dem Oberfläche. Beachten Sie, dass, um die Geometrie der Spitze und Spitze sparen Funktionalisierung der Ansatz Prozess muss sorgfältig durchgeführt werden. Dies kann erreicht werden, zum Beispiel, nähert im intermittierenden Kontaktmodus.
7. Bestimmen Sie die inverse optische Hebelempfindlichkeit (InvOLS) in nm / Volt gemessen. Tun Sie dies, indem Sie die Cantileverspitze gegen eine harte Oberfläche.
   1. Bestimmen die InvOLS durch Messen der Steigung der piezo Wegstrecke gegen die Änderung der Photodiodenspannung. Setzen Sie eine Linie zum Teil der Kraft-Weg-Kurve, wo die Blattfederspitze ist in Kontakt mit der Oberfläche. In Experimenten mit einer weichen Oberfläche wie Lipid-Doppelschichten, führen Sie diesen Schritt auf Bereiche, die nicht mit einer Lipid-Doppelschicht ("Mangel spots ') abgedeckt sind.
8. Bestimmen Sie die Federkonstante (pN / nm) durch den Einbau eines harmonischen Oszillators der thermischen Rauschspektrum. Verwendungautomatisierte Software-Funktion für Federkonstante Bestimmung; sonst Rücksprache Literatur ^20.
9. Starten Sie das Experiment.
   1. Nehmen Sie zahlreiche Kraft-Weg-Kurven an jeder Versuchsbedingung. In der Regel verwenden Sie die folgenden Werte für die Versuchsparameter: Abtastrate von 5 kHz, Spitzengeschwindigkeit von 1 & mgr; m / sec, zurückzuziehen Abstand von 1 um.
      HINWEIS: manchmal, abhängig von der Dynamik der untersuchten Experiment könnte es notwendig sein, eine gewisse Zeit mit der Spitze in Kontakt mit der Oberfläche zu warten ("Verweilzeit").
      HINWEIS: Das Experiment spezifische Parameter können erheblich von den oben angegebenen Werten abweichen.
   2. Während einer Langzeitmessungen auf Null der Laserposition auf die Fotodiode von Zeit zu Zeit durch Umpositionieren der Photodiode.
   3. Optional: Nach jedem Kraftkurve, den Standort der AFM-Spitze auf eine andere XY-Position.
   4. Am Ende des Experiments bestimmen die Empfindlichkeit und die Feder constant wieder auf Konsistenz und Stabilität des Systems zu überprüfen.
      HINWEIS: Der Vergleich der Federkonstante und der Empfindlichkeit vor und nach dem Experiment ist auch ein Mittel, um sicherzustellen, dass die Eigenschaften des Systems, und die Eigenschaften der Spitze blieb über den Verlauf des Experiments unverändert. Wenn die Differenz der Federkonstanten nicht zu groß ist (<= 15%), können sie gemittelt werden, da die Eigenunsicherheit von Federkonstanten-Bestimmungs ebenfalls etwa 15%. Für größere Unterschiede, ist es ratsam, zuerst finden und die Ursache für die Veränderung offensichtlich Federkonstante zu beseitigen, bevor Sie mit weiteren Experimenten.

6. Datenaufbereitung

HINWEIS: In diesem Abschnitt werden allgemeine Daten Vorbereitungsschritte, die üblicherweise unabhängig von der spezifischen Art von Experiment durchgeführt, um Einheiten umzurechnen, um Newton und Nanometerbereich sowie zur Korrektur werden die Daten beschrieben werden. Die Versuchsspezifischen Daten Analysen briefly wie weiter unten beschrieben in die jeweiligen repräsentativen Beispielteil.

1. Typischerweise führen alle Datenaufbereitung und Analyse die Schritte automatisch von einem haus geschrieben Algorithmus, zum Beispiel auf der Basis der Software IGOR Pro 6.
2. Konvertieren Sie die rohen Ablenksignal (Defl) [V] in Kraft, durch Multiplikation mit den InvOLS [nm / V] und die Federkonstante [nN / nm].
3. Versetzt die Kraft in einer Weise, dass die Kraft auf den Ausleger in ausreichendem Abstand von der Oberfläche (entladen Cantilever) zu 0 nN.
4. Berechnen der tatsächlichen Position der Spitze (auch genannt Trenn wenn es relativ zu der Oberfläche gemessen) z *, die die Verbiegung des Cantilevers berücksichtigt:
   
5. Offset z * in der Weise, dass z * = 0 entspricht der z-Position der Oberfläche.
   Anmerkung: Dabei ist F die Kraft, die an der Spitze und somit Biegung wirkts der Ausleger (im Schritt 6.2 bestimmt.), z die gemessene Z-Position des Sensors (vom Gerät direkt angegeben) und k die Federkonstante (im Schritt 5.8 bestimmt).

Abbildung 2: Prozessflussdiagramm, das die Probenvorbereitung, die Datenerfassung und der Datenanalyse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

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Ergebnisse

Im Folgenden wird beschrieben, die Ergebnisse für das obige Beispiel Moleküle, nämlich die Polymere Poly (Aminosäure), Polytyrosin, das Pfropfpolymer PI- g -PS und das Phospholipid POPE, werden vorgestellt. Zunächst für jedes Beispiel, experimentieren spezifischen Details für die Datenerfassung und Datenaufbereitung zur Verfügung. Dann werden die Ausführungsergebnisse für Versuche, bei denen diese Moleküle wurden aus verschiedenen Oberflächen desorbiert (CH ₃ -SAMs, Wasserstoff terminiert...

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Diskussion

In den letzten Jahrzehnten haben die Einzelmolekül-Experimente beispiellose Einblicke in die molekularen Mechanismen, die zur Verfügung gestellt und erwies sich als ein wertvolles Vorgehen im Bereich Life Science und darüber hinaus. Um eine gute und sinn Statistiken EMKS Experimenten idealer ein und dasselbe Molekül wird über den gesamten Verlauf des Experiments verwendet erzielen. Im Gegensatz zu den Experimenten mit Ensembles von Molekülen sind SMFS Experimente in der Lage, seltene Ereignisse und versteckt Molek...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Materials
Hellmanex III alkaline liquid concentrate (detergent solution)	Hellma
RCA (ultrapure water, hydrogen peroxide (35%), ammonia (32%); 5:1:1(v/v/v))	Sigma
Vectabond reagent / APTES (3-Aminopropyl)triethoxysilane	Vectorlabs
Dry acetone (< 50 ppm H2O)	Sigma
Dry chloroform (> 99.9%)	Sigma
Triethylamine	Sigma
Ultrapure water	Biochrom, Germany
Di-sodium tetraborate (> 99.5%)	Biochrom, Germany
Boric Acid	Biochrom, Germany
Monofunctional α-methoxy-ω-NHS PEG, 5 kDa, “methyl-PEG-NHS”	Rapp, Germany
Heterobifunctional α,ω-bis-NHS PEG, 6 kDa, “NHS-PEG-NHS”	Rapp, Germany
Heterobifunctional α-maleimidohexanoic- ω-NHS PEG, 5 kDa, “Mal-PEG-NHS”	Rapp, Germany
Probe molecule (polymer, lipid, etc.)
Equipment
Sufficient amount of glass crystallising dishes with spout (10 ml), glass Petri dishes (500 µl) and glass lids	VWR International GmbH, Germany
[header]
Laboratory oven model UF30	Memmert, Germany
Temperature controlled sonicator	VWR International GmbH, Germany
Plasma system "Femto", 100 W	Diener, Germany
One separate glass syringe for each organic solvent	VWR International GmbH, Germany
Vortex mixer	VWR International GmbH, Germany
Microcentrifuge tubes (0.5 ml or 1.5 ml)	Eppendorf
Pipettes: 10-100 µl, 50-200 µl and 100-1,000 µl	Eppendorf
AFM with temperature controlled fluid cell (e.g. MFP-3D with BioHeater)	Asylulm Research, Santa Barbara
Soft SiN cantilevers cantilever, typically made from silicon nitride (SiN) (spring constant less than 100 pN/nm, e.g. MLCT)	Bruker AXS, Santa Barbara