Intra-Operative neuronale Kontrolle der Schilddrüsen-Operation in einem porcinen Modell

Zusammenfassung

Ziel dieser Studie ist es, ein Standardprotokoll der intraoperativen neuronale Kontrolle der Schilddrüsen-Operation in einem porcinen Modell zu entwickeln. Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Vollnarkose, um verschiedene Arten von Elektroden zu vergleichen und zu untersuchen, die elektrophysiologischen Eigenschaften des normalen und verletzten wiederkehrende Kehlkopfnerven zu demonstrieren.

Zusammenfassung

Intraoperative Schädigung der wiederkehrenden laryngeal Nerv (RLN) kann Stimmband Lähmung, wodurch stört Rede und können potenziell mit der Atmung beeinträchtigen. In den letzten Jahren wurde intraoperative neuronale Kontrolle (IONM) weitgehend angepasst als außerordentlicher Technik zu lokalisieren die RLN, RLN Verletzungen zu erkennen und Vorhersagen Stimmband-Funktion während der Operations. Viele Studien haben auch Tiermodelle, neue Anwendungen der IONM Technologie zu untersuchen und zu zuverlässigen Strategien zur Vermeidung von intraoperativen RLN Verletzungen verwendet. Das Ziel dieses Artikels ist ein Standardprotokoll für die Verwendung von porcinen Modell in IONM Forschung einzuführen. Der Artikel beschreibt die Verfahren zur Induktion der Vollnarkose, Durchführung von trachealen Intubation und experimentelles Design, die elektrophysiologischen Eigenschaften von RLN Verletzungen zu untersuchen. Anwendungen dieses Protokolls können allgemeine Wirksamkeit bei der Umsetzung der 3R-Prinzip (Ersatz, Abbau und Veredelung) in porcinen IONM Studien verbessern.

Einleitung

Obwohl Thyreoidektomie jetzt eine häufig ausgeführte Verfahren weltweit, ist postoperative Stimme Dysfunktion immer noch üblich. Intraoperative Schädigung der wiederkehrenden laryngeal Nerv (RLN) kann Stimmband Lähmung, wodurch stört Rede und können potenziell mit der Atmung beeinträchtigen. Zusätzlich zum externen Zweig der überlegener laryngeal Nerv eine wichtige Stimme Änderung besteht Verletzungsgefahr durch Beeinflussung der Tonhöhe und vocal Projektion.

Intraoperative neuronale Kontrolle (IONM) bei Schilddrüsen-Operationen hat große Popularität als außerordentlicher Technik für die Zuordnung und Bestätigung der RLN, den Nervus Vagus (VN) und der externen Zweig der überlegener laryngeal Nerv (EBSLN) erhalten. Da IONM für Bestätigung und Aufklärung der Mechanismen der RLN Verletzungen und zur Erkennung von anatomischen Variationen in der RLN nützlich ist, kann es verwendet werden, Stimmband-Funktion nach Thyreoidektomie vorherzusagen. Daher IONM fügt eine neue funktionale Dynamik in Schilddrüsen-Operation und ermöglicht es Chirurgen mit Informationen, die durch direkte Visualisierung allein^1,2,3,4,5 erhalten werden kann ^{, 6 , 7 , 8 , 9 , 10}.

Vor kurzem haben viele prospektive Studien porcinen Modelle verwendet zur Optimierung der Nutzung von IONM Technologie und zuverlässige Strategien zur Vermeidung von intraoperativen RLN Verletzungen^{11,12,13,14 herstellen ,15,16,17,18,19,20}. Porcines Modelle wurden auch zur Praktiker wesentliche aus- und Weiterbildung in der klinischen Anwendung von IONM zur Verfügung zu stellen.

Daher ist die Kombination von Tiermodellen und IONM Technologie ein wertvolles Werkzeug für die Erforschung der Pathophysiologie von RLN Verletzungen²¹. Das Ziel dieses Artikels war die Verwendung von porcinen Modell in IONM Forschung zu demonstrieren. Speziell, veranschaulicht die Artikel induzieren Vollnarkose durchführen trachealen Intubation und Experimente zur Untersuchung der elektrophysiologischen Eigenschaften verschiedener RLN Verletzungen eingerichtet.

Protokoll

Die Tierversuche wurden genehmigt durch die institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) von Kaohsiung Medical University, Taiwan (Protokoll keine: IACUC-102046, 104063, 105158).

(1) tierische Vorbereitung und Narkose

1. Porcines Tiermodell
   Hinweis: Diese Studie angewendet das Protokoll in der Literatur, eine prospektive porcinen Modell IONM^{11,12,13,14,15,16beschrieben, 17,18,19,22}.
   1. KHAPS schwarz oder Duroc-Landrasse-Schweine (ca. 3-4 Monate alt; mit einem Gewicht von 18-30 kg) zu verwenden.
   2. Sicherstellen Sie, dass das experimentelle Protokoll mit nationalen/internationalen Vorschriften und Richtlinien für Tierversuche, einschließlich der 3R (Ersatz, Reduktion und Raffinesse) übereinstimmt. Einholen der ethischen Genehmigung für experimentelles Protokoll des Ausschusses zur Pflege und Verwendung von Versuchstieren in der jeweiligen Institution.
2. Induktion der Anästhesie
   1. Pre-Anästhesie-Vorbereitungen
      1. Zurückzuhalten Sie, Essen 8 Stunden vor der Narkose und zurückhalten Sie Wasser 2 Stunden vor der Narkose.
      2. Pre mit intramuskulären Azaperone (4 mg/kg) 2 Stunden vor der Narkose zu behandeln. Verwenden Sie eine Kochsalzlösung 500 mL-Flasche, um eine Gesichtsmaske für jedes Ferkel zu fabrizieren. Schneiden Sie, wie erforderlich, um einen sicheren Halt auf die Schnauze zu gewährleisten.
      3. Verwenden Sie die mit einem Gewicht von Funktion auf dem OP-Tisch, um das Nettogewicht des jedes FerkelFigur 1A() () zu messen.
      4. Körpertemperatur zu erhalten, mit einer umlaufenden Wassermatratze eingestellt auf 40 ° c
   2. Vollnarkose (GA) mit 2-4 % Sevofluran bei einem Frischgas Flow 3 L/min über Gesichtsmaske mit der Ferkel in Bauchlage zu induzieren. GA kann auch durch intramuskuläre Tiletamin und Zloazepam induziert werden. Eine ausreichende Tiefe der Narkose wird in der Regel innerhalb von 3-5 Minuten erreicht. Bestätigen Sie die Tiefe der Narkose durch keine schweren Bewegung Schmerzen aufgrund peripherer venöser Katheterisierung.
   3. Identifizieren Sie eine oberflächliche Vene an der Außenseite von einem Ohr zu und sterilisieren Sie die ausgewählte Region (ca. 6 x 6 cm²) mit 75 % Alkohol. Verwenden Sie für maximale Sicherheit einen 24-Spur periphere intravenöse Katheter.
   4. Direkte Laryngoskopie verwalten Sie intravenöse Narkosemittel Propofol (1-2 mg/kg) oder Thiamylal (5-10 mg/kg), Schmerzreize zu lindern.
      Hinweis: Die Verwendung von neuromuskulären Blockierungsmittel (NMBA) wird nicht empfohlen. In späteren Experimenten NMBA kann durch Drücken der Spontanatmung Intubation erschweren und Elektromyographie (EMG) Signale vermindern kann. Darüber hinaus ist Sevofluran Inhalation in Kombination mit einem Bolus Propofol oder kurzwirksame Barbiturate angeblich ausreichend zur Erleichterung der trachealen Intubation.
3. Trachealen Intubation ()Abbildung 1 b()
   1. Bereiten Sie die benötigte Geräte und Materialien für EMG Rohr Intubation: eine Größe #6 EMG endotracheal Schlauch, eine Gesichtsmaske für Beatmung, zwei Slings, den Mund offen zu halten, einen Gaze-Streifen zu ziehen, der Zunge, eine stumpfe Spitze Saugkatheters, eine tierärztliche Laryngoskop mit 20cm geraden klingen, ein elastisches Bougie, eine 20-mL-Spritze, Stethoskop und Klebeband.
   2. Positionieren Sie die Ferkel in Bauchlage auf dem Operationstisch. Richten Sie den Kopf und Körper, klare Visualisierung der oberen Atemwege zu gewährleisten.
   3. Richten Sie die Assistentin Traktion von Ober- und Unterkiefer, eine ausreichende Mundöffnung pflegen und Drehung zu vermeiden oder Überstreckung des Kopfes anzuwenden. Decken Sie die Zunge mit Gaze ab und ziehen Sie die Zunge heraus, um das Gesichtsfeld zu optimieren.
   4. Halten Sie das Laryngoskop und legen Sie sie direkt in der Mundhöhle, die Zunge zu drücken.
   5. Direkt visualisieren Sie die Epiglottis und der Kehldeckel nach unten in Richtung der Zunge Basis drücken mit dem Laryngoskop.
   6. Wenn die Stimmbänder eindeutig identifiziert werden, vorantreiben Sie sanft elastisches Bougie in die Luftröhre. Leichte Drehung des elastischen Bougie eventuell Widerstand zu überwinden. Als nächstes gelangen Sie die EMG-Tubus im Mund Winkel bis zu einer Tiefe von 24 cm.
   7. Die EMG Rohr-Manschette nicht größer als 3 mL Volumen aufzublasen. Wenn Lüftung durch manuelle Absacken keine offensichtliche Luftverlust zeigt, ist in Situ Deflation des EMG-Tubus machbar.
   8. Wenn die EMG-Tubus in der richtigen Tiefe platziert wird, bestätigen Sie den freien Durchlass von Frischgas durch manuelle Absacken. Weiter bestätigen Sie die richtige trachealen Intubation von Ende-Gezeiten Kohlendioxid (FTMV₂) Überwachung (Kapnografie) und Brust Auskultation zur frühzeitigen Erkennung von unbeabsichtigten Speiseröhrenkrebs oder endobronchiale Intubation.
      Hinweis: Kapnografie zeigte der FTMV₂ Wellenform und der digitale Wert in MmHg. Als esophageal Intubation auftrat, war FTMV₂ abwesend oder in der Nähe von Null nach 6 Atemzüge. Als die EMG-Tubus in der richtigen Stelle, die typische FTMV₂ Wellenform und angemessenen Wert war (in der Regel > 30 MmHg) wurde festgestellt. Darüber hinaus ist die Atmung Klang einer bilateralen Lunge gefüllt klar und symmetrische Brust Auskultation bestimmt.
   9. Verwenden Sie medizinisches Klebeband um die EMG-Tubus im Mund Winkel fixieren. Da das Rohr in der Regel Anpassung während IONM Experimente erfordert, befestigen Sie den Schlauch auf die Schnauze nicht.
   10. Die EMG-Schlauch an den Ventilator anschließen. Kontinuierliche Kapnografie ist obligatorisch für die Überwachung der FTMV₂ Wert und die Kurve in das Experiment.
4. Anästhesie Pflege ()Abbildung 1( )
   1. Nachdem die EMG-Tubus fixiert ist, positionieren Sie die Ferkel auf dem Rücken mit dem Hals verlängert (Abbildung 1). Vollnarkose mit 1-3 % Sevofluran in Sauerstoff bei 2 L/min zu erhalten.
   2. Lüften Sie die Lunge im Volume-Regler-Modus bei einem Tidalvolumen von 8-12 mL/kg, und die Atemfrequenz auf 12-14 Atemzüge/min festgelegt.
   3. Beginnen Sie physiologische Überwachung, einschließlich Kapnografie, Elektrokardiographie (EKG) und Überwachung der Sauerstoffversorgung (SaO₂).

2. Geräte-Einstellung und tierischen Betrieb (Abbildung 1)

1. Geräte-Setup
   1. Der Kanal führt aus dem EMG-Rohr an das monitoring-System anschließen.
   2. Das monitoring-System, führen Sie ein Zeitfenster 50 ms eingestellt. Satz gepulst Reize zu 100 μs und 4 Hz. Legen Sie die Veranstaltung erfassen Schwellenwert 100 μV.
2. Chirurgischer Eingriff
   1. Tragen Sie sterile OP-Handschuhe zu und mit Povidon-Jod mit Wattestäbchen um die Operationsstelle Hals zu desinfizieren.
   2. Machen Sie einen Schnitt quer Kragen ca. 10-15 cm in der Länge mit einem Skalpell, setzen den Hals und Kehlkopf.
   3. Die Subplatysmal Klappe 1 cm cranially vom Schlüsselbein bis zum Zungenbeins zu erhöhen.
   4. Entfernen Sie die Gurtband Muskeln und visualisieren Sie die trachealen Ringe und Nerven. Verwenden Sie monopolare und bipolare Elektrokauter zur Unterstützung der chirurgischen Präparation und Blutstillung.
   5. Zu lokalisieren Sie, zu identifizieren Sie und setzen Sie sorgfältig der EBSLN, RLN und VL mit einer Handheld-Stimulation-Sonde aus.
   6. Positionieren Sie eine automatisierte periodische (APS) Stimulationselektrode auf der einen Seite der VN zur Stimulation während der kontinuierlichen IONM (CIONM). Verbinden Sie die APS-Elektrode mit dem monitoring-System. Gepulste Reize gesetzt 1 Hz, 100 µs und 1 mA.
3. Am Ende der Experimente einschläfern Sie alle Ferkel vom Tierarzt.

3. elektrische Stimulation

Hinweis: Um das 3R-Prinzip in porcinen IONM Studien anzuwenden, immer führen Sie wiederholbare Elektrophysiologie Studien, die nicht verursachen Nervenverletzung vor der Durchführung von Experimenten, die Nerven verletzen könnten. Hiermit kann die Intensität, die Sicherheit und die kardiopulmonale Effekte^11,17zu studieren. IONM Geräte kann als Anregung Ausrüstung oder Recording-Equipment (Abbildung 2A) klassifiziert werden.

1. Bewerten Sie die Grundlinie EMG Antworten der Ziel Nerven, einschließlich EBSLN, RLN und VL (Abbildungen 2 b, 2 C).
   1. Beginnen Sie mit einer anfänglichen Stimulierung Strom von 0,1 mA Strom und erhöhen Sie Stimulation in 0,1 mA Schritten zu, bis eine EMG Antwort erkannt und aufgezeichnet werden.
   2. Weiter erhöhen Sie den Strom bis maximale EMG Antwort erhalten wird.
   3. Notieren Sie die Grundlinie Amplitude, die Latenz und die Wellenform der EMG Antwort.
   4. Definieren Sie die minimale Impulse als der niedrigste Strom (mA), die EMG-Aktivität der eindeutig evoziert > 100 µV. definieren Sie die maximale Reiz als die niedrigste Strömung, die die maximale EMG-Reaktion hervorgerufen.
2. Beurteilung der Sicherheit von elektrischen Stimulation^11,19
   1. Gelten Sie eine kontinuierliche 1 Minute Anregung auf der fünften Ebene der trachealen Ring des VN oder RLN.
   2. Schrittweise erhöhen den Reiz Strom von 1 mA bis 30 mA.
   3. Während der VL Stimulation bewerten Sie hämodynamische Stabilität durch die Überwachung der Herzfrequenz, EKG und invasiven arteriellen Blutdruck.
   4. Zu guter Letzt bewerten Sie Nerv Funktion Integrität durch den Vergleich von EMG Antworten proximal zu den Nerv Stimulation Website vor und nach jedem Level der Stimulation angewendet wird.
3. Wirkung von Anästhetika (Muskelrelaxantien und deren Umkehrungen)^12,20
   Hinweis: Unsachgemäße Verwendung von methodologischer ist eine mögliche Ursache für erfolglose IONM. Die vorgeschlagenen Tiermodell diente, Erholung Profile unter verschiedenen depolarisierende methodologischer (z.B. Succinylcholin) und nondepolarizing methodologischer (z.B. Rocuronium) bei unterschiedlichen Dosen zu vergleichen und die optimale NMBA für den Einsatz in IONM zu identifizieren. Tiermodell kann auch verwendet werden zur Bewertung der Wirksamkeit von NMBA Umkehr Drogen (z.B. Sugammadex) für schnell Wiederherstellung der neuromuskulären Funktion von Rocuronium unterdrückt.
   1. Erstens gelten Sie C-IONM und verwenden Sie die automatisch kalibrierten Basislinie Latenzen und Amplituden der EMG als Steuerungsdaten.
   2. Eine Bolus-Injektion von 0,3 mg/kg Rocuronium in einem Volumen von 10 mg/mL zu verwalten und die EMG-Änderungen in Echtzeit zu beobachten.
   3. Durchführen Sie drei Minuten nach der Injektion eine Injektion von 2 mg/kg Sugammadex in einem Volumen von 100 mg/mL als eine schnelle Bolus. Notieren Sie die Recovery-Profil der Kehlkopf EMG für 20 Minuten.
4. Elektroden Stimulation (Stimulation Sonden/Dissectors) ()Abbildung 3()¹⁷
   Hinweis: Es gibt verschiedene Arten von Stimulation Elektroden, die für Nervenstimulation während IONM, z.B.einsetzbar monopolare Sonden (Abbildung 3A), bipolare Sonden (Abb. 3 b) und Stimulation Dissectors (Abbildung 3 ).
   1. Um direkte Stimulation von Nerven während der Operation zu imitieren, gelten Sie 1 mA Stimulation für die EBSLN, RLN und VL ohne darüber liegende Faszie.
   2. Um indirekte Zuordnung und Lokalisierung der Nerv Position vor der visuellen Identifikation während der Operation zu imitieren, gelten Sie 1 mA Stimulation einen 1 und 2 mm entfernt von der Nerven bei darüber liegenden Faszie.
   3. Erfassen Sie und vergleichen Sie die EMG-Reaktionen zwischen verschiedenen Arten von Stimulation Elektroden.
5. Aufnahme der Elektroden (EMG-Röhren/Elektroden/pre-gelled Haut Nadelelektroden) (Abbildung 4)
   1. Verwenden Sie Tiermodell um zu bewerten, wie Drehungen oder nach oben/unten Verschiebung der EMG-Rohr-Elektrode (Abb. 4A) die Stabilität des EMG-Signals beeinflusst. Darüber hinaus verwenden Tiermodell, um die EMG-Reaktionen zwischen verschiedenen Elektrode Typen (z.B., Nadelelektroden und Pre-gelierte Klebeelektroden, Abbildung 4 b) zu vergleichen und verschiedene Aufnahme-Ansätze (z.B. transkutane/perkutane und Transcartilage Ansätze, Zahlen 4 und 4-D) im Hinblick auf Machbarkeit, Stabilität und Genauigkeit bei IONM.
   2. Beantragen Sie eine Machbarkeitsstudie, 1 mA Reiz zu bilateralen EBSLNs, VNs und RLNs Record (Aufnahme) und vergleichen EMG Reaktionen hervorgerufen durch jede Elektrode getestet (z. B. EMG Tube, transkutane, perkutane, und Transcartilage-Elektroden).
   3. Bewerten Sie für eine Stabilitätsstudie und vergleichen Sie EMG Signalstabilität in C-IONM unter experimentell induzierter Ringknorpel/trachealen Knorpel Verdrängung.
   4. Bewerten Sie für eine Genauigkeit Studie und vergleichen Sie die Genauigkeit der getesteten Elektroden in C-IONM zur Identifizierung von Verschlechterung des EMG-Signals unter RLN Verletzungen.

4. RLN Verletzungen Studie (Abbildung 5)

1. Gemäß dem Grundsatz der 3R durchführen Sie RLN Verletzung Experimente im porcinen Modell schließlich wiederholbare Elektrophysiologie, die Untersuchungen abgeschlossen sind. Führen Sie Tests von Nerv Segmenten aus proximalen Nerv Segmenten distalen Nerv Segmenten (d. h. fahren Sie aus dem kaudalen Teil der RLN mit der kranialen Teil der RLN).
2. Verwendung C-IONM zu bestätigen und vergleichen Sie Muster der Änderungen in Echtzeit in evozierten Kehlkopf EMG Signale während und nach akuten Verletzungen der RLN mit verschiedenen Verletzungen Mechanismen (z.B., Traktion, spannen, Durchtrennung oder thermischen Verletzungen) (Figuren 5A und 5 b) . Verwenden Sie C-IONM für kontinuierliche Echtzeit-Anzeige und Erfassung des EMG-Veränderungen und sequentielle Beitreibungen während des Experiments (Abbildung 5).
3. Verletzten RLN Segmente für histopathologische Analyse der morphologischen Veränderungen durch den Nerv Verletzung Experimente zu sammeln.
4. Traktion Kompression/dehnen Verletzungen
   Hinweis: Traktion Kompression oder Dehnung Verletzungen sind die allgemeinsten Verletzungen, intraoperativen RLN. Experimentell Traktion Stress auslösen und die daraus resultierenden elektrophysiologischen EMG-Veränderungen und histopathologische Veränderungen beobachten.
   1. Traktion Kompression Verletzungen¹³
      1. Wickeln Sie eine dünne Kunststoff-Schleife (z.B., eine vaskuläre Schleife 1,3 mm breit) rund um die RLN und Nutzung eine Kraft messen um Widerruf mit 50 g der Spannung (Abb. 5A) anzuwenden. Dieses Schema imitiert eine RLN gefangen gegen eine Dichte, faserigen Band oder eine Kreuzung Arterie in der Region von Berrys Ligamentum während der medialen Traktion des Lappens der Schilddrüse.
   2. Traktion dehnen Verletzungen¹⁶
      1. Wickeln Sie die RLN mit einem breiteren elastischen Material (z.B. einen 10 mm breiten Silikon Penrose Abfluß), und verwenden Sie ein Kraftmessgerät, die RLN mit 50 g Spannung zurückzuziehen) dieses Schema imitiert eine RLN eingehalten oder eingehüllt in der Struma-Kapsel und gestreckt nach vorne, während Medial Traktion.
5. Spannen von Verletzungen
   Hinweis: Intraoperative mechanische Trauma an der RLN resultiert normalerweise aus schlechte Belichtung oder visuelle Fehlidentifikationen von der RLN. ^{13 , 16}
   1. Nach der Komprimierung Traktion RLN Verletzungen zu experimentieren Sie, Kneifen Sie das distale Segment der RLN mit hämostatischen Zangen für eine Sekunde. Dieses Schema imitiert den Nerv wird versehentlich als Gefäß während des Betriebes aufgrund visueller Fehlidentifikationen geklemmt. Datensatz der begleitenden EMG-Signals zu ändern für den Vergleich mit weiter histopathologischen Nerven Probe.
6. Thermische Schädigung
   Hinweis: Die meisten intraoperative RLN thermische Verletzungen resultieren aus thermischen verbreitet, wenn Elektrokauter Geräte und verschiedene Energie-basierten Geräten (EBDs) verwendet werden, um die Blutstillung in der Nähe der RLN induzieren. Thermische Schädigung ist wie Traktion Verletzungen mit dem bloßen Auge kaum sichtbar. Daher führen Sie Tierversuche IONM, um das beste Modell für die Bewertung der Pathophysiologie der RLN thermische Verletzung festzustellen und die thermische Toleranz¹⁴ und die Sicherheit der EBDs^15,18zu testen.
   1. Verwenden Sie C-IONM die EMG-Änderungen in das Experiment kontinuierlich registriert.
   2. Für die Aktivierung Studie untersuchen, wie Energie-basierten Geräten (EBD) kann sicher für die Blutstillung und Dissektion in der Nähe der RLN während der Operation (Abb. 5 b) angewendet werden.
      1. Aktivieren der EBD (elektrothermische bipolar Schiff Abdichtung System, eingestellte Leistung auf Ebene 2 und die Energie einstellt automatisch um 2 bis 4 Sekunden) in einem Abstand von 5 mm entfernt von der RLN.
      2. Wenn EMG-Signale nach mehreren Tests stabil bleiben, führen Sie einen weiteren Test im engeren Abstand (z.B.2 mm, gefolgt von 1 mm Abstand).
      3. Tritt eine wesentliche Änderung der EMG nach jedem Test das Experiment abgeschlossen und kontinuierliche Echtzeit-EMG-Aufzeichnung für mindestens 20 Minuten gefolgt wurde.
   3. Bewerten Sie für die Kühlung Studie die Abkühlzeit nach Aktivierung optimale EBD Kühlung Parameter zu bestimmen.
      1. Kontaktieren Sie die aktivierte EBD auf die RLN direkt nach 5 Sekunden Abkühlzeit.
      2. Wenn die EMG-Signale nach drei Tests stabil bleiben, testen Sie die kürzere Abkühlzeit (z.B.2 Sekunden, gefolgt von 1 Sekunde).
      3. Wenn die EMG nach wiederholten Tests stabil bleibt, bestätigen Sie die Sicherheit von der EBD durch Berühren der RLN unmittelbar nach der Aktivierung.

Ergebnisse

Elektrophysiologie-Studie
Basisdaten EMG, minimale/maximale Reiz-Ebene und die Reiz-Reaktions-Kurven
Verwenden eine standard monopolare anregende Sonde, die erhaltenen minimal Impulsstufe für VL und RLN Stimulation reicht von 0,1 bis 0,3 mA, beziehungsweise. In der Regel aktuelle Impulse korreliert positiv mit der daraus resultierenden EMG Amplituderesponse^11,17. Die EMG-Amplitude Plateau auf die maximale Stimulati...

Diskussion

Schädigung der RLN und EBSLN bleibt eine wesentliche Ursache für Morbidität verursacht durch Schilddrüsen-Operation. Bis vor kurzem konnte Nervenverletzung nur durch direkte Visualisierung des Traumas identifiziert werden. Die Verwendung von IONM ermöglicht nun weitere funktionale Identifikation der RLN durch Stimulation anwenden und Aufnahme der Muskelkontraktion im Ziel. Derzeit haben jedoch sowohl herkömmliche intermittierende und kontinuierliche IONM Systeme einige technische Einschränkungen in falsch-positive...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Criticare systems	nGenuity	8100E	physiologic monitoring, including capnography, electrocardiography (ECG) and monitoring of oxygenation (SaO2)
Intraoperative NIM nerve monitoring systems	Medtronic	NIM-Response 3.0	monitor EMG activity from multiple muscles. If there is a change in nerve function, the NIM system may provide audible and visual warnings to help reduce the risk of nerve damage.
NIM TriVantage EMG Tube	Medtronic	8229706	6 mm ID, 8.2 mm OD. The NIM TriVantage EMG Tube is a standard size, non-reinforced, DEHP-free PVC tube that features smooth, conductive silver ink electrodes and a cross-band to guide placement. It has reduced sensitivity to rotation and movement while offering increased EMG responses that facilitate improved nerve dissection.
NIM Contact Reinforced EMG Endotracheal Tube	Medtronic	8229506	6 mm ID, 9 mm OD. The NIM Contact EMG Tube continuously monitors electromyography (EMG) activity during surgery. An innovative design allows the tube to maintain contact, even upon rotation. Vocal cords are more easily visible against the white band. Recording electrode leads are twisted pair. Packaged sterile with one green and one white subdermal needle. Single use.
NIM Standard Reinforced EMG Endotracheal Tube	Medtronic	8229306	6 mm ID, 8.8 mm OD. The NIM Standard EMG Tube continuously monitors electromyography (EMG) activity during surgery. Recording electrode leads are twisted pair. Packaged sterile with one green and one white subdermal needle. Single use.
NIM Flex EMG Endotracheal Tube	Medtronic	8229960	6 mm. The NIM Flex EMG Tube monitors vocal cord and recurrent laryngeal nerve EMG activity during surgery. An updated, dual-channel design allows the tube to maintain contact with the vocal cords, even upon rotation. Recording electrode leads are twisted pair. Packaged sterile with one green and one white subdermal needle. Single use.
Standard Prass Flush-Tip Monopolar Stimulator Probe	Medtronic	8225101	Tips and Handles. For locating and mapping cranial nerves in the surgical field, the single-use Standard Prass Monopolar Stimulating Probe features a flush 0.5 mm tip diameter. The probe is insulated to the tip to prevent current shunting. Individually sterile packaged.
Ball-Tip Monopolar Stimulator Probe	Medtronic	8225275/ 8225276	Tip and Handle, 1.0 mm/ 2.3mm. Featuring a flexible ball tip and flexible shaft, the single-use Ball-Tip Monopolar Stimulating Probe allows greater access to neural structures. The 1.0 mm tip diameter allows atraumatic contact to larger neural structures. The probe is insulated to the tip to prevent current shunting. Individually sterile packaged.
Yingling Flex Tip Monopolar Stimulator Probe	Medtronic	8225251	Tips and Handles. The highly flexible single-use Yingling Monopolar Stimulating Probe allows stimulation in areas outside the surgeon’s field of view. The platinum-iridium wire of the probe is fully insulated to the ball tip to prevent current shunting. Individually sterile packaged with one green subdermal electrode.
Prass Bipolar Stimulator Probe	Medtronic	8225451	The single-use Prass Bipolar Stimulating Probe features a slim, flexible tip that allows greater access to neural structures. The probe tip is 0.5 mm in distance between cathode and anode for minimal shunting. Individually sterile packaged.
Concentric Bipolar Stimulator Probe	Medtronic	8225351	The single-use Concentric Bipolar Stimulating Probe features a 360° contact area. Insulation is complete to the active tip; cables and handles are polarized. Individually sterile packaged.
Side-by-Side Bipolar Stimulator Probe	Medtronic	8225401	The single-use Side-by-Side Bipolar Stimulating Probe features probe tips that are 1.3 mm apart, allowing neural structures to be stimulated between the tips. Insulation is complete to the active tip; cables and handles are polarized. Individually sterile packaged.
APS (Automatic Periodic Stimulation) Electrode*	Medtronic	8228052 / 8228053	2 mm/ 3mm. The APS Electrode offers continuous, real-time monitoring. The electrode is placed on the nerve and can provide early warning of a change in nerve function.
Neotrode ECG Electrodes	ConMed	1741C-003	The electrode is made of a clear tape material, which allows for continuous observation of the patient's skin during monitoring.
LigaSure Small Jaw	Medtronic	LF1212	A FDA-approved electrothermal bipolar vessel sealing system for surgery