Une surveillance neurale peropératoire de la chirurgie de la thyroïde dans un modèle porcin

Résumé

Cette étude vise à développer un protocole standard de surveillance neurale peropératoire de la chirurgie de la thyroïde dans un modèle porcin. Nous présentons ici un protocole visant à démontrer l’anesthésie générale, pour comparer les différents types d’électrodes et d’étudier les caractéristiques électrophysiologiques des nerfs laryngés récurrents normales et blessés.

Résumé

Peropératoire blessure au nerf laryngé récurrent (RLN) peut entraîner la paralysie des cordes vocales, qui interfère avec la parole et peut potentiellement interférer avec la respiration. Ces dernières années, monitorage peropératoire neuronal (IONM) a été largement adapté comme technique d’appoint pour localiser le RLN, détecter les blessures RLN et prévoir des cordes vocales fonction pendant les opérations. De nombreuses études ont également utilisé des modèles animaux pour enquêter sur les nouvelles applications de la technologie IONM et d’élaborer des stratégies fiables pour prévenir les blessures RLN peropératoire. Le but de cet article est de présenter un protocole standard à adopter un modèle porcin dans la recherche IONM. L’article explique les procédures permettant d’induire une anesthésie générale, l’intubation trachéale et de conception expérimentale pour étudier les caractéristiques électrophysiologiques des blessures RLN. Demandes du présent protocole peuvent améliorer l’efficacité globale à mettre en œuvre le principe des 3R (remplacement, réduction et raffinement) dans les études IONM porcines.

Introduction

Bien que la thyroïdectomie est maintenant une procédure couramment pratiquée dans le monde entier, la dysfonction voix postopératoires est encore commune. Peropératoire blessure au nerf laryngé récurrent (RLN) peut entraîner la paralysie des cordes vocales, qui interfère avec la parole et peut potentiellement interférer avec la respiration. En outre, un dommage à la branche externe du nerf laryngé supérieur peut provoquer un changement de voix majeure en agissant sur le terrain et projection vocale.

Neural monitorage peropératoire (IONM) pendant les opérations de la thyroïde a obtenu la grande popularité comme technique d’appoint pour la cartographie et confirmant la RLN, le nerf de vagus (VN) et la branche externe du nerf laryngé supérieur (EBSLN). Car IONM est utile pour confirmer et élucider les mécanismes des lésions RLN et pour détecter des variations anatomiques dans le RLN, il peut être utilisé pour prédire la fonction de corde vocale après thyroïdectomie. Par conséquent, IONM ajoute une nouvelle dynamique fonctionnelle en chirurgie de la thyroïde et permet aux chirurgiens des informations qui ne peuvent être obtenus par Visualisation directe seule^{1,2,3,4,5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10}.

Récemment, plusieurs études prospectives ont utilisé des modèles porcins d’optimiser l’utilisation de la technologie IONM et d’établir des stratégies fiables pour prévenir peropératoire RLN blessures^{11,12,13,14 ,15,16,17,18,19,20}. Porcines modèles ont également été utilisés pour fournir des praticiens indispensable éducation / formation dans les applications cliniques de IONM.

Par conséquent, la combinaison de modèles animaux et de la technologie IONM est un outil précieux pour l’étude de la physiopathologie de la blessure RLN²¹. Le but de cet article était de démontrer l’utilisation d’un modèle porcin dans la recherche IONM. Plus précisément, l’article montre comment induire l’anesthésie générale, procéder à l’intubation trachéale et mis en place des expériences pour étudier les caractéristiques électrophysiologiques des divers types de blessures RLN.

Protocole

Les expérimentations animales ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) de l’Université de médecine de Kaohsiung, Taiwan (protocole aucun : IACUC-102046, 104063, 105158).

1. anesthésie et préparation animaux

1. Modèle animal porcin
   Remarque : Cette étude a appliqué le protocole décrit dans la littérature pour établir un modèle porcin prospectif de IONM^{11,12,13,14,15,16, 17,18,19,22}.
   1. Utilisez KHAPS noir ou Duroc-Landrace porcs (3-4 mois ; pesant 18-30 kg).
   2. Assurez-vous que le protocole expérimental est conforme aux règlements nationaux et internationaux et les directives relatives à l’expérimentation animale, y compris les principes 3R (remplacement, réduction et raffinement). Obtenir une approbation éthique du protocole expérimental du Comité pour le soin et l’utilisation des animaux d’expérimentation à l’institution compétente.
2. Induction de l’anesthésie
   1. Préparatifs avant l’anesthésie
      1. Retenir les aliments 8 heures avant l’anesthésie et retenir l’eau 2 heures avant l’anesthésie.
      2. Avant de soigner avec azapérone intramusculaire (4 mg/kg) à 2 heures avant l’anesthésie. Utiliser une bouteille de 500 mL sérum physiologique pour fabriquer un masque pour chaque porcelet. Découper selon les besoins afin d’assurer une sécurité maximale au museau.
      3. Utilisez la fonction pesage sur la table d’opération pour mesurer le poids net de chaque porceletFigure 1 a) ().
      4. Maintenir la température du corps avec un matelas à eau circulante réglé à 40 ° C.
   2. Induire une anesthésie générale (AG) avec le sévoflurane de 2 à 4 % à un débit de gaz frais de 3 L/min via le masque facial avec le cochon de lait dans une position couchée. GA peut également être induite par zloazepam et tiletamine intramusculaire. Une profondeur adéquate de l’anesthésie est habituellement réalisée en 3-5 minutes. Confirmer la profondeur de l’anesthésie par aucun mouvement sévère à la douleur en raison de cathétérisme veineux périphérique.
   3. Identifier une veine superficielle sur le côté extérieur d’une oreille et stériliser la région sélectionnée (environ 6 x 6 cm²) avec 75 % d’alcool. Pour une sécurité maximale, utiliser un cathéter intraveineux périphérique de calibre 24.
   4. Administrer anesthésique intraveineux comme propofol (1-2 mg/kg) ou thiamylal (5-10 mg/kg) pour alléger nociceptive en laryngoscopie directe.
      Remarque : Utilisation de l’agent de blocage neuromusculaire (NMBA) n’est pas suggérée. Dans des expériences ultérieures, NMBA peut compliquer l’intubation en appuyant sur la respiration spontanée et peut diminuer les signaux de l’électromyographie (EMG). En outre, le sévoflurane inhalation combinée avec un bolus de propofol ou barbituriques de courte durée d’action est aurait été suffisante pour faciliter l’intubation trachéale.
3. L’intubation trachéaleFigure 1 b) ()
   1. Préparer le matériel et les matériaux requis pour l’intubation tube EMG : un tube endotrachéal pour EMG de taille #6, un masque à ventilation assistée, deux sangles pour tenir la bouche ouverte, une bande de gaze pour tirer la langue, une sonde d’aspiration pointe émoussée, un laryngoscope vétérinaire avec lames droites de 20cm, une bougie élastique, une seringue de 20 mL, un stéthoscope et ruban adhésif.
   2. Positionner le porcelet dans une position couchée sur la table d’opération. Aligner la tête et du corps pour assurer une visualisation claire des voies aériennes supérieures.
   3. Diriger l’assistant appliquer la traction de la mâchoire supérieure et inférieure pour maintenir une ouverture de bouche adéquate et d’éviter la rotation ou la surutilisation de la tête. Couvrir la langue avec de la gaze et tirez la langue afin d’optimiser le champ visuel.
   4. Tenez le laryngoscope et placez-le directement dans la cavité buccale d’appuyer sur la languette.
   5. Directement visualiser l’épiglotte et utilisez le laryngoscope pour presser l’épiglotte vers le bas, vers la base de la langue.
   6. Lorsque les cordes vocales sont clairement identifiés, avancer doucement la bougie élastique dans la trachée. Légère rotation de la bougie élastique peut être nécessaire de vaincre la résistance. Ensuite, avancez le tube pour EMG à l’angle de la bouche jusqu'à une profondeur de 24 cm.
   7. Gonfler le brassard de tube EMG à un volume ne dépassant pas les 3 mL. Si une ventilation par ensachage manuel ne révèle aucune fuite d’air évident, in situ la déflation du tube EMG est faisable.
   8. Lorsque le tube pour EMG est placé à la bonne profondeur, confirmer le libre passage des gaz frais par ensachage manuel. Confirmer la bonne intubation trachéale en fin d’expiration dioxyde de carbone (etCO₂) (capnographie) de surveillance et auscultation de la poitrine pour le dépistage précoce des involontaire oesophagien ou intubation endobronchique.
      Remarque : Capnographie a montré la forme d’onde de₂ etCO tant la valeur numérique en mmHg. Lors de l’intubation oesophagienne, etCO₂ était absent ou proche de zéro après 6 respirations. Alors que le tube de l’EMG était en au bon endroit, le typique etCO₂ signal et la valeur adéquate (généralement > 30 mmHg) a été noté. En outre, le bruit de respiration d’un poumon bilatéraux rempli est claire et symétrique tel que déterminé par l’auscultation de la poitrine.
   9. Ruban adhésif médical permet de fixer le tube pour EMG à l’angle de la bouche. Puisque le tube nécessite généralement l’ajustement au cours d’expériences IONM, ne pas fixer le tube au museau.
   10. Raccordez le tube pour EMG au ventilateur. Capnographie continue est obligatoire pour suivre la valeur de₂ etCO et courbe tout au long de l’expérience.
4. Entretien de l’anesthésieFigure 1) ()
   1. Après que le tube pour EMG est fixe, positionner le cochon de lait sur le dos avec le cou étendu (Figure 1). Maintenir une anesthésie générale avec le sévoflurane de 1 à 3 % d’oxygène à 2 L/min.
   2. Aérer les poumons en mode de réglage du volume à un volume de marée de 8 à 12 mL/kg et la valeur de la fréquence respiratoire à 12-14 respirations/min.
   3. Commencer la surveillance physiologique, y compris de la capnographie, électrocardiographie (ECG) et oxygénation (SaO₂).

2. matériel réglage et l’exploitation animale (Figure 1)

1. Installation de l’équipement
   1. Connectez les fils de chaîne du tube EMG pour le système de surveillance.
   2. Définir le système de surveillance à lancer une fenêtre de temps de 50 ms. Ensemble pulsé des stimuli à 100 μs et 4 Hz. régler le seuil de capture d’événement de 100 μV.
2. Intervention chirurgicale
   1. Porter des gants chirurgicaux stériles et utilisez polyvidone iodée avec des cotons-tiges pour désinfecter le site chirurgical de cou.
   2. Faire une incision transversale collier environ 10-15 cm de long avec un scalpel pour exposer le cou et le larynx.
   3. Soulever le rabat subplatysmal 1 cm proche de la clavicule à l’os hyoïde.
   4. Retirez les muscles de la sangle et visualiser les anneaux trachéaux et les nerfs. Bistouri électrique monopolaire et bipolaire permet d’aider la dissection chirurgicale et l’hémostase.
   5. Localiser, identifier et exposer avec soin le EBSLN, RLN et VN avec une sonde de stimulation ordinateur de poche.
   6. Placer une électrode de stimulation périodique automatique (APS) sur un côté du VN pour stimuler pendant IONM continu (CIONM). Connecter l’électrode APS avec le système de surveillance. La valeur des stimuli pulsées 1 Hz, 100 µs et 1 mA.
3. À la fin des expériences, euthanasier tous les porcelets par le vétérinaire.

3. l’électrostimulation

Remarque : Pour appliquer le principe des 3R dans les études IONM porcins, toujours réaliser des études d’électrophysiologie reproductible qui ne provoquent pas de lésions du nerf avant de procéder à des expériences qui peuvent causer des lésions nerveuses. Ceci peut être utilisé pour étudier l’intensité, l’innocuité et les effets cardiopulmonaires^11,17. L’équipement IONM peut être classé comme matériel de stimulation ou appareil de contrôle (Figure 2 a).

1. Évaluer les réactions d’EMG de base des nerfs cibles, y compris les EBSLN RLN et VN (Figures 2 b, 2C).
   1. Commence avec un courant de stimulation initiale de 0,1-mA courant et stimulation par incréments de 0,1-mA jusqu'à ce qu’une réponse EMG est détectée et enregistrée.
   2. Augmenter le courant jusqu'à ce que la réponse EMG maximale est obtenue.
   3. Enregistrer l’amplitude de référence, la latence et forme d’onde de la réponse de l’EMG.
   4. Définir le niveau de stimulation minimale que le courant le plus bas (mA) qui évoque clairement l’activité EMG de > 100 µV. définir le niveau de stimulation maximale que le courant le plus bas qui évoque la réponse EMG maximale.
2. Évaluer l’innocuité de la stimulation électrique^11,19
   1. Appliquer une impulsion de 1 minute continue au niveau cinquième anneau trachéal du VN ou RLN.
   2. Augmenter progressivement le stimulus courant de 1 mA à 30 mA.
   3. Pendant la stimulation VN, évaluer la stabilité hémodynamique par surveillance du rythme cardiaque, ECG et de la pression sanguine artérielle.
   4. Enfin, évaluer l’intégrité fonction de nerf en comparant les réponses EMG proximales sur le site de stimulation nerveuse avant et après que chaque degré de stimulation est appliquée.
3. Effet des anesthésiques (myorelaxants et leurs renversements)^12,20
   Remarque : Une mauvaise utilisation de NMBAs est une cause potentielle de IONM infructueuse. Le modèle animal proposé a été utilisé pour comparer les profils de recouvrement entre les différents NMBAs dépolarisants (p. ex., succinylcholine) et nondépolarisants NMBAs (p. ex., rocuronium) à des doses variables et d’identifier la NMBA optimale pour une utilisation dans IONM. Le modèle animal peut également servir à évaluer l’efficacité des drogues de renversement NMBA (p. ex., sugammadex) pour restaurer rapidement la fonction neuromusculaire supprimée par rocuronium.
   1. Tout d’abord, appliquez C-IONM et utilisez les latences de référence automatiquement étalonné et amplitudes d’EMG comme données de contrôle.
   2. Administrer une injection d’un bolus de rocuronium 0,3 mg/kg dans un volume de 10 mg/mL et observez les changements en temps réel des EMG.
   3. Trois minutes après l’injection, effectuer une injection de sugammadex 2 mg/kg dans un volume de 100 mg/mL comme un bolus rapide. Enregistrer le profil de récupération du larynx EMG pendant 20 minutes.
4. Électrodes de stimulation (Stimulation des sondes/dissecteurs) ()Figure 3)¹⁷
   Remarque : Il existe différents types d’électrodes de stimulation qui peuvent être utilisés pour la stimulation nerveuse durant IONM, par exemple, dissecteurs stimulation (Figure 3 sondes monopolaires (Figure 3 a) et sondes bipolaires (Figure 3 b) ).
   1. Pour mimer une stimulation directe des nerfs pendant la chirurgie, appliquer 1 stimulation de mA à l’EBSLN, RLN et VN sans carénage sus-jacente.
   2. Pour imiter le mappage indirect et la localisation de la position du nerf avant identification visuelle pendant la chirurgie, appliquer une stimulation mA 1 à une distance de 1 et 2 mm de nerfs à recouvrant le fascia.
   3. Enregistrer et comparer les réponses EMG entre différents types d’électrodes de stimulation.
5. Enregistrement des électrodes (électrodes d’électrodes/pre-gelled peau de tubes/aiguille EMG) (Figure 4)
   1. Utilisez le modèle animal pour évaluer comment la rotation ou un déplacement haut/bas de l’électrode de tube EMG (Figure 4 a) influe sur la stabilité du signal EMG. En outre, utiliser le modèle animal pour comparer les réponses EMG entre les types d’électrodes différentes (p. ex., électrodes aiguilles et électrodes auto-adhésives de pré gélifiés, Figure 4 b) et enregistrement de différentes approches (par exemple, approches transcutanée/percutanée et transcartilage, 4 chiffres et 4D) en termes de faisabilité, la stabilité et précision pendant IONM.
   2. Pour une étude de faisabilité, appliquer une 1 relance mA courant pour EBSLNs bilatéraux, VNs et RLNs. enregistrement et comparer les réponses EMG évoquées par chaque électrode testée (c.-à-d., EMG, tube, transcutanée, percutanée et transcartilage électrodes).
   3. Pour une étude de stabilité, évaluer et comparer la stabilité du signal EMG dans C-IONM sous déplacement de cartilage cricoïde/trachéale induite expérimentalement.
   4. Pour une étude de précision, évaluer et comparer la précision des électrodes testés dans C-IONM pour identifier une dégradation du signal EMG sous blessures RLN.

4. étude de blessures RLN (Figure 5)

1. Conformément au principe des 3R, réaliser des expériences de blessure RLN dans le modèle porcin après tout répétable électrophysiologie études sont terminées. Effectuer des essais de segments de nerfs de segments proximaux nerf aux segments distaux nerf (c'est-à-dire passer de la partie caudale de la RLN à la partie crânienne de la RLN).
2. Utilisation C-IONM pour confirmer et comparer les tendances de l’évolution en temps réel EMG laryngé évoqué des signaux pendant et après les lésions aiguës de RLN avec les mécanismes des différentes blessures (p. ex., traction, serrage, transection ou blessures thermiques) (Figures 5 a et 5 b) . Utilisez C-IONM pour affichage en temps réel continu et en inscription de changements de l’EMG et recouvrements séquentiels tout au long de l’expérience (Figure 5).
3. Recueillir les blessés RLN segments pour une analyse histopathologique des altérations morphologiques causés par les expériences de lésion du nerf.
4. Blessure de traction compression/étirement
   Remarque : Traction compression ou étirement blessures sont les blessures les plus fréquentes RLN peropératoires. Expérimentalement, induisent des contraintes de traction et observer les changements qui en résultent d’EMG électrophysiologiques et changements histopathologiques.
   1. Traction compression blessures¹³
      1. Envelopper une boucle de plastique mince (par exemple, une boucle vasculaire 1,3 mm de large) autour du RLN et utiliser une jauge pour appliquer la rétraction avec 50 g de tension (Figure 5 a). Ce programme imite un RLN piégé contre une bande dense, fibreuse ou une artère de passage dans la région du ligament de Berry pendant la traction médiale du lobe thyroïdien.
   2. Traction extensible blessure¹⁶
      1. Envelopper le RLN avec un matériau élastique plus large (par exemple, un drain de Penrose silicone large de 10 mm) et utiliser un dynamomètre pour rétracter le RLN avec 50 g de tension) ce régime imite un RLN collés à ou encastrées dans la capsule de goitre et étiré vers l’avant au cours de la médiale traction.
5. Blessure de serrage
   Remarque : Peropératoire traumatisme mécanique à la RLN résulte habituellement de faible exposition ou une erreur d’identification visuelle de la RLN. ^{13 , 16}
   1. Après la compression traction blessure RLN expérimenter, pincer le segment distal de la RLN avec une pince hémostatique pendant une seconde. Ce programme imite le nerf portège par inadvertance en raison d’une erreur d’identification visuelle comme un navire au cours de l’opération. Enregistre le signal EMG accompagnement changement pour comparaison avec d’autres observations histopathologiques du spécimen de nerf.
6. Lésion thermique
   Remarque : Peropératoire RLN thermiques blessures résultent de thermique propage quand les dispositifs de bistouri électrique et divers dispositifs axés sur l’énergie (EBDs) sont utilisés pour induire l’hémostase près le RLN. Comme la blessure de traction, lésion thermique est rarement visible à le œil nu. Par conséquent, effectuer des expérimentations animales IONM pour déterminer le meilleur modèle pour l’évaluation de la physiopathologie des lésions thermiques RLN et pour tester la tolérance thermique¹⁴ et celle des EBDs^15,18.
   1. C-IONM permet d’enregistrer les modifications de l’EMG en continu tout au long de l’expérience.
   2. Pour l’étude de l’activation, étudier comment l’énergie des équipements (EBD) peut être appliqué en toute sécurité pour l’hémostase et la dissection près le RLN pendant une intervention chirurgicale (Figure 5 b).
      1. Activer l’EBD (électrothermique navire bipolaire étanchéité système, la puissance réglée au niveau 2 et l’énergie cesse automatiquement de 2 à 4 secondes) à une distance de 5 mm de la RLN.
      2. Si les signaux EMG restent stables après plusieurs essais, effectuer un nouvel essai à la distance plus étroite (par exemple, 2 mm et suivi par la distance de 1 mm).
      3. Si toute modification substantielle de EMG se produit après qu’un test de l’expérience est complète et suivie d’un enregistrement EMG en temps réel continu pendant au moins 20 minutes.
   3. Pour l’étude du refroidissement, évaluer le temps de refroidissement à déterminer après activation optimale EBD paramètres de refroidissement.
      1. Contacter l’EBD activé sur le RLN directement après un 5 secondes de temps de refroidissement.
      2. Si les signaux EMG restent stables après trois essais, tester le temps de refroidissement plus court (par exemple, 2 secondes et suivie d’une seconde).
      3. Si l’EMG reste stable après essais répétés, confirmer l’innocuité de l’EBD en touchant le RLN immédiatement après activation.

Résultats

Étude de l’électrophysiologie
Données de base EMG, niveau du stimulus minimal/maximal et les courbes de stimulus / réponse
En utilisant une stimulation monopolaire standard probe, le niveau de stimulation minimale obtenue pour VN et RLN stimulation s’étend de 0,1 à 0,3 mA, respectivement. En général, le stimulus actuel en corrélation positive avec la résultante EMG amplituderesponse^11,17. L’amplitude...

Discussion

Blessure au RLN et EBSLN demeure une source importante de morbidité due à la chirurgie de la thyroïde. Jusqu'à une date récente, lésions du nerf pourraient seulement être identifiée par Visualisation directe du traumatisme. L’utilisation de IONM permet désormais plus identification fonctionnelle de la RLN en appliquant la stimulation et la contraction des muscles cible d’enregistrement. Actuellement, cependant, les deux systèmes conventionnels de IONM intermittentes et continues ont certaines limitations te...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Criticare systems	nGenuity	8100E	physiologic monitoring, including capnography, electrocardiography (ECG) and monitoring of oxygenation (SaO2)
Intraoperative NIM nerve monitoring systems	Medtronic	NIM-Response 3.0	monitor EMG activity from multiple muscles. If there is a change in nerve function, the NIM system may provide audible and visual warnings to help reduce the risk of nerve damage.
NIM TriVantage EMG Tube	Medtronic	8229706	6 mm ID, 8.2 mm OD. The NIM TriVantage EMG Tube is a standard size, non-reinforced, DEHP-free PVC tube that features smooth, conductive silver ink electrodes and a cross-band to guide placement. It has reduced sensitivity to rotation and movement while offering increased EMG responses that facilitate improved nerve dissection.
NIM Contact Reinforced EMG Endotracheal Tube	Medtronic	8229506	6 mm ID, 9 mm OD. The NIM Contact EMG Tube continuously monitors electromyography (EMG) activity during surgery. An innovative design allows the tube to maintain contact, even upon rotation. Vocal cords are more easily visible against the white band. Recording electrode leads are twisted pair. Packaged sterile with one green and one white subdermal needle. Single use.
NIM Standard Reinforced EMG Endotracheal Tube	Medtronic	8229306	6 mm ID, 8.8 mm OD. The NIM Standard EMG Tube continuously monitors electromyography (EMG) activity during surgery. Recording electrode leads are twisted pair. Packaged sterile with one green and one white subdermal needle. Single use.
NIM Flex EMG Endotracheal Tube	Medtronic	8229960	6 mm. The NIM Flex EMG Tube monitors vocal cord and recurrent laryngeal nerve EMG activity during surgery. An updated, dual-channel design allows the tube to maintain contact with the vocal cords, even upon rotation. Recording electrode leads are twisted pair. Packaged sterile with one green and one white subdermal needle. Single use.
Standard Prass Flush-Tip Monopolar Stimulator Probe	Medtronic	8225101	Tips and Handles. For locating and mapping cranial nerves in the surgical field, the single-use Standard Prass Monopolar Stimulating Probe features a flush 0.5 mm tip diameter. The probe is insulated to the tip to prevent current shunting. Individually sterile packaged.
Ball-Tip Monopolar Stimulator Probe	Medtronic	8225275/ 8225276	Tip and Handle, 1.0 mm/ 2.3mm. Featuring a flexible ball tip and flexible shaft, the single-use Ball-Tip Monopolar Stimulating Probe allows greater access to neural structures. The 1.0 mm tip diameter allows atraumatic contact to larger neural structures. The probe is insulated to the tip to prevent current shunting. Individually sterile packaged.
Yingling Flex Tip Monopolar Stimulator Probe	Medtronic	8225251	Tips and Handles. The highly flexible single-use Yingling Monopolar Stimulating Probe allows stimulation in areas outside the surgeon’s field of view. The platinum-iridium wire of the probe is fully insulated to the ball tip to prevent current shunting. Individually sterile packaged with one green subdermal electrode.
Prass Bipolar Stimulator Probe	Medtronic	8225451	The single-use Prass Bipolar Stimulating Probe features a slim, flexible tip that allows greater access to neural structures. The probe tip is 0.5 mm in distance between cathode and anode for minimal shunting. Individually sterile packaged.
Concentric Bipolar Stimulator Probe	Medtronic	8225351	The single-use Concentric Bipolar Stimulating Probe features a 360° contact area. Insulation is complete to the active tip; cables and handles are polarized. Individually sterile packaged.
Side-by-Side Bipolar Stimulator Probe	Medtronic	8225401	The single-use Side-by-Side Bipolar Stimulating Probe features probe tips that are 1.3 mm apart, allowing neural structures to be stimulated between the tips. Insulation is complete to the active tip; cables and handles are polarized. Individually sterile packaged.
APS (Automatic Periodic Stimulation) Electrode*	Medtronic	8228052 / 8228053	2 mm/ 3mm. The APS Electrode offers continuous, real-time monitoring. The electrode is placed on the nerve and can provide early warning of a change in nerve function.
Neotrode ECG Electrodes	ConMed	1741C-003	The electrode is made of a clear tape material, which allows for continuous observation of the patient's skin during monitoring.
LigaSure Small Jaw	Medtronic	LF1212	A FDA-approved electrothermal bipolar vessel sealing system for surgery