Porcine Modell des Infrarot abdominalen Aortenaneurysmus

Zusammenfassung

Dieses neuartige Modell erzeugt robuste infrarote abdominale Aortenaneurysmen bei Schweinen mit einer Kombination aus Ballonangioplastie, Elastase/Kollagennase-Perfusion, topischer Elastase-Anwendung und oraler Verbindung--Aminopropionitril-Verabreichung, die die Kollagenvernetzung stört.

Zusammenfassung

Große Tiermodelle zur Untersuchung von Abdominalaortenaneurysmen sind spärlich. Der Zweck dieses Modells ist es, reproduzierbare, klinisch signifikante infrarote Abdominalaortenaneurysmen (AAA) bei Schweinen zu erzeugen. Um dies zu erreichen, verwenden wir eine Kombination aus Ballonangioplastie, Elastase und Kollagennase und einem Lysyloxidase-Inhibitor, genannt "Aminopropionitril"(BAPN), um klinisch signifikante infrarote Aortenaneurysmen zu erzeugen, analog zu menschlichen Erkrankungen.

Nicht kastrierte männliche Schweine werden BAPN für 7 Tage vor der Operation gefüttert, um einen stabilen Zustand im Blut zu erreichen. Eine Mittellinien-Laparotomie wird durchgeführt und die Infrarot-Aorta wird umlaufend seziert. Eine erste Messung wird vor der Aneurysminduktion mit einer Kombination aus Ballonangioplastie, Elastase (500 Einheiten)/Kollagenase (8000 Einheiten) Perfusion und topischer Elastase-Anwendung aufgezeichnet. Schweine werden täglich bis zum terminalen Eingriff am postoperativen Tag 7, 14 oder 28 gefüttert, zu dem das Aneurysm gemessen und Gewebe beschafft wird. BAPN + Chirurgie Schweine werden mit Schweinen verglichen, die allein operiert wurden.

Schweine, die mit BAPN und Chirurgie behandelt wurden, hatten eine mittlere Aortendilatation von 89,9 % bis 47,4 % an Tag 7, 105,4 % bis 58,1 % am 14. Tag und 113,5 % bei 30,2 % am 28. Tag. Schweine, die allein mit einer Operation behandelt wurden, hatten deutlich kleinere Aneurysmen als BAPN + Operationstiere an Tag 28 (p < 0.0003). Die BAPN + Chirurgiegruppe hatte makroskopische und immunhistochemische Beweise für eine aneurysmale Endstadium-Erkrankung.

Klinisch signifikante infrarote AAA kann mit Ballonangioplastie, Elastase/Kollagenase-Perfusion und topischer Anwendung induziert werden, ergänzt mit oralem BAPN. Dieses Modell erzeugt große, klinisch signifikante AAA mit Merkmalen menschlicher Krankheiten. Dies hat wichtige Auswirkungen auf die Aufklärung der AAA-Pathogenese und die Erprobung neuartiger Therapien und Geräte zur Behandlung von AAA. Zu den Einschränkungen des Modells gehören Variationen in BAPN, die durch Schweine aufgenommen werden, die Qualität der Elastaseperfusion und die Kosten von BAPN.

Einleitung

Nach Angaben des Center for Disease Control (CDC) sind Aortenaneurysmen (AA) eine der Haupttodesursachen in den Vereinigten Staaten und stellen eine erhebliche Krankheitslast^{dar 1}. Ein Aortenaneurysm ist definiert als eine Dilatation eines diskreten Teils des Gefäßlumens um über 50%². Eine Teilmenge von AA im Bauch, die als abdominale Aortenaneurysmen (AAA) bezeichnet wird, sind ein wachsendes Problem. AAA bleiben klinisch still bis zu drohendem Bruch oder Zerlegung, mit akutem Beginn, starke Bauchschmerzen in der Regel das einzige präsentierende Symptom^3,4. Rupture of AAA ist fast immer tödlich mit einer Sterblichkeitsrate von 90%⁵. Offene oder endovaskuläre Chirurgie ist die einzige therapeutische Option für Patienten, und kann ein hochmorbides Verfahren sein. Wichtig ist, dass AAA eine der wenigen Herz-Kreislauf-Erkrankungen ohne medizinische Therapie zur Heilung ist.

Bis heute konzentrierte sich ein Großteil der Forschung entocher nagetierese auf Nagetiermodelle, mit Elastase, einem Enzym, das Elastin in den Aortenmedien abbaut, um Aneurysmen zu induzieren. ^6,7 Die klinische Übertragbarkeit von Kleintiermodellen auf menschliche aneurysmale Erkrankungen ist jedoch eingeschränkt, da die Bewertung struktureller Veränderungen in der Aorta und die veränderte Hämodynamik aufgrund ihrer Größe begrenzt sind. Aufgrund der anatomischen und größenähnlichen Ähnlichkeit korreliert das Schweinekreislaufsystem besser mit der menschlichen Biologie als Nagetiere⁸. Große Tiermodelle ermöglichen ein besseres Verständnis der zellulären Mechanismen des Krankheitsprozesses, können neuartige Behandlungen in therapeutischen Dosen für große Säugetiere entwickeln und mechanische Reparaturgeräte testen, was in Kleintiermodellen nicht möglich wäre. Darüber hinaus repliziert die akute Natur von Nagetiermodellen nicht die Chronik und pathologische Eigenschaften der menschlichen aneurysmalen Krankheit.

Die Kombination von Elastase und einer Verbindung namens "Aminopropionitril" (BAPN) hat murine AAA-Modelle revolutioniert, indem sie Größere aneurysmen erzeugt, die Fortsetzungen chronischer aneurysmaler Erkrankungen enthalten, einschließlich Wand-Thrombus, Dissektion und Bruch⁹. BAPN ist ein Inhibitor der Lysyloxidase, die für die Kollagenvernetzung unerlässlich ist, ein entscheidender Bestandteil der Aortenwand^10,11,12. Lysyloxidase Aktivität nimmt mit dem Altern und angesichts der Assoziation des Alters und die chronische Natur der komplizierten AA, BAPN hat großes Potenzial, die Auswirkungen des Alterns experimentell zu imitieren^9,13,14. Die Verwendung von BAPN und seine Fähigkeit, chronische Krankheiten in einer subakuten Umgebung zu replizieren, bietet einen neuen Vorteil gegenüber alternativen großen Tiermodellen von AAA. Im Vergleich zu anderen etablierten Poren-AAA-Modellen erzeugt dieses Modell die größten Aneurysmen mit Merkmalen der Endstadium-Krankheit, und die Ergebnisse wurden bereits veröffentlicht^8,11,15.

Während bestimmte Vorteile gewährt werden, sind erhebliche Ressourcen und Investitionen erforderlich, um dieses Modell erfolgreich zu vervollständigen, was einige Ermittler abschrecken könnte. Zu diesen Ressourcen gehören der Zugang zu Operationssälen, qualifizierten Chirurgen und Anästhesieanbietern, Tierhaltung und Veterinärpersonal, um bei der postoperativen Versorgung zu helfen. Darüber hinaus können die Kosten für BAPN für einige Labore unerschwinglich teuer sein.

Es gibt nur wenige große Tiermodelle, um die komplexe Pathophysiologie der AAA-Bildung zu untersuchen und in menschliche Krankheiten zu übersetzen. Große Tiermodelle von AAA sind entscheidend, um die Lebensfähigkeit neuartiger Technologien und Behandlungen für menschliche Krankheiten zu beurteilen. Daher bestand der Zweck dieser Studie darin, ein reproduzierbares Modell des fortgeschrittenen Infrarot-AAA bei Schweinen zu erstellen. Die Begründung für die Verwendung von BAPN und Elastase-Schweinemodell ist es, die Pathophysiologie von AAA besser zu verstehen, indem die chronische Natur und Diefolgen der menschlichen aneurysmalen Krankheit in einer akuten oder subakuten Umgebung nachgeahmt werden, sowie neuartige Therapien und Geräte für AAA zu testen. Behandlung.

Protokoll

Tierprotokolle wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Virginia (Nr. 3848) genehmigt.

HINWEIS: Dieses Modell wurde bereits von Cullen et al. veröffentlicht und ist ein modifiziertes Protokoll, das von Hynecek et al.^8,15beschrieben wird.

1. Tiere

1. Verwenden Sie nicht kastrierte männliche Schweine mit einem Gewicht von 20-30 kg für die Experimente.
2. Um den Anteil der gewichtsbasierten Dosen von BAPN aufgenommen zu maximieren, geben Sie Schweinen geteilte Mahlzeiten von Standard-Chow und 0,15 g/kg BAPN gemischt mit Vollmilch-Normaljoghurt oder nassen Hundefutter. Starten Sie die BAPN-Administration 7 Tage vor der Indexoperation, um einen stabilen Zustand im Blut zu erreichen, und täglich während des postoperativen Kurses.
   HINWEIS: BAPN hat zahlreiche Nebenwirkungen, wenn in großen Mengen aufgenommen. Isolationsvorkehrungen für Mitarbeiter wie Mütze, Kleider, Handschuhe und Schuhbezüge sollten getragen werden, wenn sie mit Tieren interagieren, die mit BAPN gefüttert werden, oder mit BAPN umgehen.
3. Machen Sie Schweine null pro os (NPO) in der Nacht vor der Operation.

2. Anästhesie

1. Induzieren Sie Vollnarkose (GA) mit Tiletamin-Zolzepam 6 mg/kg, Xylazin (2 mg/kg) und Atropinsulfat (0,04 mg/kg) intramuskulär verabreicht.
2. Intubieren Sie das Schwein mit einem Standard-Endotrachealrohr (ETT) und Miller-Klinge.
3. Erhalten Sie peripheren intravenösen (IV) Zugang mit einem 16 oder 18 Gauge IV in einer Ohrvene und sicher an Ort und Stelle mit Klebeband.
4. Schließen Sie die ETT an die Anästhesiemaschine an und halten Sie GA mit inhaliertem Isofluran (0,2 mg/kg).
5. Wenden Sie Elektrokardiogramm (EKG) Leads und Pulsoximetrie an, um Vitalzeichen während der Operation zu überwachen. Nehmen Sie die orale Temperatur am Anfang des Gehäuses ein. Legen Sie ein Elektrokauter-Pad auf einen abhängigen Teil des Schweins.
6. Stellen Sie sicher, dass ein Mitarbeiter ständig Vitalzeichen überwacht und regelmäßig aufzeichnet, um sicherzustellen, dass das Schwein angemessen beruhigt, belüftet und mit Sauerstoff versorgt wird, und um jede hämodynamische Instabilität während der Chirurgie.

3. Chirurgische Technik

1. Sterilisation des Operationsbereichs mit steriler Gaze, Povidon-Jod und 70% Isopropylalkohol. Das Schwein in der üblichen sterilen Weise drapieren. Nehmen Sie eine Blutprobe vor dem Schnitt.
   HINWEIS: An dieser Stelle müssen alle Geräte, einschließlich Instrumente, Ballons, Drähte usw. steril sein.
2. Mit einer Elf Klinge oder Bovie Elektrokautery, führen Sie eine Mittellinie Laparotomie, um die Bauchhöhle zu betreten.
3. Verdrängen Sie die Bauchviszera cephalad auf die linke Seite des Schweins, um das Retroperitoneum freizulegen. Bedecken Sie den Darm mit einem feuchten blauen Handtuch, um Austrocknung zu vermeiden. Machen Sie einen scharfen Schnitt, um das Retroperitoneum zu betreten, so dass der Zugang zu den unteren Vena cava (IVC) und Infrarot-Bauchaorta.
   HINWEIS: Die Identifizierung und der Schutz der Harnleiter bei diesem Teil des Falles ist von entscheidender Bedeutung. Die retroperitoneale Anatomie der Schweine (einschließlich des Verlaufs der Harnleiter) spiegelt grob den des Menschen wider, mit subtilen Variationen, die unten beschrieben werden.
4. Circumferentially sezieren die Aorta von den Nierengefäßen, minderwertig zu der aorten trifurkation. Achten Sie darauf, IVC und Lendenschlagsaderverletzungen zu vermeiden. Sobald die gesamte Infrarot-Aorta freigelegt ist, verwenden Sie Sättel, um den Aortendurchmesser im mittleren Teil der Infrarot-Aorta zu messen.
   HINWEIS: Im Gegensatz zum Menschen haben Schweine eine Aortentrifurkation, nicht Bifurkation.
5. Identifizieren Sie die kaudale mesentische Arterie auf dem vorderen Teil der Infrarot-Aorta, die in der Regel ein paar Zentimeter proximal zur Aortentrifurkation liegt. Diese Arterie existiert beim Menschen nicht. Sezieren, klemmen und transsektifizieren diese Arterie. An diesem Punkt, verabreichen 5000 Einheiten von unfraktioniertem Heparinsulfat intravenös.
6. Kanülieren Sie die kaudale mesenterische Arterie mit einer 0,018 in Edelstahl-Drahtführung aus einem Mikropuncture-Einführset. Die Arterie über den Draht mit einem 5 French (Fr) und dann einem 7 Fr Einführungsmittel zu depilieren.
7. Lassen Sie den 7 Fr Einführungsmittel an Ort und Stelle, ersetzen Sie die 0.018 in Draht mit einem 0.035 in Guidewire, und entfernen Sie dann die 7 Fr Einführung, um sicherzustellen, dass Hämostase mit einem Finger über der Kanulationsstelle, wie der Einführer entfernt wird. Legen Sie einen 0,035 in Führungsdraht ein, bis ca. 30 cm Drahtreste oder Widerstand festgestellt werden.
8. Legen Sie einen 16 mm perkutanen transluminalen Angioplastieballon über den Draht in die Infrarot-Aorta ein und positionieren Sie ihn in der Mitte der sezierten Aorta. Aufblasen Sie den Ballon, während Sie den Durchmesser der erweiterten Aorta zeitweise mit Sätteln messen, bis die maximale Dilatation etwa 80 % größer ist als Ihre Ausgangsmessung.
9. Nach 10 min Reperfusion, Kreuz klemmen die Aorta nur distal zu den Nierengefäßen und proximal zur Aortentrifurkation. Identifizieren und klemmen Sie die zuvor sezierten Lendengefäße, um die Infrarotaorta aus der systemischen Zirkulation zu isolieren. Dies ist wichtig, um eine systemische Perfusion von Elastase zu vermeiden, die eine septische Reaktion in der akuten postoperativen Periode verursachen kann.
10. Führen Sie den 7 Fr-Einflütiger über den Draht wieder ein und entfernen Sie den Draht. Spülen Sie das isolierte Aortensegment mit Einer Saline, die kein Auslaufen von Flüssigkeit sichsichert. Verbinden Sie die Elastase(500 Einheiten) und die Kollagenaselösung (8000 Einheiten) mit dem Einschleuser und durchdringen Sie 30 ml unter konstantem manuellen Druck 10 min in die isolierte Aorta. Die gesamten 30 ml Lösungen sollten in das isolierte Segment eingeführt werden.
    HINWEIS: Ein gut durchlässiges Aortensegment sollte straff sein, ohne dass die Aortenwand oder die Kanulationsstelle austritt. Eine Gefäßschleife kann nur proximal zur Cannulationsstelle gewickelt werden, um sicherzustellen, dass keine Elastase entweicht. Im Laufe von 10 min kann eine Elastase/Kollagenase-Lösung beobachtet werden, die durch die Aortenwand "weint".
11. Nach 10 min die Lösung aus dem Aortenlumen mit Saline bewässern. Entfernen Sie den Einfläten und ligate den kaudalen mesenterischen Arterienstumpf. Lösen Sie alle Klemmen (Lumbarklemmen zuerst, gefolgt von distaler Klemme, dann proximale Klemme).
    HINWEIS: Beschränken Sie die Klemmzeit auf nicht mehr als 10 min, um Rückenmarks-Ischämie zu verhindern. Lassen Sie einen Reparaturstich (5-0 Polypropylen) im Falle einer Blutung aus dem kaudalen mesenterischen Arterienstumpf nach dem Lösen der Kreuzklemmen beladen.
12. Ein 2 cm x 5 cm chirurgisches Gazestück mit 20 ml unverdünnter Elasse (27 Einheiten/ml) einweichen und 10 min um die eingegriffene Aorta wickeln. Nehmen Sie ein Maß der Aorta nach allen Eingriffen mit einem Bremssattel.
13. Den Bauch mit Derinlin bewässern, den Darm ersetzen und den Bauch in drei Schichten schließen. BAPN hemmt die Wundheilung, so um das Risiko von Wundabbau und faszialer Dehiszenz zu minimieren, verwenden Sie Naht mit einer langen Absorptionszeit und achten Sie darauf, vernünftig kleine Bisse von Gewebe auf jeder Schicht zu nehmen. Verwenden Sie eine laufende synthetische resorbierbare Monofilament 1 Looped Polydioxanone (PDS) Naht für die Faszie, eine laufende geflochtene resorbierbare 2-0 Naht für die tiefe Dermal später, und eine laufende subkutikuläre resorbierbare Monofilament-Naht (4-0) für die Haut.

4. Postoperative Pflege

1. Verwenden Sie 0,2 mg/kg subkutanes Buprenorphin-SR für postoperative Analgesie. Bewerten Sie jedes Schwein dreimal täglich für die ersten drei postoperativen Tage auf Anzeichen von Schmerzen und Beschwerden und verabreichen Sie zusätzliche Analgesie, wenn sie identifiziert werden.
2. Verabreichen Sie postoperative Antibiotika (1 g Cephalexin intramuskulär) auf POD 1-3.
3. Sozial beherbergenTiere nach POD 3.

5. Aortengewebebeschaffung

1. Führen Sie die Gewebebeschaffung entweder auf POD 7, 14 oder 28 durch.
2. Induzieren Sie GA, wie in den Schritten 2.1-2.5 oben beschrieben.
   HINWEIS: Die Endaortengewebebeschaffung muss nicht steril sein.
3. 5.3. Öffnen Sie den vorherigen Mittellinien-Laparotomie-Einschnitt wieder, da sie sich des anderebauchigen Darms an der vorderen Bauchwand bewusst ist. Spiegeln Sie den Darm, um das Retroperitoneum und Aorta ähnlich Schritt 3.3 oben auszusetzen.
4. Sezieren Sie die Aorta, bis das Aneurysm freigelegt wird, und messen Sie den Außendurchmesser des aneurysmalen Segments mit Sätteln. Aortendilatation berechnen (%) mit der folgenden Gleichung: [(Ernte Infrarotdurchmesser - anfänglicher operativer Infrarotdurchmesser) x 100%]. Sobald die Messung erreicht ist, verabreichen Sie eine tödliche Dosis von Pentobarbital-Phenytoin (z. B. Euthasol) durch Injektion in das IVC.
5. Sezieren Sie die Aorta von der Trifurkation zur suprarenalen Aorta und expflanzen Sie das aneurysmale Segment mit einem Kontrollsegment unbehandelter Aorta. Legen Sie die Probe entweder in flüssigen Stickstoff oder Formalin für die histologische Bewertung.

Ergebnisse

Alle statistischen Analysen wurden mit Fisher exakter Test oder Chi-Quadrat-Test durchgeführt. Datenwerte werden als mittlere Aortendilatation (%) - Standardabweichung (%) gemeldet. Die statistische Signifikanz wurde P < 0,05 festgelegt. Die Kombination von BAPN und Chirurgie, die eine Elastase-Behandlung (Chirurgie/Elastase) bietet, schafft eine robustere und reproduzierbarere AAA bei Schweinen an Tag 28 im Vergleich zu denen, die mit Einer Operation und Elastase allein behandelt werden (mittlere Aortendilatation (%) -...

Diskussion

Ein neuartiges Modell der infraroten AAA in Schweinen wurde mit einer Kombination aus Ballonangioplastie, Perfusion und topischer Elastase und Diät als BAPN erstellt. Mit diesem Modell wurde eine aortende Dilatation von >100% mit groben und histologischen Merkmalen der chronischen menschlichen aneurysmalen Erkrankung erreicht. Dieses Modell bietet ein Tor, um die komplexe Pathophysiologie von AAA weiter zu verstehen und mögliche Therapien in menschliche Krankheiten zu übersetzen.

Frühere M...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Arrow Ergo Pack System	Arrow	CDC-21242-X1A	Just need 7 Fr dilator
Atlas PTA Balloon dilation catheter	Bard	AT-120184	16 mm x 4 cm x 120 cm
Bovie electrocautery	Bovie Medical	A2350
Collagenase Type 1 (5 gm)	Worthington	LS004196
Crile Needle drviers	MFI medical	61-2201
DeBakey Atraumatic Forceps	MFI medical	52-4977
DeBakey Peripheral Vascular Clamp	Medline	MDS1318119
Glidewire	Terumo Interventional Systems	GS3506	outer Wire diameter 0.035 mm, Length 150 cm
GraphPad Prism 6	GraphPad Software Inc. La Jolla, Calif)		statistical software
Metzenbaum Scissors	MFI medical	61-0004
Mayo-Hegar Needle Holder	tiger medical	N407322
Micropuncture Introducer Set	Cook	G47946
Mixter Forceps, Standard Grade, Right angle	Cole-Parmer	UX-10818-16
Monocryl suture	Ethicon	Y496G-BX	4-0 monocryl
PDS II suture	Ethicon	D8926	Number 1 looped
Porcine Pancreatic Elastase	Sigma-Aldrich	E1250
Satinsky Vascular Clamps	Medline	MDs5632515
Suction canister	Cardinal Health	65651212
Schuco Aspirator	MFI medical	S430A
Vicryl suture	Ethicon	J789D-SD	2-0 vicryl
Yankauer Suction tube	Sklarcorp	07-1801