Modèle porcin de l'anévrisme aortique abdominal infrarenal

Résumé

Ce nouveau modèle crée des anévrismes aurifiques aurifiques abdominaux infrarérérés robustes chez les porcs à l'aide d'une combinaison d'angioplastie ballon, d'élastase/perfusion de collagène, d'application topique d'élastase et d'administration aminopropionitrile composée de composés oraux, qui interfère avec le collage.

Résumé

Les grands modèles animaux pour étudier les anévrismes aortiques abdominaux sont clairsemés. Le but de ce modèle est de créer des anévrismes aurifères aurifères abdominaux infrarérérés reproductibles et cliniquement significatifs (AAA) chez les porcs. Pour ce faire, nous utilisons une combinaison d'angioplastie ballon, l'élastase et la collagène, et un inhibiteur de l'oxidase lysyl, appelé aminopropionitrile (BAPN), pour créer des anévrismes aurifères infrarérés cliniquement significatifs, analogues à la maladie humaine.

Les porcs mâles non castrés sont nourris BAPN pendant 7 jours avant la chirurgie pour atteindre un état stable dans le sang. Une laparotomie de midline est exécutée et l'aorte infrarénale est circonférentielle disséquée. Une mesure initiale est enregistrée avant l'induction d'aneurysm avec une combinaison de l'angioplastie de ballon, de l'élastase (500 unités)/collagène (8000 unités) perfusion, et de l'application topique d'élastase. Les porcs sont nourris BAPN tous les jours jusqu'à la procédure terminale le jour postopératoire 7, 14, ou 28, au moment où l'anévrisme est mesuré, et le tissu acheté. Les porcs de chirurgie baPN sont comparés aux porcs qui ont subi la chirurgie seul.

Les porcs traités par BAPN et la chirurgie avaient une dilatation aortique moyenne de 89,9 % - 47,4 % au jour 7, 105,4 % - 58,1 % au jour 14, et 113,5 % - 30,2 % au jour 28. Les porcs traités par chirurgie seule avaient des anévrismes significativement plus petits que les animaux de chirurgie BAPN au jour 28 (p lt; 0,0003). Le groupe de chirurgie de BAPN a eu l'évidence macroscopic et immunohistochemical de la maladie aneurysmal de phase finale.

L'AAA infrarérérérérénal cliniquement significatif peut être induit utilisant l'angioplastie de ballon, la perfusion d'élastase/collagenase et l'application topique, complétée avec LE BAPN oral. Ce modèle crée de grands AAA cliniquement significatifs avec des caractéristiques de la maladie humaine. Cela a des implications importantes pour l'élucidation de la pathogénie AAA et l'essai de nouvelles thérapies et dispositifs pour le traitement de l'AAA. Les limites du modèle comprennent la variation du BAPN ingéré par les porcs, la qualité de la perfusion d'élastase et le coût de BAPN.

Introduction

Selon le Center for Disease Control (CDC), les anévrismes aortiques (AA) sont l'une des principales causes de décès aux États-Unis et représentent une charge de morbidité importante¹. Un anévrisme aortique est défini comme une dilatation d'une partie discrète du vaisseau lumen par plus de 50%². Un sous-ensemble de AA dans l'abdomen, désigné sous le sujet les anévrismes aortiques abdominaux (AAA) sont une préoccupation croissante. AAA restent médicalement silencieux jusqu'à la rupture ou la dissection imminente, avec le début aigu, la douleur abdominale grave étant généralement le seul symptôme présentant^3,4. La rupture de l'AAA est presque toujours fatale avec un taux de mortalité de 90%⁵. La chirurgie ouverte ou endovasculaire est la seule option thérapeutique pour les patients, et peut être une procédure très morbide. Fait important, AAA sont l'une des rares maladies cardiovasculaires sans thérapie médicale pour guérir.

À ce jour, une grande partie de la recherche sur la pathogénie AAA s'est concentrée sur les modèles de rongeurs, en utilisant l'élastase, qui est une enzyme qui dégrade l'élastine trouvée dans le milieu aortique, pour induire des anévrismes. ^6,7 Cependant, la traductibilité clinique des modèles de petits animaux à la maladie aneurysmal humaine est limitée, car l'évaluation des changements structurels dans l'aorte, et l'hémodynamique altérée sont limitées en raison de la taille. En raison de la similitude anatomique et de taille, le système circulatoire porcin est mieux corrélé avec la biologie humaine que les rongeurs⁸. Les grands modèles animaux permettent une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires du processus de la maladie, peuvent être utilisés pour développer de nouveaux traitements à des doses thérapeutiques pour les grands mammifères, et tester des dispositifs de réparation mécanique, ce qui ne serait pas possible dans les modèles de petits animaux. En outre, la nature aigue des modèles de rongeurs ne reproduit pas la chronicité et les caractéristiques pathologiques de la maladie aneurysmal humaine.

La combinaison de l'élastase et d'un composé appelé aminopropionitrile (BAPN) a révolutionné les modèles aAA murine, en créant des anévrismes qui sont plus grands et contiennent des séquellede de maladie aneurysmal chronique, y compris la peinture murale thrombus, la dissection, et la rupture⁹. BAPN est un inhibiteur de lysyl oxidase, qui est essentiel pour le collagène crosslinking, un composant crucial de la paroi aortique^10,11,12. Lysyl oxidase activité diminue avec le vieillissement et compte tenu de l'association de l'âge et la nature chronique de compliqué AA, BAPN a un grand potentiel pour imiter expérimentalement les effets du vieillissement^9,13,14. L'utilisation de BAPN et sa capacité à reproduire les maladies chroniques dans un contexte subaigu offre un nouvel avantage par rapport aux modèles alternatifs de grands animaux de l'AAA. Comparé à d'autres modèles aAA porcins établis, ce modèle crée les plus grands aneurysms avec des caractéristiques de la maladie de phase finale, et les résultats ont été précédemment édités^8,11,15.

Tout en conférant certains avantages, des ressources et des investissements importants sont nécessaires pour mener à bien ce modèle qui pourrait dissuader certains chercheurs. Parmi ces ressources, mentionnons l'accès aux salles d'opération, aux chirurgiens et aux fournisseurs d'anesthésie qualifiés, au logement des animaux et au personnel vétérinaire pour aider aux soins postopératoires. En outre, le coût de BAPN peut être prohibitif pour certains laboratoires.

Peu de grands modèles animaux existent pour étudier la pathophysiologie complexe de la formation AAA et se traduire par maladie humaine. Les grands modèles animaux de l'AAA sont essentiels pour aider à évaluer la viabilité de nouvelles technologies et traitements pour les maladies humaines. Par conséquent, le but de cette étude était de créer un modèle reproductible de l'AAA infrarérérée de stade avancé dans le porc. La raison d'être de l'utilisation du MODÈLE BAPN et de l'élastase porcine est de mieux comprendre la physiopathologie de l'AAA en imitant la nature chronique et la séquelle de la maladie anévrismale humaine dans un contexte aigu ou subaigu, ainsi que de tester de nouvelles thérapies et dispositifs pour AAA Traitement.

Protocole

Les protocoles sur les animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université de Virginie (no 3848).

REMARQUE: Ce modèle a déjà été publié par Cullen et al. et est un protocole modifié décrit par Hynecek et al.^8,15.

1. Animaux

1. Utilisez des porcs mâles non castrés pesant de 20 à 30 kg pour les expériences.
2. Afin de maximiser la proportion de doses de BAPN ingérées à base de poids, fournissez aux porcs des repas divisés de chow standard et 0,15 g/kg de BAPN mélangés avec du yogourt nature au lait entier ou de la nourriture humide pour chiens. Démarrer l'administration BAPN 7 jours avant l'opération de l'index pour atteindre l'état stable dans le sang, et tous les jours pendant le cours post-opératoire.
   REMARQUE: BAPN a de nombreux effets secondaires s'il est ingéré en grandes quantités. Les précautions d'isolement pour le personnel, y compris les casquettes, les robes, les gants et les couvre-chaussures, doivent être portées chaque fois qu'ils interagissent avec des animaux nourris au BAPN ou qui manipulent le BAPN.
3. Faire des porcs nuls par os (NPO) la nuit précédant la chirurgie.

2. Anesthésie

1. Induire l'anesthésie générale (GA) à l'aide de tiletamine-zolzepam 6 mg/kg, xylazine (2 mg/kg) et sulfate d'atropine (0,04 mg/kg) administré par voie intramusculaire.
2. Intuber le porc à l'aide d'un tube endotrachéal standard (ETT) et d'une lame Miller.
3. Obtenir un accès intraveineux périphérique (IV) à l'aide d'une jauge IV de 16 ou 18 dans une veine d'oreille et fixer en place avec du ruban adhésif.
4. Connectez l'ETT à la machine d'anesthésie et maintenez l'AG à l'aide d'isoflurane inhalé (0,2 mg/kg).
5. Appliquer l'électrocardiogramme (EKG) conduit et l'oxymétrie des impulsions pour surveiller les signes vitaux pendant la chirurgie. Prenez la température orale au début de l'affaire. Placer un tampon électrocériste sur la partie dépendante du porc.
6. Assurez-vous qu'un membre de votre personnel surveille continuellement et enregistre régulièrement des signes vitaux pour s'assurer que le porc est correctement sédatif, ventilé et oxygéné, ainsi que pour identifier et intervenir de façon appropriée sur toute instabilité hémodynamique pendant le Chirurgie.

3. Technique chirurgicale

1. Effectuer la stérilisation de la zone chirurgicale à l'aide de gaze stérile, povidone-iode et 70% d'alcool isopropyl. Drapelez le cochon de la manière stérile habituelle. Prenez un échantillon de sang avant l'incision.
   REMARQUE : À ce stade, tout l'équipement, y compris les instruments, les ballons, les fils, etc. doit être stérile.
2. À l'aide d'une lame onze ou d'une électrocautérie Bovie, effectuez une laparotomie médiane pour entrer dans la cavité abdominale.
3. Déplacer le céphalade viscéraabdominal à gauche du porc pour exposer le rétroperitoneum. Couvrir l'intestin d'une serviette bleue humide pour éviter la dessiccation. Faire une incision forte pour entrer dans le retroperitoneum, permettant l'accès à la veine inférieure cava (IVC) et l'aorte abdominale infrarénale.
   REMARQUE : L'identification et la protection des ureters bilatéralement sont cruciales à cette partie du cas. L'anatomie rétropéritonéale porcine (y compris le cours des uretères) reflète grossièrement celle de l'homme, avec des variations subtiles détaillées ci-dessous.
4. Disséquement circoncientiellement l'aorte des vaisseaux rénaux, inférieure à la trifurcation aortique. Prenez soin d'éviter les blessures à l'IVC et à l'artère lombaire. Une fois que l'aorte infrarénale entière est exposée, utilisez des étriers pour mesurer le diamètre aortique à la partie médiane de l'aorte infrarénale.
   REMARQUE : Contrairement aux humains, les porcs ont une trifurcation aortique, et non une bifurcation.
5. Identifiez l'artère mésentérique caudale sur la partie antérieure de l'aorte infrarénale, qui se trouve habituellement quelques centimètres proximal à la trifurcation aortique. Cette artère n'existe pas chez l'homme. Disséquez, serrez et transectez cette artère. À ce stade, administrer 5000 unités de sulfate d'héparine non fractionné par voie intraveineuse.
6. Cannulate l'artère mésentérique caudale avec un 0.018 dans le guide en acier inoxydable de l'introduction d'un ensemble d'introduction de micropuncture. Dilate en série l'artère sur le fil avec un 5 Français (Fr) puis un introducteur 7 Fr.
7. En laissant l'introducteur 7 Fr en place, remplacer le 0.018 dans le fil avec un 0.035 dans le fil de guidage, puis retirer l'introducteur 7 Fr, en assurant l'hémostase avec un doigt sur le site de cannulation que l'introducteur est enlevé. Insérez un 0,035 dans le fil de guidage jusqu'à ce qu'il reste environ 30 cm de fil ou que de la résistance soit rencontrée.
8. Insérez un ballon d'angioplastie transluminale percutané de 16 mm au-dessus du fil dans l'aorte infrarénale et placez-le au milieu de l'aorte disséquée. Gonflez le ballon tout en mesurant par intermittence le diamètre de l'aorte dilatée avec des étriers jusqu'à ce que la dilatation maximale soit environ 80 % supérieure à votre mesure de référence.
9. Après 10 min de réperfusion, la pince croisée de l'aorte juste distal aux vaisseaux rénaux et proximal à la trifurcation aortique. Identifiez et pincez les vaisseaux lombaires précédemment disséqués pour isoler l'aorte infrarénale de la circulation systémique. Ceci est important pour éviter la perfusion systémique de l'élastase, qui peut causer une réponse septique dans la période postopératoire aigue.
10. Réintroduire l'introducteur 7 Fr sur le fil et retirer le fil. Rincer le segment aortique isolé avec salin assurant aucune fuite de liquide. Connectez la solution d'élastase (500 unités) et de collagène (8000 unités) à l'introducteur et perfuse zifiez 30 mL dans l'aorte isolée sous une pression manuelle constante pendant 10 min. L'ensemble des 30 ml de solutions devrait être introduit dans le segment isolé.
    REMARQUE : Un segment aortique bien perfusé doit être tendu sans fuite de la paroi aortique ou du site de cannulation. Une boucle de navire peut être enveloppée juste proximal au site de cannulation pour s'assurer qu'aucune élastase ne s'échappe. Au cours de 10 min, la solution d'élastase/collagenase peut être observée en pleurs à travers la paroi aortique.
11. Après 10 min, irriguer la solution du lumen aortique avec saline. Retirez l'introducteur et ligate la souche d'artère mésentérique caudale. Relâchez toutes les pinces (pinces lombaires d'abord, suivies de la pince distale, puis de la pince proximale).
    REMARQUE : Limitez le temps de pince à un pas plus de 10 min afin de prévenir l'ischémie de la moelle épinière. Charger un point de réparation (5-0 polypropylène) en cas de saignement de la souche de l'artère mésentérique caudale après la libération des pinces croisées.
12. Tremper un morceau de gaze chirurgicale de 2 cm x 5 cm avec 20 ml d'élastase non diluée (27 unités/mL) et enrouler autour de l'aorte intervenue pendant 10 min. Prenez une mesure de l'aorte après toutes les interventions avec un étrier.
13. Irriguer l'abdomen avec salin, remplacer l'intestin, et fermer l'abdomen en trois couches. BAPN inhibe la cicatrisation des plaies, afin de minimiser les risques de dégradation des plaies et de déhiscence fasciale, utiliser la suture avec un temps d'absorption séminable et assurez-vous de prendre judicieusement de petites morsures de tissu à chaque couche. Utilisez une suture synthétique absorbable en cours d'exécution monofilament 1 Polydioxanone (PDS) pour le fascia, une course tressée absorbable 2-0 suture pour la dermique profonde plus tard, et un monofilament sous-cuticulaire en cours d'exécution (suture 4-0) pour la peau.

4. Soins postopératoires

1. Utiliser 0,2 mg/kg de buprénorphine-SR sous-cutanée pour l'analgésie postopératoire. Évaluer chaque porc trois fois par jour pendant les trois premiers jours postopératoires pour déceler les signes de douleur et d'inconfort et administrer une analgésie supplémentaire si elle est identifiée.
2. Administrer des antibiotiques postopératoires (1 g de céphalexine par voie intramusculaire) sur POD 1-3.
3. Animaux de maison socialement pod 3.

5. Approvisionnement en tissus aortiques

1. Effectuer l'approvisionnement en tissus sur le POD 7, 14 ou 28.
2. Induire l'AG telle qu'elle est décrite dans les étapes 2.1-2.5 ci-dessus.
   REMARQUE : L'approvisionnement en tissus aortiques terminals n'a pas besoin d'être stérile.
3. 5.3. Rouvrez l'incision laparotomie médiane précédente, étant conscient de l'intestin adhéré à la paroi abdominale antérieure. Réfléchissez l'intestin pour exposer le retroperitoneum et l'aorte similaire à l'étape 3.3 ci-dessus.
4. Disséquer l'aorte jusqu'à ce que l'anévrisme soit exposé et mesurer le diamètre externe du segment anévrismal avec des étriers. Calculer la dilatation aortique (%) en utilisant l'équation suivante : [(récolte du diamètre infraréréréréré - diamètre infraréréréopérationnel opérationnel initial) x 100 %]. Une fois la mesure atteinte, administrer une dose létale de pentobarbital-phénytoïne (p. ex. Euthasol) par injection dans l'IVC.
5. Disséquez l'aorte de la trifurcation à l'aorte suprarénale et explantez le segment anévrismal avec un segment témoin de l'aorte non traitée. Placez l'échantillon dans de l'azote liquide ou de la formaline pour l'évaluation histologique.

Résultats

Toutes les analyses statistiques ont été effectuées à l'aide du test exact de Fisher ou du test carré chi, le cas échéant. Les valeurs des données sont déclarées comme dilatation aortique moyenne (%) - écart type (%). L'importance statistique a été fixée p 'lt; 0.05. La combinaison de BAPN et de chirurgie fournissant un traitement à l'élastase (chirurgie/élastase) crée un AAA plus robuste et reproductible chez les porcs au jour 28 par rapport à ceux traités par chirurgie et élastase seul (dilatation ...

Discussion

Un modèle nouveau de l'AAA infrarérérédans dans le porc a été créé utilisant une combinaison de l'angioplastie de ballon, de perfusion et d'élastase topique, et diététique comme BAPN. À l'aide de ce modèle, la dilatation aortique de 100 % a été réalisée avec des caractéristiques brutes et histologiques de la maladie aneurysmal humaine chronique. Ce modèle offre une passerelle pour mieux comprendre la physiopathologie complexe de l'AAA et traduire les thérapies potentielles en maladies humaines.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Arrow Ergo Pack System	Arrow	CDC-21242-X1A	Just need 7 Fr dilator
Atlas PTA Balloon dilation catheter	Bard	AT-120184	16 mm x 4 cm x 120 cm
Bovie electrocautery	Bovie Medical	A2350
Collagenase Type 1 (5 gm)	Worthington	LS004196
Crile Needle drviers	MFI medical	61-2201
DeBakey Atraumatic Forceps	MFI medical	52-4977
DeBakey Peripheral Vascular Clamp	Medline	MDS1318119
Glidewire	Terumo Interventional Systems	GS3506	outer Wire diameter 0.035 mm, Length 150 cm
GraphPad Prism 6	GraphPad Software Inc. La Jolla, Calif)		statistical software
Metzenbaum Scissors	MFI medical	61-0004
Mayo-Hegar Needle Holder	tiger medical	N407322
Micropuncture Introducer Set	Cook	G47946
Mixter Forceps, Standard Grade, Right angle	Cole-Parmer	UX-10818-16
Monocryl suture	Ethicon	Y496G-BX	4-0 monocryl
PDS II suture	Ethicon	D8926	Number 1 looped
Porcine Pancreatic Elastase	Sigma-Aldrich	E1250
Satinsky Vascular Clamps	Medline	MDs5632515
Suction canister	Cardinal Health	65651212
Schuco Aspirator	MFI medical	S430A
Vicryl suture	Ethicon	J789D-SD	2-0 vicryl
Yankauer Suction tube	Sklarcorp	07-1801