Automatisiertes Gegenstromzentrifugalsystem für die Kleinzellverarbeitung

Zusammenfassung

Automatisierung ist der Schlüssel zum Upscaling und Kostenmanagement in der Zellfertigung. Dieses Manuskript beschreibt den Einsatz eines Gegenstromzentrifugalzellverarbeitungsgeräts zur Automatisierung des Pufferaustauschs und der Zellkonzentrationsschritte für die kleinräumige Bioverarbeitung.

Zusammenfassung

Eine erfolgreiche Kommerzialisierung von Gen- und zellbasierten Therapien erfordert kostengünstige und skalierbare Herstellungsprozesse. Pufferaustausch und Produktkonzentration sind wesentliche Komponenten für die meisten Fertigungsprozesse. In den frühen Stadien der Produktentwicklung werden diese Schritte jedoch häufig manuell ausgeführt. Die manuelle Sackgassenzentrifufugation für den Pufferaustausch ist arbeitsintensiv, kostspielig und nicht skalierbar. Ein geschlossenes automatisiertes System kann diesen mühsamen Schritt effektiv eliminieren, aber die Implementierung kann eine Herausforderung sein. Hier beschreiben wir ein neu entwickeltes Zellverarbeitungsgerät, das sich für die kleine bis mittlere Zellverarbeitung eignet und die Lücke zwischen manueller Verarbeitung und großflächiger Automatisierung überbrücken soll. Dieses Protokoll kann einfach auf verschiedene Zelltypen und Prozesse angewendet werden, indem die Durchflussrate und die Zentrifugationsgeschwindigkeit geändert werden. Unser Protokoll zeigte eine hohe Zellwiederherstellung mit kürzeren Verarbeitungszeiten im Vergleich zum manuellen Prozess. Zellen, die sich aus dem automatisierten Prozess erholten, hielten auch ihre Proliferationsraten aufrecht. Das Gerät kann als modulare Komponente in einem geschlossenen Fertigungsprozess eingesetzt werden, um Schritte wie Pufferaustausch, Zellformulierung und Kryokonservierung aufzunehmen.

Einleitung

Die Landschaft der modernen Medizin hat sich durch die jüngsten Entwicklungen in Gen- und Zelltherapien (GCT) rasant verändert. Als eines der am schnellsten wachsenden Bereiche der Translationsforschung steht auch der GCT-Sektor vor einzigartigen und beispiellosen Herausforderungen. Neben robusten klinischen Ergebnissen sind effiziente und kostengünstige Herstellungsverfahren entscheidend für den wirtschaftlichen Erfolg von GCT, der in der Kleinfertigung besonders schwer zu erreichen ist¹. Die Kosten für Zeit, Arbeit und Qualitätssicherung werden erhöht, wenn jede Zellcharge nur wenige Dosen für einen Patienten anstatt für Hunderte oder Tausende produziert. Im Gegensatz zu allogenen Zelltherapien, bei denen die Herstellungsverfahren eher der Produktion von Antikörpern und rekombinanten Proteinen ähneln, werden autologe Zelltherapien typischerweise als kleinräumige Operationen produziert¹. Als relativ neues Phänomen in der biopharmazeutischen Fertigung²sind die Möglichkeiten für die Zellverarbeitung in kleinem Maßstab derzeit recht begrenzt.

Der Pufferaustausch ist für die Zellfertigung unerlässlich. Es ist einer der nachgelagerten Prozesse, bei denen Zellen aus Kulturmedien entfernt und zur Kryokonservierung oder Infusion konzentriert werden. Derzeit wendet die Herstellung von Kleinzellen häufig Ähnliche Prozesse an wie im akademischen Forschungsumfeld und setzt auf spezialisierte Reinräume, um die Sterilität zu erhalten³. Manuelle nachgelagerte Prozesse verwenden häufig Tischzentrifugen, um Zellen zur Volumenreduzierung und Pufferaustausch zu besinnen und wieder auszusetzen. Diese offenen Prozesse sind kostspielig (d.h. Arbeits- und Reinraumpflege) und haben eine begrenzte Fertigungskapazität, die nicht ideal für die kommerzielle Produktion^2,3sind.

Die Implementierung von Automatisierung wurde als Lösung zur Verbesserung der Fertigungseffizienz und zur Erreichung kommerzieller Produktionen^{vorgeschlagen 2}. Sterilität kann in zellbasierten Produkten nicht durch traditionelle Methoden für Biologika wie Gammabestrahlung oder Endendfiltration erreicht werden. Stattdessen wird ein automatisiertes geschlossenes System eingesetzt, um das Risiko von Kontaminationen zu reduzieren, und Betreiber, die auf Reinräume angewiesen sind, um die Sterilität zu erhalten⁴. Die Prozessautomatisierung behebt auch das Problem der Skalierbarkeit, indem entweder mehrere Systeme parallel ausgeführt werden (Scale-out) oder die Verarbeitungskapazität eines einzelnen Geräts erhöht wird (Scale-up), wodurch die Variabilität zwischen den Operatoren minimiert wird. Darüber hinaus legt die Kostenmodellierungsanalyse autologer Therapiennahe, dass die Automatisierung die Herstellungskosten 5^,6reduzieren kann. In einer autologen klinischen Stammzellstudie, in der eine automatisierte Fertigungsplattform verwendet wurde, wurde jedoch kein Kostenvorteil festgestellt⁷, was darauf hindeutet, dass der Kostenvorteil der Automatisierung vom einzelnen Herstellungsprozess abhängen kann.

Es gibt verschiedene Strategien, mit denen Automatisierung in einen bestehenden Fertigungsprozess eingeführt werden kann. Dies kann entweder durch die Implementierung einer vollständig integrierten Plattform oder einer modular enden basierten Verarbeitungskette erreicht werden. Es gibt mehrere voll integrierte Plattformen, die für die autologe Zellherstellung kommerziell erhältlich sind, wie CliniMACS Prodigy (Miltenyi Biotec), Cocoon (Octane Biotech) und Quantum (Terumo BCT). Diese integrierten Plattformen, die oft als "GMP-in-a-box" bezeichnet werden, haben geringe Anforderungen an die Infrastruktur und sind einfach zu bedienen. Die Fertigungskapazität eines vollständig integrierten Setups kann jedoch durch den an das System angeschlossenen Inkubator eingeschränkt werden. Beispielsweise ist die Kultivierungskapazität von Prodigy auf seine 400 ml Kammer⁸ begrenzt und die Quantum-Patrone hat eine begrenzunge Oberfläche von 2,1^m2 (entspricht 120 T175-Kolben)⁷, was für Patienten, die höhere Zelldosen^{benötigen, möglicherweise}nicht ausreicht 9^,10. Darüber hinaus haben Prodigy und Quantum ein gemeinsames Attribut, das ihre Verwendung einschränkt: Die Betriebseinheit wird während des gesamten Zellexpansionszeitraums von einer einzigen Charge nutzbesetzt, wodurch die Anzahl der Chargen begrenzt wird, die von jeder Einheit¹¹hergestellt werden können. Der modulare Automatisierungsansatz besteht darin, eine Fertigungskette mit mehreren modularen Einheiten zu schaffen, die den kommerziellen Fertigungsprozess simuliert^12,13. Dieser Ansatz, der das Kulturgerät vom Zellwaschgerät trennt, kann dadurch die Fertigungseffizienz maximieren. Ein ideales Verarbeitungsgerät wäre ein, das anpassungsfähig und skalierbar an Fertigungsanforderungen¹²ist.

Die CFC-Technologie (Counterflow Zentrifufugation), die bis in die 1970er Jahre zurückreicht, hat eine lange Geschichte in der Zellverarbeitung¹⁴. Es erreicht Zellkonzentration und Trennung durch Ausgleich der Zentrifugalkraft mit einer Gegenströmungskraft. Typischerweise tritt eine Zellsuspension vom schmalen Ende einer Zellkammer unter einer konstanten Durchflussrate ein, während sie einer Zentrifugalkraft ausgesetzt ist (Abbildung 1A). Der Fluss der Flüssigkeit wird in entgegengesetzter Richtung zur Fliehkraft ausgeübt. Dies wird als Gegenstromkraft bezeichnet, die einen Gradienten innerhalb der Zellkammer bildet. Die Gegenströmungskraft nimmt dann ab, wenn sich die Zellkammer von der Spitze der kegelförmigen Zellkammer wegweitet. Zellen mit höherer Dichte und größerem Durchmesser haben eine höhere Sedimentationsrate und erreichen so das Kraftgleichgewicht zur Spitze der kegelförmigen Zellkammer. Kleinere Partikel können das Gleichgewicht zur Basis der Kammer erreichen oder zu klein sein, um in der Kammer zurückgehalten zu werden und werden weggewaschen. Die FCKW-Technologie ist vor allem für ihre Anwendung in der Verarbeitung von Blutapherese-Produkten bekannt, wie die Isolierung von Monozyten für dendritische Zelltherapien^15,16. Im Hinblick auf den Pufferaustausch wurde die FCKW-Technologie nur in der Großfertigung¹⁷ eingesetzt und muss noch für die kleinere Herstellung von autologen Zelltherapien eingesetzt werden.

Um dem Bedarf an einem geeigneten Gerät für die Herstellung kleiner Zellen gerecht zu werden, wurde kürzlich ein automatisiertes FCKW-Gerät (siehe Materialtabelle)^entwickelt. Das automatisierte Zellverarbeitungsgerät nutzt die Gegenflusszentrifugationstechnologie, um Zellablagerungen zu entfernen und den Pufferaustausch zu erleichtern. Das Gerät führt einen Pufferaustausch mit einem Einweg-Kit durch, das steril mit einem Zelltransferbeutel verbunden werden kann, wodurch die Zellen in einem sterilen, geschlossenen System verarbeitet werden können. Hier untersuchen wir den Einsatz eines Gegenstromzentrifugalgeräts zur Durchführung eines Pufferaustauschs in Säugetierzellkulturen in automatisierten Protokollen. In dieser Studie testeten wir das Pufferaustauschprotokoll mit Jurkat-Zellen und mesenchymalen Stromalzellen (MSCs), um nicht haftende bzw. anhaftende Zelltypen zu modellieren. Jurkat-Zellen sind verewigte T-Zellen, die häufig für die Untersuchung der akuten T-Zell-Leukämie^19,20verwendet werden. MSCs sind adulte Stammzellen, die in klinischen Studien am Menschen für eine Vielzahl von Krankheiten untersucht wurden⁹.

Protokoll

1. Herstellung von Reagenzien und Zellen für den Pufferaustausch

1. Vorbereiten von Puffern (siehe Materialtabelle)in einer laminaren Strömungshaube der Klasse 2. Mit einer Spritze und Nadelbaugruppe 50 ml Salinelösung aus einem 500 ml-Salinebeutel entfernen. Ersetzen Sie dies durch 50 ml 20% humanes Serumalbumin (HSA), um 2% HSA in Saline zu bilden, was als Waschpuffer dient.
2. Entfernen Sie die Zellen aus den Kulturgefäßen, und führen Sie eine Zellanzahl aus, um die Anfangszellenmenge und Lebensfähigkeit durch Trypan-Blauausschluss zu bestimmen. Laden Sie die Zellen in einen Transferbeutel.
   HINWEIS: In diesem Protokoll wurden Jurkat-Zellen in RPMI und MSCs in DMEM:F12 kultiviert. Beide Medien wurden mit 10% fetalem Rinderserum (FBS) und 1% Antimykotischen Lösungen ergänzt. Die Zellen wurden bei 37 °C mit 5%_CO2kultiviert. Bei MSCs oder anhaftenden Zellen fügen Sie ein Verdauungsenzym (z. B. Trypsin) in die Kulturgefäße ein, um die Zellen zu lösen, und löschen Sie mit Kulturmedien, sobald die Zellen getrennt sind. In diesem Protokoll wurde ein Transferbeutel verwendet, da die Zellen in Kulturgefäßen erweitert wurden. Wenn die Zellen jedoch in einem Zellkulturbeutel kultiviert werden, kann es über steriles Rohrschweißen direkt mit dem Einweg-Kit verbunden werden. In diesem Protokoll wurden entweder 3 x 10⁷ Jurkat-Zellen oder 1 x 10⁷ MSCs für jeden Durchlauf verwendet, wobei Zellen in 40 ml Kulturmedien suspendiert wurden.
   1. Laden Sie Zellen in einen Transferbeutel (siehe Materialtabelle)mit einer Spritze und einer Nadelbaugruppe, wenn ein steriler Rohrschweißer zur Verfügung steht, um den Transferbeutel mit dem Einweg-Verarbeitungskit zu verbinden.
   2. Alternativ können Sie das Verbindungsrohr mit ca. 10 cm Restanstrich an der Transfertasche mit einer Autoklavenschere schneiden und am Ende des Schlauches einen weiblichen Luer-Stecker hinzufügen. Verwenden Sie eine Spritze, um Zellen und Medien zu aspirieren, schließen Sie die Spritze dann an den Luer-Stecker an und laden Sie Zellen mit dem Transferbeutel.
3. Schließen Sie den Beutel mit den Zellen, den Waschpufferbeutel mit 500 ml Waschpuffer in Schritt 1.1, Abfallbeutel und Sammelspritze an das Einweg-Kit an (Abbildung 1B).
   HINWEIS: Die Verbindungsposition jedes Beutels hängt von den Einstellungen im Programm ab. In diesem Protokoll haben wir den Abfallbeutel an Position A, Waschpuffer an Position B, Zellbeutel an Den Positionen D und F und Sammelspritze an Position H (Abbildung 1C) angeschlossen.

2. Programm für automatisiertes Pufferaustauschprotokoll

1. Öffnen Sie die grafische Benutzeroberfläche (GUI) des Geräts und drücken Sie die "START"-Taste auf einem Laptop-PC oder Tablet. Öffnen Sie dann "einvorhandenes Protokoll oder drücken Sie "Neu", um ein neues zu erstellen.
2. Verwenden Sie die Schaltfläche "Vorwärts" und "Rückwärts", um durch jeden Schritt zu navigieren, wählen Sie die zu öffnenden/geschlossenen Ventile, die Zentrifugalgeschwindigkeit, die Pumpengeschwindigkeit, die Pumpenrichtung und die Aktionsauslöser aus. Die Einstellungen für jeden Schritt sind in Tabelle 1zusammengefasst. Speichern Sie dann das Protokoll.

3. Einrichten der Maschine

1. Legen Sie das Einweg-Verarbeitungskit auf die Maschine und hängen Sie die angeschlossenen Beutel entsprechend auf. Drücken Sie die rote Taste "Stop/Reset", um alle Ventile in die standardmäßig geschlossene Position zurückzusetzen.
   HINWEIS: Die Maschine führt einen Test durch, wenn die Tür geschlossen ist, um sicherzustellen, dass das Kit richtig platziert wurde und dass alle Ventile ordnungsgemäß funktionieren.
2. Schließen Sie die GUI an das Verarbeitungsgerät an und drücken Sie die Schaltfläche "Verbinden". Laden Sie dann das gespeicherte Programm herunter. Wenn die grüne"Play"-Taste leuchtet, zeigt sie an, dass das Protokoll startbereit ist.
3. Öffnen Sie die manuellen Klemmen für den Transferbeutelschlauch.
   HINWEIS: Wenn der Bediener vergisst, die Klemmen zu öffnen, stoppt das Gerät und die Warnung des Drucksensors wird angezeigt. Drücken Sie die Taste "Stopp", um das Gerät zurückzusetzen und die Klemmen zu öffnen, um erneut zu starten.

4. Automatisierter Pufferaustausch

1. Drücken Sie "Start", um das Pufferaustauschprogramm zu initiieren.
   HINWEIS: Um den automatisierten Prozess manuell zu ändern, drücken Sie die Taste"Nächster", um zum nächsten Schritt zu wechseln, bevor Sie denTriggererreichen, oder drücken Sie "Pause", um den Prozess in Schach zu halten. Dadurch werden die Zellen durch das Kit umgewälzt, während nur die Ventile J und K geöffnet bleiben (Abbildung 1C).
2. Am Ende von Automatisierungsschritt 6 (Tabelle 1) wird der Prozess angehalten, wenn Luft im nun geleerten Beutel den Blasensensor auslöst. Drücken Sie "Weiter", um den Prozess auf den nächsten Schritt zu verschieben, wenn der Beutel tatsächlich leer ist, oder drücken Sie "Pause", um die Verarbeitung fortzusetzen, wenn der Sensor durch eine Blase in der Linie ausgelöst wurde.

5. Sammeln und Abtasten der Zellen

1. Wenn der automatisierte Prozess abgeschlossen ist, schließen Sie alle Rohrklemmen. Öffnen Sie die Tür und nehmen Sie das Einweg-Kit aus dem Gerät. Trennen Sie die Spritze, um die Zellen für nachfolgende Prozesse zu sammeln. Nehmen Sie eine Probe der gesammelten Zellen für eine Zellanzahl und Lebensfähigkeitsprüfung (siehe Schritt 6.2).

6. Prozessvalidierung

1. Führen Sie Steuerungsexperimente mit einem manuellen Pufferaustauschprotokoll durch.
   1. Zentrifugenzellsuspension bei 200 x g für 5 min. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen mit 30 ml Zellwaschpuffer wieder auf. Zentrifugieren Sie die Zellsuspension für 5 min wieder bei 200 x g. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen mit 10 ml Zellwaschpuffer wieder auf.
2. Führen Sie die Zellzählung über den Trypan-Blau-Ausschluss-Assay durch, um die Zelllebensfähigkeit mithilfe eines automatisierten Zellzählers zu bewerten.
3. Führen Sie einen MTS-Test durch, um die Zellproliferation bei 2, 24 und 48 h zu quantifizieren.
   HINWEIS: Der MTS-Assay wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers auf einer 96-Well-Gewebekulturplatte durchgeführt. Nach dem Pufferaustauschprozess wurden 100 L Aliquot zellkulturmedien (mit 10.000 Jurkat-Zellen oder 1.500) pro Bohrgut plattiert. Zu jedem Zeitpunkt wurden in jedem Brunnen 20 L MTS-Reagenzien zugegeben und für 2 h bei 37 °C inkubiert. Die Absorption wurde mit einem Plattenleser bei 490 nm bewertet.
4. Führen Sie funktionale Assays durch, um die Auswirkungen des automatisierten Prozesses mit dem manuellen Prozess auf die Jurkat-Zellen und die MSC-Funktion zu vergleichen.
   1. Kultur Jurkat-Zellen in einer 96-Well-Platte mit einer Dichte von 1 x 10⁶ Zellen/ml stimuliert mit 50 ng/ml Phorbol 12-Myristate 13-Acetat (PMA) und 1 g/mL-Ionomycin (Zellstimulationscocktail) in DMEM:F12-Medien mit 10% fetalem Rinderserum (FBS) für 24 h. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C mit 5%_CO2.
   2. Messen Sie die Interleukin-2-Produktion von Kulturüberstand mit perlenbasiertem ELISA-Assay (siehe Materialtabelle)gemäß den Anweisungen des Herstellers.
   3. Kultur MSCs in einer 12-Well-Platte bei der Dichte von 10.000 Zellen/cm² in 1 ml DMEM:F12-Medien, die 10% FBS enthalten, ergänzt enden mit Interferon-50 Einheiten/ml für 48 h. Sammeln Überstand für den Kynurenin-Konzentrationstest zur Messung der Indollin-2,3-Dioxygenase (IDO)-Enzymaktivität von MSCs wie zuvor beschrieben²¹.

Ergebnisse

In diesem Protokoll haben wir Jurkat-Zellen und MSCs als repräsentative Beispiele verwendet, um den automatisierten Pufferaustauschprozess zu demonstrieren. Während des Prozesses teilten Jurkat-Zellen und MSCs die gleichen Verarbeitungsschritte mit Unterschieden in der Zentrifugalkraft und Pumpengeschwindigkeit, die die Durchflussmenge steuern (Tabelle 1). Abbildung 2 zeigt repräsentative Bilder, die von der Kamera aufgenommen wurden, wie das wirbelgebundene Zellbett wäh...

Diskussion

Das beschriebene automatisierte Pufferaustauschprotokoll ist einfach und benutzerfreundlich. Dennoch gibt es einige wichtige Schritte in diesem Protokoll, die kritisch sind und besondere Aufmerksamkeit erfordern. Nach unserer Erfahrung sollte jeder Durchlauf bei der Verarbeitung größerer Zellen wie MSCs (durchschnittlicher Durchmesser 10–15 m) mindestens 1 x 10⁷ Zellen umfassen, um eine optimale Zellwiederherstellung zu erreichen (Abbildung 4B). Die Verarbeitu...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
20 ml Luer lock syringes	BD	302830
20% Human serum albumin (HSA)	CSL Behring	AUST R 46283
4-(Dimethylamino)benzaldehyde	Sigma-Aldrich	156477-25g
500ml IV saline bag	Fresenius Kabi	K690521
Antibiotic-Antimycotic	Thermo Fisher Scientific	15240112
Automated cell counter (Countess)	Thermo Fisher Scientific	N/A
Cell counting chamber slides	Thermo Fisher Scientific	C10228
Cell stimulation cocktail (500x)	Thermo Fisher Scientific	00-4970-93
Cell transfer bags	Terumo	T1BBT060CBB
CellTiter AQueous One Solution Cell Proliferation Assay (MTS)	Promega	G3582
Centrifuge	Eppendorf	5810R
DMEM: F12 media	Thermo Fisher Scientific	11320082
EnVision plate Reader	Perkin Elmer	N/A
Fetal bovine serum (FBS)	Thermo Fisher Scientific	10099141
Human Interleukin 2 (IL2) Kit	Perkin Elmer	Al221C
Luer (female) fittings	CPC	LF41
PC laptop or PC tablet device	ASUS	N/A
Plate reader (SpectraMax i3)	Molecular Device	N/A
Recombinant Human IFN-γ	PeproTech	300-02
Rotea counterflow centrifuge cell processing device	Scinogy	N/A
Rotea single-use processing kit	Scinogy	N/A
RPMI media	Thermo Fisher Scientific	11875119
Surgical scissors	ProSciTech	420SS
Trichloroacetic acide	Sigma-Aldrich	T6399-250g
Trypan Blue stain	Thermo Fisher Scientific	T10282
Trypsin digestion enzyme (TrypLE Express Enzyme)	Thermo Fisher Scientific	12604013