Eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Mücken-Elektroantennographie

Zusammenfassung

Der vorliegende Artikel beschreibt ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für erfolgreiche und rauscharme Elektroantennogramme bei verschiedenen Gattungen von Mücken, einschließlich Weibchen und Männchen.

Zusammenfassung

Weibliche Mücken sind die tödlichsten Tiere der Erde und fordern jedes Jahr das Leben von mehr als 1 Million Menschen aufgrund von Krankheitserregern, die sie beim Erwerb einer Blutmahlzeit übertragen. Um einen Wirt zu finden, von dem sie sich ernähren können, verlassen sich Mücken auf eine Vielzahl von sensorischen Reizen, darunter visuelle, mechanische, thermische und olfaktorische. Die Studie beschreibt eine Technik, die Elektroantennographie (EAG), mit der Forscher beurteilen können, ob die Mücken einzelne Chemikalien und Chemikalienmischungen konzentrationsabhängig erkennen können. In Verbindung mit der Gaschromatographie (GC-EAG) ermöglicht diese Technik, die Antennen einem vollständigen Headspace/Komplex-Gemisch auszusetzen und zu bestimmen, welche Chemikalien in der interessierenden Probe vorhanden sind, die die Mücke nachweisen kann. Dies gilt sowohl für Wirtskörpergerüche als auch für pflanzliche Blumensträuße oder andere ökologisch relevante Gerüche (z.B. Eiablagestellen, Geruchsstoffe). Hier haben wir ein Protokoll beschrieben, das eine lange Dauer der Reaktionszeit der Vorbereitung ermöglicht und sowohl auf weibliche als auch auf männliche Mücken aus mehreren Gattungen anwendbar ist, darunter Aedes-, Culex-, Anopheles- und Toxorhynchites-Mücken . Da der Geruchssinn eine wichtige Rolle bei der Interaktion zwischen Mücken und Wirt und der Stechmückenbiologie im Allgemeinen spielt, können EAGs und GC-EAG Verbindungen aufdecken, die für die Entwicklung neuer Strategien zur Bekämpfung von Krankheitsvektoren (z. B. Köder) von Interesse sind. Ergänzt durch Verhaltensassays kann die Wertigkeit (z. B. Lockstoff, Abwehrmittel) jeder Chemikalie bestimmt werden.

Einleitung

Moskitos sind die tödlichsten Organismen der Erde, fordern das Leben von mehr als einer Million Menschen pro Jahr und setzen mehr als die Hälfte der Weltbevölkerung dem Risiko aus, den von ihnen übertragenen Krankheitserregern ausgesetzt zu sein, während sie beißen¹. Diese Insekten verlassen sich auf eine Vielzahl von Hinweisen (d.h. thermisch, visuell, mechanisch, olfaktorisch, auditiv), um einen Wirt zu finden, von dem sie sich ernähren können (sowohl Pflanzen als auch Tiere), für die Paarung und Eiablage sowie um Fressfeinde sowohl im Larven- als auch im Erwachsenenstadium zu vermeiden ^2,3. Unter diesen Sinnen spielt der Geruchssinn eine entscheidende Rolle bei den oben genannten Verhaltensweisen, insbesondere bei der mittel- bis langstreckenweiten Detektion von Geruchsmolekülen ^2,3. Gerüche, die von einem Wirt oder einer Eiablagestelle emittiert werden, werden von verschiedenen spezifischen Geruchsrezeptoren (z. B. GRs, ORs, IRs) detektiert, die sich auf den Klischees, den Tarsen und den Antennen ^2,3 befinden.

Da der Geruchssinn eine Schlüsselkomponente ihres Verhaltens bei der Suche nach Wirten (Pflanzen und Tieren), der Paarung und der Eiablage ist, stellt er daher ein ideales Ziel dar, um neue Werkzeuge zur Mückenbekämpfung zu entwickeln⁴. Die Forschung an Repellentien (z. B. DEET, IR3535, Picaridin) und Ködern (z. B. BG Sentinel Human Lure) ist äußerst produktiv⁵, aber aufgrund der aktuellen Herausforderungen bei der Mückenbekämpfung (z. B. Insektizidresistenz, invasive Arten) ist es wichtig, neue effiziente Bekämpfungsmethoden zu entwickeln, die auf der Mückenbiologie basieren.

Viele Techniken (z. B. Olfaktometer, Landeassays, Elektrophysiologie) wurden verwendet, um die Bioaktivität von Verbindungen oder Mischungen von Verbindungen in Moskitos zu bewerten. Unter ihnen kann die Elektroantennographie (oder Elektroantennogramme (EAGs)) verwendet werden, um festzustellen, ob die Geruchsstoffe von den Mückenantennen erkannt werden. Diese Technik wurde ursprünglich von Schneider⁶ entwickelt und wurde seitdem in vielen verschiedenen Insektengattungen eingesetzt, darunter Motten ^7,8,9, Hummeln 10,11, Honigbienen 12,13 ^{und Fruchtfliegen 14,15}, um nur einige zu nennen. Die Elektroantennographie wurde auch unter Verwendung verschiedener Protokolle eingesetzt, einschließlich einzelner oder mehrerer Antennen in Moskitos 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25.

Mücken sind relativ kleine und zarte Insekten mit eher dünnen Antennen. Während die Durchführung von EAGs bei größeren Insekten wie Motten oder Hummeln aufgrund ihrer größeren Größe und dickeren Antennen relativ einfach ist, kann die Durchführung von EAGs bei Mücken eine Herausforderung darstellen. Insbesondere die Aufrechterhaltung eines guten Signal-Rausch-Verhältnisses und eine dauerhaft reaktionsschnelle Aufbereitung sind zwei wesentliche Anforderungen an die Reproduzierbarkeit und Zuverlässigkeit der Daten.

Die hier vorgeschlagene Schritt-für-Schritt-Anleitung für rauscharme EAGs bietet direkt Lösungen für diese Einschränkungen und macht dieses Protokoll auf mehrere Mückenarten aus verschiedenen Gattungen anwendbar, darunter Aedes, Anopheles, Culex und Toxorhynchites, und beschreibt die Technik sowohl für Frauen als auch für Männer. Die Elektroantennographie bietet eine schnelle und dennoch zuverlässige Möglichkeit, bioaktive Verbindungen zu screenen und zu bestimmen, die dann bei der Köderentwicklung genutzt werden können, nachdem die Valenz mit Verhaltensassays bestimmt wurde.

Protokoll

1. Zubereitung der Kochsalzlösung

1. Bereiten Sie die Kochsalzlösung im Voraus vor und bewahren Sie sie im Kühlschrank auf.
2. Folgen Sie Beyenbach und Masia²⁶ , um die Lösung vorzubereiten.
   HINWEIS: Kochsalzlösung in mM: 150,0 NaCl, 25,0 HEPES, 5,0 Glucose, 3,4 KCl, 1,8 NaHCO₃, 1,7 CaCl 2 und 1,0 MgCl₂. Der pH-Wert wird mit 1 M NaOH auf 7,1 eingestellt. Fügen Sie der Zubereitung zu diesem Zeitpunkt keine Glukose oder Saccharose hinzu, um die Regallagerung zu erhöhen. Geben Sie die benötigte Menge direkt vor dem Ausführen der EAGs in die Kochsalzlösung (ca. 50 ml pro Experiment).

2. Geruchsvorbereitung und -lagerung

1. Bereiten Sie die Geruchsstoffmischungen oder Einzelverbindungsverdünnungen im Voraus in 1,5-ml-Bernsteinfläschchen vor und lagern Sie sie bei -20 °C, um einen Abbau der Verbindung zu verhindern.
   HINWEIS: Die Konzentrationen hängen vom durchzuführenden Test ab. 0,1% oder 1% werden üblicherweise verwendet, um zu bestimmen, ob eine Verbindung nachgewiesen werden kann oder nicht. Bereiten Sie für eine Dosis-Wirkungs-Kurve serielle Verdünnungen einer bestimmten Chemikalie vor und testen Sie sie von der niedrigsten bis zur höchsten Konzentration.
2. Bereiten Sie die Verdünnungen in Wasser, Ethanol, Hexan, Paraffinöl oder Mineralöl vor, abhängig von der Löslichkeit der getesteten Chemikalie.
3. Stellen Sie sicher, dass Sie eine Lösungsmittelkontrolle (eine Durchstechflasche, die nur das Lösungsmittel enthält) für das Experiment vorbereiten.
4. Nehmen Sie die Geruchsstoffe 30 Minuten vor Beginn der Experimente aus dem Gefrierschrank, damit sie auftauen können. Vortexen Sie jedes Fläschchen vor dem Gebrauch, um die Chemikalie und das Lösungsmittel gut zu mischen.
5. Pipettieren Sie 10 μl Lösung auf ein Stück Filterpapier (0,5 cm x 2 cm), das in eine beschriftete Glasspritze oder Pasteurpipette eingelegt ist.
6. Füllen Sie jede Verbindung oder Mischung in eine spezielle Pasteur-Pipette oder -Spritze, um eine Kontamination zu vermeiden.
   HINWEIS: Laden Sie 10 Minuten vor Beginn des Experiments, damit der Geruch in der Spritze diffundieren kann, jedoch nicht länger, um eine Verschlechterung zu verhindern. Lassen Sie die Pasteur-Pipette oder -Spritze zu diesem Zeitpunkt verschlossen bleiben, um eine gute Diffusion der Chemikalie zu ermöglichen, bevor das Experiment beginnt.
7. Entsorgen Sie nach jedem EAG-Lauf das Stück Filterpapier und ersetzen Sie es durch ein neues, um zu verhindern, dass das Papier übernässt wird und eine Verstopfung der Nadel riskiert. Ersetzen Sie die Nadeln regelmäßig (alle 10 Durchläufe).

3. Mückentrennung

1. Isolieren Sie die Mücken am Tag der Experimente.
2. Verwenden Sie Mücken, die am Tag der Experimente mindestens 6 Tage alt sind, um die Wahrscheinlichkeit zu erhöhen, dass die Weibchen gepaart werden, um ihre Reaktion auf wirtsbezogene Geruchsstoffe zu verbessern.
   HINWEIS: Passen Sie das Alter der Mücken zum Zeitpunkt des Tests je nach Projekt an. Überprüfen und harmonisieren Sie den physiologischen Status (z. B. blutgefüttert, ausgehungert, noch nie zuvor gefüttert usw.).
3. Verhungern Sie die Mücken bis zu 12 h (d.h. kein Zugang zu Zucker), um ihre Motivation und Empfindlichkeit zu erhöhen.
4. Stellen Sie den Moskitobehälter in den Kühlschrank (4 °C), bis er aufhört zu fliegen, damit die Personen leicht mit einer Pinzette in einzelne Tassen umgefüllt werden können.
   HINWEIS: Arten mit einer höheren Kältetoleranz können mit einem CO_{2 -} Fliegenpad eingeschläfert werden. Stellen Sie sicher, dass die Mücken nicht lange darauf bleiben, um eine Austrocknung zu verhindern, die die Reaktionsfähigkeit des Mücken-EAG-Präparats verringern würde.
5. Lagern Sie die Tassen mit einzelnen Mücken bei Raumtemperatur, bevor die EAGs durchgeführt werden, und entsorgen Sie alle Mücken, die tagsüber nicht verwendet werden dürfen.

4. Elektrodenhalter und Kapillarvorbereitung

1. Kapillarziehen, -aufbereitung und -lagerung
   1. Verwenden Sie Borosilikatkapillaren mit Filamenten (Innendurchmesser: 0,78 mm, Außendurchmesser: 1 mm). Ziehen Sie sie je nach Ausrüstung²⁷.
      HINWEIS: Bewahren Sie die gezogenen Kapillaren in einer Petrischale auf. Stellen Sie die Petrischale auf Wachsstücke oder unparfümierte Modelliermasse, damit sie sich nicht bewegen und zerbrechen.
   2. Brechen Sie vor dem Ausführen des EAG-Experiments vorsichtig die Spitze von 2 Kapillaren mit einer Pinzette unter dem Mikroskop.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass eine etwas größer als die andere ist, um entweder in den Hals (größere Kapillare) oder in die Spitzen der Antennen (kleinere Kapillare) zu passen. Stellen Sie sicher, dass der Schnitt sauber ist und keine Risse an der Kapillarwand vorhanden sind. Dies erfordert Geduld und Übung.
   3. Wenn sie noch intakt sind, verwenden Sie diese Kapillaren nach dem Spülen mit deionisiertem (DI) Wasser nach Beendigung des Experiments wieder. Entfernen Sie das überschüssige Wasser, indem Sie vorsichtig ein Reinigungstuch gegen die Spitze auftragen. Petrischale wieder einlagern. Wenn die Spitze schief ist, entsorgen Sie die Kapillare.
2. Elektrodenhalter und Kapillarbefestigung
   1. Beschriften Sie die beiden Elektrodenhalter als "Aufzeichnung" und "Referenz", indem Sie Laborklebebänder in verschiedenen Farben verwenden. Dies hilft bei der Montage des Moskitokopfes und der Elektroden.
   2. Stellen Sie sicher, dass die Elektrodenhalter innen frei sind und keine Borosilikatrückstände vorhanden sind.
   3. Chloridisierung: Die Silberdrähte der Elektrodenhalter ca. 5 min in reinem Bleichmittel einweichen. Die Drähte verfärben sich von glänzendem Hellgrau zu mattem Dunkelgrau.
   4. Lösen Sie den Gummistopfen und füllen Sie die Innenseite der Kapillare mit einer 20-G-Nadel mit 10% iger Kochsalzlösung.
   5. Füllen Sie die Borosilikatkapillare mit einer Spritze mit der Kochsalzlösung. Stellen Sie sicher, dass weder im Elektrodenhalter noch in der gezogenen Kapillare Blasen vorhanden sind.
      HINWEIS: Um die Wahrscheinlichkeit von Blasen in der Kapillare zu verringern, drücken Sie weiterhin Kochsalzlösung in die Kapillare, während Sie die Nadel vorsichtig herausziehen, und verwenden Sie Kapillaren mit einem Filament. Es ist möglich, die Kapillaren mit einer Lösung aus 1:3-Elektrodengel und Kochsalzlösung zu beladen. Dies kann dazu beitragen, die Verdunstung der Kochsalzlösung zu verhindern und kann besonders beim Erlernen und Üben von EAGs nützlich sein, da der Experimentator mehr Zeit benötigt, um die verschiedenen Schritte auszuführen.
   6. Spülen Sie die Silberdrähte nach dem Einweichen mit DI-Wasser ab und führen Sie sie in die beiden Kapillaren ein. Stellen Sie sicher, dass die Spitze des Drahtes weniger als 1 mm von der Spitze der Kapillare entfernt ist. Stellen Sie sicher, dass die Kapillare den Gummiring im Elektrodenhalter passiert, ohne zu brechen. Ziehen Sie den Gummistopfen vorsichtig fest. Stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen vorhanden sind.
   7. Verwenden Sie die Kapillare mit der breiteren Öffnung am Referenzelektrodenhalter (Hals) und der kleineren Öffnung am Aufzeichnungselektrodenhalter (Antennen).
   8. Lassen Sie die beiden montierten Elektrodenhalter auf einem feuchten Reinigungstuch, um ein Austrocknen der Spitze zu verhindern, bis Sie bereit sind, den Kopf zu montieren.

5. Vorbereitung des EAG-Bohrgeräts (Abbildung 1)

1. Stellen Sie sicher, dass der Lufttisch oben ist, dass es keine Verstopfung in der Fluggesellschaft gibt. Stellen Sie sicher, dass der Tank mit medizinischer Luft noch voll ist, um zu vermeiden, dass er mitten im Experiment gewechselt wird. Stellen Sie sicher, dass sich Blasen im Luftbefeuchter befinden.
2. Luft- und Impulsabgabesystem
   1. Schalten Sie den medizinischen Luftgastank ein.
   2. Überprüfen Sie den Füllstand der beiden Durchflussmesser.
      HINWEIS: Der Durchflussmesser, der den Hauptluftstrom steuert, der das Präparat während des gesamten Experiments badet, sollte 140 ml/min betragen, und der andere, der sich auf den Geruchsimpuls bezieht, sollte 15 ml/min anzeigen.
3. Wenn Sie GC-EAD durchführen, schalten Sie die Maschine und die Gastanks ein und erstellen/laden Sie die Datei/Methode.
4. Schalten Sie die Computer, die Softwareanwendungen und die Stromversorgung des Ventils ein, und überprüfen Sie die Internetverbindung, damit die Softwareanwendung funktioniert.
   1. Softwareanwendung: Ein kurzes Skript kann geschrieben werden, um den Puls zu liefern.
   2. EAG-Software: Verwenden Sie eine beliebige Elektrophysiologie-Software.
   3. Implementieren Sie die Parameter in der Software (z. B. Verstärker, Dauer der Aufnahme, Dauer der Impulse usw.).
5. Geben Sie einen Steuerimpuls ab, um zu überprüfen, ob das Ventil, das die Impulse liefert, funktionsfähig ist.
6. Stellen Sie die Stromversorgung auf 5,2 V ein. Überprüfen Sie die Verstärkerparameter.
   HINWEIS: Die Parameter, die für die hier dargestellten Daten verwendet werden, sind: niedriger Cut-off-Filter von 0,1 Hz; hoher Trennfilter von 500 Hz; Verstärkung von x100.

6. Vorbereitung und Montage des Moskitokopfes (Abbildung 2)

1. Legen Sie eine Aluminiumplatte auf Eis und legen Sie ein Stück Nassreinigungstuch darüber.
2. Legen Sie einen kleinen Klecks Elektrodengel in eine Ecke.
3. Stellen Sie einen Mückenbecher auf Eis und lassen Sie die Mücke einige Minuten abkühlen oder bis sie aufhört zu fliegen.
   HINWEIS: Einige Arten sind kälteresistent und erfordern möglicherweise eine schnelle Anästhesie über einem CO_{2 -} Fliegenpad, um nach unten zu gehen. Je wenigstens die Mücke an einem der beiden bleibt, desto besser.
4. Legen Sie die Mücke auf den Rücken und befestigen Sie die Spitze jeder Antenne (nur einen kleinen Teil des letzten Segments) mit einer Mikroschere.
5. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Mücke neben den Elektrodengelklecks zu ziehen, und tauchen Sie die Spitze jeder Antenne vorsichtig in das Gel. Vermeiden Sie es, mehr als nur das allerletzte Segment in das Elektrodengel zu tauchen.
6. Ziehen Sie die Mückenantennen mit einer Pinzette heraus, während Sie sie nebeneinander halten. Lassen Sie sie zusammen aus dem Gel herauskommen. Achten Sie darauf, dass die Antennen die Oberfläche des Reinigungstuchs nicht berühren, da sie sich sonst trennen könnten.
7. Legen Sie die Mücke auf die Seite und hacken Sie den Kopf mit einer Mikroschere oder einer Rasierklinge.
   HINWEIS: Sobald der Kopf gehackt ist, fahren Sie schnell mit den nächsten Schritten und dem EAG-Rig fort, um die Aufnahmen zu starten. Das Präparat sollte etwa 30 Minuten ansprechbar bleiben.
8. Nehmen Sie die Referenzelektrode und vertiefen Sie die Spitze vorsichtig in das Gel. Bleiben Sie in Kontakt mit Nackentüchern und lassen Sie den Kopf daran kleben.
9. Bewegen Sie die Elektrodenhalter unter das EAG-Mikroskop und schauen Sie durch das Mikroskop, um die Kopfelektrode (d. h. Referenzelektrode) auf einem Mikromanipulator zu platzieren. Stellen Sie sicher, dass sich die Antennen in der Mitte befinden.
10. Schnappen Sie sich die Aufnahmeelektrode und platzieren Sie sie vor den Antennenspitzen. Bewegen und richten Sie es mit dem Mikromanipulator so nah wie möglich an den Spitzen aus. Bewegen Sie mit dem Mikroskop die Spitze der Aufzeichnungselektrode in Richtung der Antennen.
11. Schließen Sie beide Elektrodenhalter vor dem Einsetzen der Spitzen an den Verstärker an, um zu verhindern, dass sie sich nach dem Einsetzen bewegen.
12. Stecken Sie die Antennenspitzen in die Aufnahmeelektrode. Stellen Sie sicher, dass sie nur mit der Kochsalzlösung und dem Elektrodengel in Kontakt kommen und durch Transparenz durch die Kapillare sichtbar sind. Die Antenne geht durch den "Saugeffekt" hinein.
13. Passen Sie die Position des Kopfes und der Spitzen bei Bedarf mit einer Pinzette unter dem Mikroskop an.
14. Platzieren Sie den Airline-Schlauch in der Nähe des Moskitokopfpräparats (Abstand: 1 cm).
    HINWEIS: Wenn der Kopf abfällt, kehren Sie zur Sezierstation zurück und montieren Sie den Kopf wieder oder bereiten Sie einen neuen vor, wenn er verloren gegangen ist oder wenn seit dem Abschneiden des Kopfes mehr als 5 Minuten vergangen sind. Eine gute Verbindung zwischen der Kapillare und dem Hals/den Antennen ist für eine rauscharme und zuverlässige Aufnahme unerlässlich. Idealerweise befinden sich die Antennenspitzen nach dem Einführen weniger als 1 mm vom Draht der Aufzeichnungselektrode entfernt.
15. Schalten Sie die Lichtquelle aus, falls verwendet.
16. Positionieren Sie die Vakuumleitung in der Nähe des Moskitokopfpräparats (Abstand: 20 cm) und richten Sie sie an der Hauptfluggesellschaft aus.
    HINWEIS: Das Vakuum hilft dabei, Chemikalien zu entfernen, die die Kopfvorbereitung nach dem Stimulus umgeben, was zu EAG-Reaktionen führen kann, nachdem die Impulse angewendet wurden.

7. Aufnahmen

1. Schalten Sie nach dem Einsetzen der Antennenspitzen den Verstärker und den Rauschreduzierer ein. Beachten Sie das Basissignal und stellen Sie sicher, dass es nicht verrauscht ist.
   HINWEIS: Beobachten Sie, ob große Schwingungen im elektrischen Signal vorhanden sind. Passen Sie die Position der Kopf- und Antennenspitzen nach Bedarf an, bis das Signal sauber ist. Verwenden Sie Krokodilklemmen, um alles zu erden, was Geräusche in den Faradayschen Käfig oder Lufttisch bringt. Ein Basisliniensignal mit einer Amplitude von weniger als 0,01 mV ist ideal für die Erkennung und Unterscheidung winziger EAG-Antworten.
2. Sobald der Geräuschpegel zufriedenstellend ist, führen Sie die erste Geruchsspritze zum Testen in das Airline-Loch ein.
3. Schließen Sie den Faradayschen Käfig. Bleiben Sie nicht vor dem Präparat, um den Lärm zu reduzieren.
4. Klicken Sie auf In der EAG-Software aufzeichnen.
5. Liefern Sie den/die Impuls(e) mit der Softwareanwendung.
   HINWEIS: Die Anzahl und Dauer der Impulse variiert je nach Experiment. Hier wurden einzelne 1 s. Hülsenfrüchte pro Odorant verwendet. Die Geruchsstoffe wurden durch 45 s getrennt.
6. Beachten Sie die Reaktion der Moskitoantennen im Labornotizbuch.
   HINWEIS: Wenn der Geruchsstoff von den Moskitoantennen erkannt wird, wird eine deutliche Ablenkung des Signals beobachtet (siehe Abbildung 3A).
7. Fahren Sie mit dem nächsten Geruch oder der nächsten Konzentration fort. Vergessen Sie nicht, die Präsentation von Geruchsstoffen zu randomisieren, es sei denn, es wird eine Dosis-Wirkungs-Kurve durchgeführt.
   HINWEIS: In den Experimenten sollten eine Negativkontrolle und eine Positivkontrolle verwendet werden. Dadurch wird sichergestellt, dass es sich bei den beobachteten Reaktionen tatsächlich um Geruchsreaktionen handelt und nicht um mechanisches oder elektrisches Rauschen.
8. Wenden Sie am Ende der Aufnahme eine positive Kontrolle an, um zu überprüfen, ob die Antennen noch ansprechbar sind.
   HINWEIS: Verwenden Sie 0,1% oder 1% Benzaldehyd, da alle bisher getesteten Mückenarten auf diese Verbindung ansprechen.
9. Fahren Sie mit der nächsten Mückenvorbereitung fort.

8. Reinigung

1. Schalten Sie den Verstärker, den Rauschreduzierer, die Fluggesellschaft und den Computer aus.
2. Legen Sie die Geruchsstoffe wieder in den Gefrierschrank.
3. Entfernen Sie die Filterpapiere von den Glasspritzen und reinigen Sie sie mit 100% Ethanol, wenn Rückstände an den Wänden sichtbar sind. Über Nacht auf einem Reinigungstuch trocknen lassen.
4. Reinigen Sie die Elektrodenhalter mit DI-Wasser, um mögliche Spuren von Salz zu entfernen. Trocknen Sie, indem Sie es vorsichtig auf ein Stück Reinigungstuch auftragen.
5. Mückenreste in den Gefrierschrank stellen und 24 Stunden später entsorgen.
   HINWEIS: Wenn Sie mit infizierten Mücken arbeiten, befolgen Sie die Sicherheitsanforderungen in Ihrer Einrichtung.

9. Datenanalysen

1. Messen Sie die EAG-Antworten entweder manuell oder automatisch.
   HINWEIS: Hier wird die EAG-Amplitude (-mV) gemessen. Mittelwert, wenn für jede Verbindung mehrere Impulse angelegt wurden. Je nach verwendeter Software können EAGs automatisch erkannt und gemessen werden. Es ist jedoch wichtig, jede Antwort einzeln zu überprüfen, um die Form der Antwort zu überprüfen und die mögliche Verschleppung, verzögerte Reaktion usw. zu bewerten. Die ideale EAG-Reaktion ist auf den Puls ausgerichtet, zeigt eine deutliche Auslenkung und ist zwischen den Mückenpräparaten wiederholbar (Abbildung 3).
2. Präsentieren Sie die Rohdaten, um minimale Variabilität, ein rauscharmes Signal und klare Antworten zu zeigen (Abbildung 3B).
   HINWEIS: Die Daten können auch normalisiert werden (z. B. Z-Score). Der negative Kontrollwert (z. B. Mineralöl) (d. h. der Ausgangswert) kann von der Antwortvariablen subtrahiert werden und sollte, falls nicht, in den Abbildungen angegeben werden. Eine Positivkontrolle sollte ebenfalls vorgelegt werden.
3. Führen Sie statistische Analysen mit einer beliebigen Statistiksoftware durch²⁸.

Ergebnisse

Die Elektroantennographie ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um festzustellen, ob eine Chemikalie oder ein Chemikaliengemisch von einer Insektenantenne erkannt wird. Es kann auch verwendet werden, um die Nachweisschwelle für eine bestimmte Chemikalie unter Verwendung einer allmählichen Erhöhung der Konzentration zu bestimmen (d. h. Dosiskurven-Wirkungs-Wirkung, Abbildung 4B). Darüber hinaus ist es sinnvoll, die Auswirkungen von Repellentien auf die Reaktion auf wirtsbezogene Gerüche

Diskussion

Geruchsvermitteltes Verhalten wird von vielen Faktoren beeinflusst, einschließlich physiologischer (z. B. Alter, Tageszeit) und umweltbedingter Faktoren (z. B. Temperatur, relative Luftfeuchtigkeit)³⁰. Daher ist es bei der Durchführung von EAGs wichtig, Insekten zu verwenden, die sich im gleichen physiologischen Zustand befinden (d. h. Überwachung auf Alter, Hunger, Paarung)³¹ und auch eine warme und feuchte Umgebung um das Präparat herum aufrechtzuerhalten, um Austrock...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Air table Clean Bench	TMC	https://www.techmfg.com/products/labtables/cleanbench63series/accessoriess	Noise reducer
Analog-to-digital board	National Instruments	BNC-2090A
Benchtop Flowbuddy Complete	Genesee Scientific	59-122BC	To anesthesize mosquitoes
Borosillicate glass capillary	Sutter Instrument	B100-78-10	To make the recording and references capillaries
Chemicals	Sigma Aldrich	Benzaldehyde: 418099-100 mL; Butyric acid: B103500-100mL; 1-Hexanol: 471402-100mL; Mineral oil: M8410-1L	Chemicals used for the experiments presented here
CO2	Airgas or Praxair	N/A	To anesthesize mosquitoes
Cold Light Source	Volpi	NCL-150
Disposable syringes	BD	1 mL (309628)  / 3 mL (309657)
Electrode cables	World Precision Instruments	5371
Electrode gel salt free	Parkerlabs	12-08-Spectra-360
Faraday cage	TMC	https://www.techmfg.com/products/electric-and-magnetic-field-cancellation/faradaycages	Noise reducer
Flowmeters	Bel-art	65 mm (H40406-0010) / 150 mm (H40407-0075)	One of each
GCMS vials and caps	Thermo-fisher scientific	2-SVWKA8-CPK	To prepare odorant dilutions
Glass syringes (Fortuna)	Sigma Aldrich	Z314307	For odor delivery to the EAG prep
Humbug	Quest Scientific	http://www.quest-sci.com/	Noise reducer
2 mm Jack Holder, Narrow, 90 deg., With Wire	A-M Systems	675748	Electrode holder
Magnetic bases	Kanetec	MB-FX	x 2
MATLAB + Toolboxes	Mathworks	https://www.mathworks.com/products/matlab.html	For delivering the pulses
Medical air	Airgas or Praxair	N/A	For main airline
Microscope	Nikkon	SMZ-800N
Micromanipulators Three-Axis Coarse/Fine Compact Micromanipulator	Narishige	MHW-3	x 2
Microelectrode amplifier with headstage	A-M Systems	Model 1800
Mosquito rearing supplies	Bioquip	https://www.bioquip.com/Search/WebCatalog.asp
Needles	BD	25G (305127) / 21G (305165)
Pasteur pipettes	Fisher Scientific	13-678-6A	For odor delivery to the EAG prep
PTFE Tubing of different diameters	Mc Master Carr	N/A	To connect solenoid valve, flowmeter, airline ect.
30V/5A DC Power Supply	Dr. Meter	PS-305DM
R version 3.5.1	R project	https://www.r-project.org/	For data analyses
Relay for solenoid valve	N/A	Custom made
Silver wire 0.01”	A-M Systems	782500
Solenoid valve (3-way)	The Lee Company	LHDA0533115H
WinEDR software	Strathclyde Electrophysiology Software	WinEDR V3.9.1	For EAG recording
Whatman paper	Cole Parmer	UX-06648-03	To load chemical in glass syringe / Pasteur pipette