Un guide étape par étape de l’électroanténnographie des moustiques

Résumé

Le présent article détaille un protocole étape par étape pour des électroantennogrammes réussis et à faible bruit dans plusieurs genres de moustiques, y compris les femelles et les mâles.

Résumé

Les moustiques femelles sont les animaux les plus meurtriers sur terre, coûtant la vie à plus de 1 million de personnes chaque année en raison des agents pathogènes qu’ils transmettent lors de l’acquisition d’un repas de sang. Pour localiser un hôte dont se nourrir, les moustiques s’appuient sur un large éventail d’indices sensoriels, notamment visuels, mécaniques, thermiques et olfactifs. L’étude détaille une technique, l’électroantennenographie (EAG), qui permet aux chercheurs d’évaluer si les moustiques peuvent détecter des produits chimiques individuels et des mélanges de produits chimiques d’une manière dépendante de la concentration. Lorsqu’elle est associée à la chromatographie en phase gazeuse (GC-EAG), cette technique permet d’exposer les antennes à un mélange complet d’espace de tête / complexe et détermine quels produits chimiques présents dans l’échantillon d’intérêt le moustique peut détecter. Cela s’applique aux odeurs corporelles de l’hôte ainsi qu’aux bouquets floraux végétaux ou à d’autres odeurs pertinentes sur le plan écologique (p. ex. odeurs des sites de ponte). Ici, nous avons décrit un protocole qui permet de longues durées de temps de réactivité de préparation et qui est applicable aux moustiques femelles et mâles de plusieurs genres, y compris les moustiques Aedes, Culex, Anopheles et Toxorhynchites . Comme l’olfaction joue un rôle majeur dans les interactions moustique-hôte et la biologie des moustiques en général, les EAG et les GC-EAG peuvent révéler des composés d’intérêt pour le développement de nouvelles stratégies de lutte contre les vecteurs de maladies (par exemple, les appâts). Complété par des tests comportementaux, la valence (par exemple, attractif, répulsif) de chaque produit chimique peut être déterminée.

Introduction

Les moustiques sont les organismes les plus meurtriers sur terre, tuant plus d’un million de personnes par an et exposant plus de la moitié de la population mondiale au risque d’exposition aux agents pathogènes qu’ils transmettent, tout en piquant¹. Ces insectes dépendent d’un large éventail d’indices (c.-à-d. thermiques, visuels, mécaniques, olfactifs, auditifs) pour localiser un hôte dont se nourrir (tant végétal qu’animal), pour l’accouplement et la ponte, ainsi que pour éviter les prédateurs aux stades larvaire et adulte ^2,3. Parmi ces sens, l’olfaction joue un rôle essentiel dans les comportements mentionnés ci-dessus, en particulier pour la détection à moyenne et longue portée des molécules odorantes ^2,3. Les odeurs émises par un hôte ou un site de ponte sont détectées par divers récepteurs olfactifs spécifiques (p. ex. GR, OR, IR) situés sur les palpes des moustiques proboscis, les tarses et les antennes ^2,3.

L’olfaction étant un élément clé de leurs comportements de recherche d’hôtes (végétaux et animaux), d’accouplement et de ponte, elle constitue donc une cible idéale à étudier pour développer de nouveaux outils de lutte contre les moustiques⁴. La recherche sur les répulsifs (p. ex. DEET, IR3535, picaridine) et les appâts (p. ex. leurre humain sentinelle BG) est extrêmement prolifique⁵, mais en raison des défis actuels dans la lutte contre les moustiques (p. ex. résistance aux insecticides, espèces envahissantes), il est essentiel de mettre au point de nouvelles méthodes de lutte efficaces fondées sur la biologie des moustiques.

De nombreuses techniques (p. ex., olfactomètre, essais d’atterrissage, électrophysiologie) ont été utilisées pour évaluer la bioactivité de composés ou de mélanges de composés chez les moustiques. Parmi eux, l’électroantennographie (ou électroantennogrammes (EAG)) peut être utilisée pour déterminer si les odorants sont détectés par les antennes des moustiques. Cette technique a été initialement développée par Schneider⁶ et a été utilisée dans de nombreux genres d’insectes depuis lors, y compris les mites ^7,8,9, les bourdons 10,11, les abeilles mellifères 12,13 ^{et les} mouches des fruits ^14,15 pour n’en nommer que quelques-uns. L’électroantennenographie a également été utilisée en utilisant divers protocoles, y compris des antennes simples ou multiples chez les moustiques 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25.

Les moustiques sont des insectes relativement petits et délicats avec des antennes plutôt minces. Bien qu’il soit relativement facile d’effectuer des EAG sur des insectes plus gros tels que les mites ou les bourdons en raison de leur plus grande taille et de leurs antennes plus épaisses, la réalisation d’EAG chez les moustiques peut être difficile. En particulier, le maintien d’un bon rapport signal sur bruit et une préparation réactive durable sont deux exigences majeures pour la reproductibilité et la fiabilité des données.

Le guide étape par étape des EAG à faible bruit proposé ici offre directement des solutions à ces limitations et rend ce protocole applicable à plusieurs espèces de moustiques de différents genres, y compris Aedes, Anopheles, Culex et Toxorhynchites, et décrit la technique pour les femelles et les mâles. L’électroantennenographie offre un moyen rapide mais fiable de dépister et de déterminer les composés bioactifs qui peuvent ensuite être exploités dans le développement d’appâts après que la valence a été déterminée avec des tests comportementaux.

Protocole

1. Préparation de la solution saline

1. Préparez la solution saline à l’avance et conservez-la au réfrigérateur.
2. Suivre Beyenbach et Masia²⁶ pour préparer la solution.
   REMARQUE: Recette saline en mM: 150,0 NaCl, 25,0 HEPES, 5,0 glucose, 3,4 KCl, 1,8 NaHCO₃, 1,7 CaCl 2 et 1,0 MgCl₂. Le pH est ajusté à 7,1 avec 1 M NaOH. N’ajoutez pas de glucose ou de saccharose à la préparation à ce moment-là pour augmenter le stockage en rayon. Ajouter la quantité nécessaire à la solution saline juste avant d’exécuter les EAG (environ 50 ml par expérience).

2. Préparation et stockage des odeurs

1. Préparer à l’avance les mélanges odorants ou les dilutions de composés simples dans des flacons ambrés de 1,5 mL et les conserver à -20 °C pour éviter la dégradation du composé.
   REMARQUE : Les concentrations dépendent de l’essai à effectuer. 0,1% ou 1% sont couramment utilisés pour déterminer si un composé peut être détecté ou non. Pour une courbe dose-réponse, préparer des dilutions en série d’un produit chimique donné et les tester de la plus faible à la concentration la plus élevée.
2. Préparer les dilutions dans de l’eau, de l’éthanol, de l’hexane, de l’huile de paraffine ou de l’huile minérale, selon la solubilité du produit chimique testé.
3. Assurez-vous de préparer un témoin de solvant (un flacon contenant uniquement le solvant) pour l’expérience.
4. Sortez les odorants du congélateur 30 minutes avant le début des expériences pour les laisser décongeler. Vortex chaque flacon avant utilisation pour bien mélanger le produit chimique et le solvant.
5. Pipeter 10 μL de solution sur une feuille de papier filtre (0,5 cm x 2 cm) chargée à l’intérieur d’une seringue en verre étiquetée ou d’une pipette Pasteur.
6. Chargez chaque composé ou mélange dans une pipette ou une seringue Pasteur spécifique pour éviter toute contamination.
   REMARQUE: Charger 10 minutes avant de commencer l’expérience afin que l’odeur puisse se diffuser dans la seringue, mais pas plus longtemps pour éviter la dégradation. Laissez la pipette ou la seringue Pasteur rester bouchée, à ce moment-là, pour permettre une bonne diffusion du produit chimique avant le début de l’expérience.
7. Après chaque passage EAG, jetez le morceau de papier filtre et remplacez-le par un nouveau pour éviter que le papier ne soit trop trempé et ne risque de bloquer l’aiguille. Remplacez les aiguilles régulièrement (toutes les 10 passages).

3. Séparation des moustiques

1. Isolez les moustiques le jour des expériences.
2. Utilisez des moustiques âgés d’au moins 6 jours le jour des expériences pour augmenter les chances que les femelles soient accouplées afin d’améliorer leur réponse aux odeurs liées à l’hôte.
   REMARQUE: Ajustez l’âge des moustiques au moment du test en fonction du projet. Vérifier et harmoniser l’état physiologique (p. ex., nourri au sang, affamé, jamais nourri auparavant, etc.).
3. Affamer les moustiques jusqu’à 12 heures (c’est-à-dire sans accès au sucre) pour augmenter leur motivation et leur sensibilité.
4. Placez le contenant anti-moustiques au réfrigérateur (4 °C) jusqu’à ce qu’il cesse de voler afin que les individus puissent facilement être délicatement transférés dans des tasses individuelles avec forceps.
   NOTE: Les espèces ayant une plus grande tolérance au froid peuvent être abattues à l’aide d’une plate-forme anti-mouche CO₂ . Assurez-vous que les moustiques ne restent pas longtemps dessus pour éviter la dessiccation, ce qui diminuerait la réactivité de la préparation de l’EAG des moustiques.
5. Conservez les tasses contenant des moustiques uniques à température ambiante avant que les EAG ne soient effectués et jetez tous les moustiques qui ne peuvent pas être utilisés pendant la journée.

4. Support d’électrode et préparation capillaire

1. Tirage, préparation et stockage capillaires
   1. Utiliser des capillaires borosilicatés avec des filaments (D.I.: 0,78 mm, O.D: 1 mm). Tirez-les en fonction de l’équipement²⁷.
      REMARQUE: Conservez les capillaires tirés dans une boîte de Pétri. Placez la boîte de Petri sur des morceaux de cire ou de pâte à modeler non parfumée pour les empêcher de bouger et de se briser.
   2. Avant de lancer l’expérience EAG, cassez doucement l’extrémité de 2 capillaires avec une paire de pinces au microscope.
      REMARQUE: Assurez-vous que l’un est légèrement plus grand que l’autre pour s’adapter au cou (capillaire plus grand) ou à l’extrémité des antennes (capillaire plus petit). Assurez-vous que la coupure est propre et qu’aucune fissure n’est présente sur la paroi capillaire. Cela demande de la patience et de la pratique.
   3. S’ils sont encore intacts, réutilisez ces capillaires après le rinçage à l’eau désionisée (DI) une fois l’expérience terminée. Retirez l’excès d’eau en appliquant doucement une lingette nettoyante contre l’embout. Remettre dans la boîte de Petri stockée. Si la pointe est tordue, jetez le capillaire.
2. Support d’électrode et montage capillaire
   1. Étiquetez les deux porte-électrodes comme « enregistrement » et « référence » en utilisant des morceaux de ruban de laboratoire de différentes couleurs. Cela aidera à guider le montage de la tête et des électrodes du moustique.
   2. Assurez-vous que les porte-électrodes sont dégagés à l’intérieur et qu’aucun débris borosilicaté n’est présent.
   3. Chloration: Faire tremper les fils d’argent des porte-électrodes dans de l’eau de Javel pure pendant environ 5 min. Les fils passent du gris clair brillant au gris foncé mat.
   4. Desserrez le bouchon en caoutchouc et remplissez l’intérieur du capillaire avec une solution saline à 10% à l’aide d’une aiguille de 20 G.
   5. Remplir le capillaire borosilicaté avec la solution saline à l’aide d’une seringue. Assurez-vous qu’aucune bulle n’est présente dans le porte-électrode ni dans le capillaire tiré.
      REMARQUE: Pour réduire les risques d’avoir des bulles dans le capillaire, continuez à pousser la solution saline dans le capillaire tout en tirant doucement l’aiguille et utilisez des capillaires avec un filament. Il est possible de charger les capillaires avec une solution composée de gel d’électrode 1:3 et de solution saline. Cela peut aider à prévenir l’évaporation de la solution saline et peut être particulièrement utile lors de l’apprentissage et de la pratique des EAG, car l’expérimentateur aura besoin de plus de temps pour effectuer les différentes étapes.
   6. Après trempage, rincez les fils d’argent avec de l’eau DI et insérez-les dans les deux capillaires. Assurez-vous que la pointe du fil est à moins de 1 mm de l’extrémité du capillaire. Assurez-vous que le capillaire passe l’anneau en caoutchouc à l’intérieur du porte-électrode sans se rompre. Serrez doucement le bouchon en caoutchouc. Vérifiez qu’aucune bulle d’air n’est présente.
   7. Utilisez le capillaire avec l’ouverture la plus large sur le porte-électrode de référence (cou) et l’ouverture plus petite sur le porte-électrode d’enregistrement (antennes).
   8. Laissez les deux porte-électrodes montés sur une lingette de nettoyage humide pour empêcher l’embout de sécher jusqu’à ce qu’il soit prêt à monter la tête.

5. Préparation de la plate-forme EAG (Figure 1)

1. Assurez-vous que la table d’air est relevée, qu’il n’y a pas de blocage dans la compagnie aérienne. Assurez-vous que le réservoir d’air médical est toujours plein pour éviter de le changer au milieu de l’expérience. Assurez-vous qu’il y a des bulles dans l’humidificateur.
2. Système de distribution d’air et d’impulsions
   1. Allumez le réservoir d’air à gaz médical.
   2. Vérifiez le niveau des deux débitmètres.
      REMARQUE : Le débitmètre contrôlant le courant d’air principal baignant la préparation pendant toute l’expérience doit être à 140 mL/min et l’autre lié à l’impulsion olfactive doit indiquer 15 mL/min.
3. Si vous faites GC-EAD, allumez la machine, les réservoirs de gaz et créez/chargez le fichier/la méthode.
4. Allumez les ordinateurs, les applications logicielles, l’alimentation de la vanne et vérifiez la connexion Internet pour que l’application logicielle fonctionne.
   1. Application logicielle: Un court script peut être écrit pour donner le pouls.
   2. Logiciel EAG : utilisez n’importe quel logiciel d’électrophysiologie.
   3. Implémenter les paramètres dans le logiciel (par exemple, amplificateur, durée d’enregistrement, durée des impulsions, etc.).
5. Délivrez une impulsion de commande pour vérifier que la vanne délivrant les impulsions est fonctionnelle.
6. Réglez l’alimentation à 5,2 V. Vérifiez les paramètres de l’amplificateur.
   NOTE: Les paramètres utilisés pour les données présentées ici sont les suivants: filtre de coupure basse de 0,1 Hz; filtre de coupure élevé de 500 Hz; Gain de x100.

6. Préparation et montage de la tête de moustique (Figure 2)

1. Placez une plaque d’aluminium sur de la glace et placez un morceau de lingette de nettoyage humide dessus.
2. Mettez une petite cuillerée de gel d’électrode dans un coin.
3. Placez une tasse anti-moustiques sur de la glace et laissez le moustique refroidir pendant quelques minutes ou jusqu’à ce qu’il cesse de voler.
   REMARQUE: Certaines espèces sont résistantes au froid et peuvent nécessiter une anesthésie rapide sur une plate-forme de mouche CO₂ pour descendre. Moins le moustique reste allumé, mieux c’est.
4. Placez le moustique sur son dos et coupez la pointe de chaque antenne (seulement une petite partie du dernier segment) avec des micro-ciseaux.
5. Utilisez une pince pour faire glisser le moustique à côté de la cuillerée de gel d’électrode et trempez doucement l’extrémité de chaque antenne dans le gel. Évitez de tremper plus que le tout dernier segment dans le gel d’électrode.
6. À l’aide de forceps, retirez les antennes des moustiques tout en les maintenant les unes à côté des autres. Laissez-les sortir ensemble du gel. Assurez-vous que les antennes ne touchent pas la surface de la lingette de nettoyage, sinon elles pourraient se séparer.
7. Placez le moustique sur le côté et coupez la tête à l’aide de micro-ciseaux ou d’une lame de rasoir.
   REMARQUE: Une fois la tête coupée, passez rapidement aux étapes suivantes et à la plate-forme EAG pour démarrer les enregistrements. La préparation doit rester réactive pendant environ 30 minutes.
8. Prenez l’électrode de référence et enfoncez doucement l’embout dans le gel. Restez en contact avec les tissus du cou et laissez la tête coller dessus.
9. Déplacez les porte-électrodes sous le microscope EAG et visualisez à travers le microscope pour placer l’électrode de tête (c.-à-d. de référence) sur un micromanipulateur. Assurez-vous que les antennes sont au centre.
10. Prenez l’électrode d’enregistrement, placez-la devant les extrémités des antennes. Déplacez-le et alignez-le le plus près possible des pointes à l’aide du micromanipulateur. À l’aide du microscope, déplacez la pointe de l’électrode d’enregistrement vers les antennes.
11. Connectez les deux porte-électrodes à l’amplificateur avant d’insérer les pointes pour les empêcher de bouger après l’insertion.
12. Insérez les extrémités des antennes dans l’électrode d’enregistrement. Assurez-vous qu’ils entrent simplement en contact avec la solution saline et le gel d’électrode et qu’ils sont visibles par transparence à travers le capillaire. L’antenne entre par « l’effet d’aspiration ».
13. Ajustez la position de la tête et des pointes avec une pince au microscope, si nécessaire.
14. Placez le tube de la compagnie aérienne près de la préparation de la tête du moustique (distance: 1 cm).
    REMARQUE : Si la tête tombe, retourner à la station de dissection et remonter la tête ou en préparer une nouvelle si elle a été perdue ou si plus de 5 minutes se sont écoulées depuis que la tête a été coupée. Une bonne connexion entre le capillaire et le cou/antennes est essentielle pour un enregistrement à faible bruit et fiable. Idéalement, les extrémités des antennes seront à moins de 1 mm du fil de l’électrode d’enregistrement une fois insérées.
15. Éteignez la source lumineuse, le cas échéant.
16. Placez la conduite d’aspiration près de la préparation de la tête de moustique (distance: 20 cm) et alignez-la avec la compagnie aérienne principale.
    REMARQUE: Le vide aidera à éliminer les produits chimiques entourant la préparation de la tête après le stimulus, ce qui pourrait entraîner des réponses EAG après l’application des impulsions.

7. Enregistrements

1. Après l’insertion des extrémités des antennes, allumez l’amplificateur et le réducteur de bruit. Observez le signal de base et assurez-vous qu’il n’est pas bruyant.
   REMARQUE: Observez si de grandes oscillations dans le signal électrique sont présentes. Ajustez la position de la tête et des extrémités des antennes au besoin jusqu’à ce que le signal soit propre. Utilisez des pinces crocodiles pour mettre à la terre tout ce qui introduit du bruit dans la cage ou la table d’air de Faraday. Un signal de base d’une amplitude inférieure à 0,01 mV est idéal pour détecter et discriminer les réponses EAG minuscules.
2. Une fois que le niveau de bruit est satisfaisant, insérez la première seringue odorante à tester dans le trou de la compagnie aérienne.
3. Fermez la cage de Faraday. Ne restez pas devant la préparation, pour réduire le bruit.
4. Cliquez sur Enregistrer sur le logiciel EAG.
5. Délivrez la ou les impulsions à l’aide de l’application logicielle.
   REMARQUE: Le nombre et la durée des impulsions varient en fonction des expériences. Ici, des légumineuses uniques de 1 s. par odorant ont été utilisées. Les odorants ont été séparés par 45 s.
6. Notez la réponse des antennes de moustiques dans le cahier de laboratoire.
   REMARQUE: Si l’odorant est détecté par les antennes du moustique, une déviation claire du signal est observée (voir Figure 3A).
7. Passez à l’odeur ou à la concentration suivante. N’oubliez pas de randomiser la présentation des odorants à moins qu’une courbe dose-réponse ne soit effectuée.
   NOTE: Un contrôle négatif et un contrôle positif doivent être utilisés dans les expériences. Cela permettra de s’assurer que les réponses observées sont bien des réponses olfactives et non dues à des bruits mécaniques ou électriques.
8. À la fin de l’enregistrement, appliquez un contrôle positif pour vérifier que les antennes sont toujours réactives.
   REMARQUE: Utilisez 0,1% ou 1% de benzaldéhyde car toutes les espèces de moustiques testées jusqu’à présent ont été sensibles à ce composé.
9. Procédez à la préparation suivante du moustique.

8. Nettoyage

1. Éteignez l’amplificateur, le réducteur de bruit, la compagnie aérienne et l’ordinateur.
2. Remettez les substances odorantes au congélateur.
3. Retirez les papiers filtres des seringues en verre et nettoyez-les à 100% d’éthanol si des résidus sont visibles sur les parois. Laisser sécher sur une lingette nettoyante pendant la nuit.
4. Nettoyez les porte-électrodes avec de l’eau DI pour éliminer toute trace possible de sel. Sécher en appliquant doucement contre un morceau de lingette nettoyante.
5. Placez les restes de moustiques dans le congélateur et jetez-les 24 h plus tard.
   REMARQUE: Si vous travaillez avec des moustiques infectés, suivez les exigences de sécurité de votre établissement.

9. Analyses des données

1. Mesurez manuellement ou automatiquement les réponses EAG.
   REMARQUE: L’amplitude EAG (-mV) est mesurée ici. Moyenne si plusieurs impulsions ont été appliquées pour chaque composé. Selon le logiciel utilisé, les EAG peuvent être automatiquement détectés et mesurés. Cependant, il est essentiel d’inspecter chaque réponse individuellement pour vérifier la forme de la réponse et évaluer le report possible, la réponse retardée, etc. La réponse EAG idéale est alignée sur le pouls, montre une déviation claire et peut être répétée entre les préparations contre les moustiques (Figure 3).
2. Présentez les données brutes pour montrer une variabilité minimale, un signal à faible bruit et des réponses claires (Figure 3B).
   REMARQUE: Les données peuvent également être normalisées (par exemple, Z-score). La valeur de contrôle négative (p. ex., huile minérale) (c.-à-d. la valeur de référence) peut être soustraite de la réponse et, si ce n’est pas le cas, doit être présentée dans les figures. Un contrôle positif doit également être présenté.
3. Effectuer des analyses statistiques à l’aide de n’importe quel logiciel de statistiques²⁸.

Résultats

L’électroantennenographie est un outil puissant pour déterminer si un produit chimique ou un mélange de produits chimiques est détecté par une antenne d’insecte. Il peut également être utilisé pour déterminer le seuil de détection d’un produit chimique donné en utilisant une augmentation graduelle de la concentration (c.-à-d. réponse de la courbe de dose, figure 4B). De plus, il est utile de tester les effets du répulsif sur la réponse aux odeurs liées à l’hôte

Discussion

Les comportements à médiation olfactive sont influencés par de nombreux facteurs, notamment physiologiques (par exemple, l’âge, l’heure de la journée) et environnementaux (par exemple, la température, l’humidité relative)³⁰. Ainsi, lors de la réalisation d’EAG, il est essentiel d’utiliser des insectes qui sont dans le même état physiologique (c.-à-d. surveillance de l’âge, famine, accouplement)³¹ et de maintenir un environnement chaud et humide autou...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Air table Clean Bench	TMC	https://www.techmfg.com/products/labtables/cleanbench63series/accessoriess	Noise reducer
Analog-to-digital board	National Instruments	BNC-2090A
Benchtop Flowbuddy Complete	Genesee Scientific	59-122BC	To anesthesize mosquitoes
Borosillicate glass capillary	Sutter Instrument	B100-78-10	To make the recording and references capillaries
Chemicals	Sigma Aldrich	Benzaldehyde: 418099-100 mL; Butyric acid: B103500-100mL; 1-Hexanol: 471402-100mL; Mineral oil: M8410-1L	Chemicals used for the experiments presented here
CO2	Airgas or Praxair	N/A	To anesthesize mosquitoes
Cold Light Source	Volpi	NCL-150
Disposable syringes	BD	1 mL (309628)  / 3 mL (309657)
Electrode cables	World Precision Instruments	5371
Electrode gel salt free	Parkerlabs	12-08-Spectra-360
Faraday cage	TMC	https://www.techmfg.com/products/electric-and-magnetic-field-cancellation/faradaycages	Noise reducer
Flowmeters	Bel-art	65 mm (H40406-0010) / 150 mm (H40407-0075)	One of each
GCMS vials and caps	Thermo-fisher scientific	2-SVWKA8-CPK	To prepare odorant dilutions
Glass syringes (Fortuna)	Sigma Aldrich	Z314307	For odor delivery to the EAG prep
Humbug	Quest Scientific	http://www.quest-sci.com/	Noise reducer
2 mm Jack Holder, Narrow, 90 deg., With Wire	A-M Systems	675748	Electrode holder
Magnetic bases	Kanetec	MB-FX	x 2
MATLAB + Toolboxes	Mathworks	https://www.mathworks.com/products/matlab.html	For delivering the pulses
Medical air	Airgas or Praxair	N/A	For main airline
Microscope	Nikkon	SMZ-800N
Micromanipulators Three-Axis Coarse/Fine Compact Micromanipulator	Narishige	MHW-3	x 2
Microelectrode amplifier with headstage	A-M Systems	Model 1800
Mosquito rearing supplies	Bioquip	https://www.bioquip.com/Search/WebCatalog.asp
Needles	BD	25G (305127) / 21G (305165)
Pasteur pipettes	Fisher Scientific	13-678-6A	For odor delivery to the EAG prep
PTFE Tubing of different diameters	Mc Master Carr	N/A	To connect solenoid valve, flowmeter, airline ect.
30V/5A DC Power Supply	Dr. Meter	PS-305DM
R version 3.5.1	R project	https://www.r-project.org/	For data analyses
Relay for solenoid valve	N/A	Custom made
Silver wire 0.01”	A-M Systems	782500
Solenoid valve (3-way)	The Lee Company	LHDA0533115H
WinEDR software	Strathclyde Electrophysiology Software	WinEDR V3.9.1	For EAG recording
Whatman paper	Cole Parmer	UX-06648-03	To load chemical in glass syringe / Pasteur pipette