Extrazellulärer Vesikelaufnahme-Assay mittels konfokaler Mikroskop-Bildgebungsanalyse

Zusammenfassung

Extrazelluläre Vesikel (EVs) tragen zur Zellbiologie und interzellulären Kommunikation bei. Es besteht ein Bedarf an praktischen Assays, um die Aufnahme von Elektrofahrzeugen durch die Zellen zu visualisieren und zu quantifizieren. Das aktuelle Protokoll schlägt den EV-Aufnahmeassay vor, indem eine dreidimensionale Fluoreszenzbildgebung mittels konfokaler Mikroskopie verwendet wird, nachdem die EV-Isolierung durch ein mikrofluidisches Gerät auf Nanofiltrationsbasis erfolgt.

Zusammenfassung

Es besteht ein Bedarf an praktischen Assays, um die extrazelluläre Vesikelaufnahme (EV) der Zellen zu visualisieren und zu quantifizieren. Die Aufnahme von Elektrofahrzeugen spielt eine Rolle bei der interzellulären Kommunikation in verschiedenen Forschungsbereichen; Krebsbiologie, Neurowissenschaften und Arzneimittelabgabe. Viele EV-Aufnahmeassays wurden in der Literatur berichtet; Es fehlt jedoch an einer praktischen, detaillierten experimentellen Methodik. Die EV-Aufnahme kann durch fluoreszierende Markierung von EVs beurteilt werden, um ihre Position in Zellen zu erkennen. Die Unterscheidung zwischen internalisierten EVs in Zellen und den oberflächlichen EVs auf Zellen ist schwierig, aber kritisch, um die EV-Aufnahme genau zu bestimmen. Daher wird in dieser Arbeit ein Assay vorgeschlagen, der die EV-Aufnahme durch dreidimensionale (3D) Fluoreszenz-Konfokalmikroskopie effizient quantifiziert. Fluoreszenzmarkierte EVs wurden mit einem auf Nanofiltration basierenden mikrofluidischen Gerät hergestellt, durch konfokale 3D-Mikroskopie visualisiert und dann durch fortschrittliche Bildverarbeitungssoftware analysiert. Das Protokoll bietet eine robuste Methodik für die Analyse von Elektrofahrzeugen auf zellulärer Ebene und einen praktischen Ansatz für eine effiziente Analyse.

Einleitung

Extrazelluläre Vesikel (EVs) sind nanogroße, lipidmembrangebundene Partikel, die nach ihren Größen kategorisiert werden: Ektosomen (100-500 nm) und Exosomen (50-150 nm)¹. EVs enthalten verschiedene Biomoleküle wie Proteine, Nukleinsäuren und Lipide. Diese Biomoleküle stammen aus den Zellen, bevor sie als Fracht eingekapselt und über EVs in den extrazellulären Raum freigesetzt ^werden1,2,3.

Aufgrund der Vielfalt ihrer Ladung wird angenommen, dass Elektrofahrzeuge eine aktive Rolle in der interzellulären Kommunikation spielen. Die Freisetzung und Aufnahme von EVs durch Zellen ermöglicht den Transfer von Biomolekülen zwischen den ^Zellen4,5. Die Einführung von EV-Ladung in eine Zelle kann die Funktionen und den homöostatischen Zustand der Empfängerzelle ^{verändern4,5,6}. EVs werden über mehrere Wege verinnerlicht; Die genauen Mechanismen wurden jedoch nicht genau demonstriert.

Die Mehrheit der EV-Aufnahmeassays, wie z. B. genetische Markierungen, markiert fluoreszierend einzelne ^EVs7. Das resultierende Signal kann per Mikroplattenphotometer, Durchflusszytometrie oder Mikroskopie gemessen werden, wobei jede Technologie erhebliche Einschränkungen aufweist. Mikroplattenphotometer, Durchflusszytometrie oder zweidimensionale Standardmikroskopie (2D) können nicht zwischen internalisierten und oberflächlich angebrachten EVs ^{unterscheiden8,9}. Darüber hinaus kann die notwendige Probenvorbereitung für jede dieser Techniken zusätzliche Probleme bei der Bewertung der EV-Aufnahme mit sich bringen. Zum Beispiel kann das Anheben von anhaftenden Zellen mit Trypsin vor der EV-Aufnahmeanalyse einige oberflächlich angebrachte EVs auf der Zelloberfläche ^spalten10,11. Trypsin kann auch mit der Zelloberfläche interagieren und den Zell- und EV-Phänotyp beeinflussen. Darüber hinaus kann Trypsin oberflächliche EVs nicht vollständig lösen, wodurch isolierte Populationen verzerrt werden.

Um EVs genau mit Fluoreszenzfarbstoffen zu kennzeichnen, sind zusätzliche Waschschritte erforderlich, um den Restfarbstoff zu ^entfernen7. Akzeptierte Isolationstechniken können auch zu falsch-positiven Signalen aufgrund der Koagulation beitragen, die während der EV-Isolierung auftritt. Zum Beispiel wird die serielle Ultrazentrifugation (UC) häufig verwendet, um EVs zu isolieren und den immobilisierten Farbstoff zu entfernen. UC kann jedoch EVs mitverfälschen, und der Restfarbstoff kann zu einem falsch-positiven Signal ^führen12,13. Andere Nanofiltrationsmethoden, wie die säulenbasierte Filtration, werden ebenfalls häufig für die nicht immobilisierte Farbstoffentfernung verwendet. Die komplexe Natur von EVs und Farbstoffen, die innerhalb der Säulenmatrix interagieren, kann zu einer unvollständigen Entfernung des Restfarbstoffs führen, da der molekulare Cut-off der Säule durch den komplexen Input verändert wird14,15,16.

Das aktuelle Protokoll schlägt ein nanofiltrationsbasiertes mikrofluidisches Gerät vor, um fluoreszenzmarkierte isolierte EVs zu isolieren und zu waschen. Das auf Nanofiltration basierende mikrofluidische Gerät kann eine effiziente Filtration über die flüssigkeitsunterstützte Trenntechnologie (FAST)^17,18 ermöglichen. FAST reduziert den Druckabfall über den Filter und reduziert so die potenzielle Aggregation zwischen Elektrofahrzeugen und Farbstoffen. Durch die effiziente Entfernung von Restfarbstoffen ist es möglich, die Qualität fluoreszenzmarkierter EVs und die Spezifität des Assays zu verbessern.

Die konfokale Mikroskopie kann zwischen internalisierten und oberflächlich angebrachten EVs auf der Zelloberfläche unterscheiden und die zellulären Mechanismen der EV-Aufnahme in einer raumzeitlichen Auflösung umfassend untersuchen19,20,21,22,23,24,25. Zum Beispiel beschrieben Sung et al. die Visualisierung des Exosomen-Lebenszyklus mit ihrem entwickelten Live-Cell-Reporter. Die Position der verinnerlichten EVs wurde mit einem konfokalen Mikroskop in dreidimensionalen (3D) und Post-Bildverarbeitungswerkzeugen erkannt und ^analysiert20. Obwohl die Größe kleiner EVs (40-200 nm) unter der Auflösungsgrenze des optischen Mikroskops liegt, können die fluoreszenzmarkierten EVs durch konfokale Mikroskopie nachgewiesen werden, da der Photodetektor die verstärkte Fluoreszenzemission nachweisen kann. Daher kann die subzelluläre Lokalisation der fluoreszenzmarkierten EVs innerhalb einer Zelle präzise bestimmt werden, indem mehrere z-gestapelte Bilder der EVs und der umgebenden Zellorganellen aufgenommen werden.

Darüber hinaus können die 3D-Rekonstruktion und die Nachdatenverarbeitung weitere Einblicke in die Positionierung der verinnerlichten, oberflächlichen und frei schwebenden Elektrofahrzeuge geben. Durch die Verwendung dieser Prozesse in Verbindung mit der Zeitraffer-Live-Cell-Bildgebung, die die konfokale Mikroskopie bietet, kann der Grad der EV-Aufnahme genau bewertet werden, und die Echtzeitverfolgung der EV-Aufnahme ist ebenfalls möglich. Darüber hinaus kann die EV-Trafficking-Analyse unter Verwendung der konfokalen Mikroskopie durchgeführt werden, indem die Co-Lokalisation von EVs mit Organellen bewertet wird, ein erster Schritt, um zu bestimmen, wie internalisierte EVs an der intrazellulären Funktion beteiligt sind. Dieses Protokoll beschreibt die Methodik zur Durchführung eines EV-Aufnahmeassays unter Verwendung des nanofiltrationsbasierten mikrofluidischen ^Geräts17,26, der konfokalen Mikroskopie und der Post-Image-Analyse.

Protokoll

1. EV-Isolierung und On-Chip-Immunfluoreszenz-EV-Markierung

1. Sammlung von Zellkulturmedien (CCM) und Vorverarbeitung von CCM zur EV-Isolierung
   1. Seed PC3-Zellen bei 30% Konfluenz in einem 75 ^cm2 Zellkulturkolben. Lassen Sie Die Kontrollzellen in Standardmedien und zelllinienspezifischen Nahrungsergänzungsmitteln auf 90% Konfluenz (~ 48 h) wachsen.
      HINWEIS: Um zu verhindern, dass EV-haltige Komponenten die zelluläre Aufnahme beeinflussen (z. B. fötales Rinderserum), verwenden Sie exosomenarme Medien und Nahrungsergänzungsmittel.
   2. Ernten Sie das CCM.
   3. Zentrifugieren Sie das CCM bei 1000 x g für 10 min bei Raumtemperatur (RT), um nicht angebrachte Zellen und große Ablagerungen, die mit dem Medium geerntet werden, zu pelletieren. Übertragen Sie den Überstand auf ein neues konisches Rohr.
   4. Im neuen Röhrchen zentrifugieren Sie den Überstand bei 10.000 x g für 20 min bei 4 °C, um kleinere Ablagerungen und apoptotische Körper, die im Medium verbleiben, zu pelletieren. Einige größere EVs werden pelletiert. Übertragen Sie den Überstand auf ein neues Rohr.
   5. Filtern Sie den Überstand durch einen 0,45 μm hydrophilen Polyvinylidenfluorid (PVDF) Membranspritzenfilter.
      HINWEIS: Wenn CCM nicht sofort für die EV-Isolierung verarbeitet wird, lagern Sie das vorverarbeitete CCM bei -80 °C, bis die Isolierung durchgeführt ist. Wenn eingefroren, begrenzen Sie die Gefrier-Tau-Zyklen auf eins.
2. EV-Isolierung von CCM mit einem mikrofluidischen Gerät auf Nanofiltrationsbasis
   1. Wenn eingefroren, CCM und Wirbel vor Schritt 1.2.2 30 s vollständig auftauen.
   2. Injizieren Sie 1 ml vorbearbeitetes CCM (Schritt 1.1) in die Probenkammer des mikrofluidischen Geräts auf Nanofiltrationsbasis (siehe Materialtabelle)^17,26.
      HINWEIS: Befolgen Sie die Standardarbeitsanweisung für das mikrofluidische Gerät auf ^{Nanofiltrationsbasis17,26}.
   3. Drehen Sie mit 3000 U / min für 10 minuten in der Tischspinnmaschine (siehe Materialtabelle), um das mikrofluidische Gerät zu betreiben.
      HINWEIS: Wenn CCM nach dem ersten Durchlauf auf der Probenkammer verbleibt, führen Sie zusätzliche Drehungen durch, bis das gesamte CCM aus der Probenkammer entleert ist.
   4. Entfernen Sie die Flüssigkeit durch Pipettieren aus der Abfallkammer und wiederholen Sie die Schritte 1.2.1, 1.2.2 und 1.2.3 zweimal.
      HINWEIS: Insgesamt werden 3 ml CCM für die EV-Isolierung verarbeitet.
   5. Injizieren Sie 1 ml phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) in die Probenkammer, um die isolierten EVs zu waschen. Drehen Sie in der Tischspinnmaschine zum Betrieb der mikrofluidischen Vorrichtung gemäß Schritt 1.2.3. Lokalisieren Sie die reinen EVs auf der Membran des Geräts.
      HINWEIS: Die Qualität der aus dem nanofiltrationsbasierten mikrofluidischen Gerät isolierten EVs wurde insbesondere durch Transmissionselektronenmikroskopie (TEM), Rasterelektronenmikroskop (REM), Nanopartikel-Tracking-Analyse (NTA), strukturierte Beleuchtungsmikroskopie, enzymgebundenen Immunosorbent-Assay und Real-Time-PCR in der vorherigen Forschung bestätigt und ^{verglichen17,26}.
3. Immunfluoreszenzmarkierung von ELEKTROFAHRZEUGEN mit einem mikrofluidischen Gerät auf Nanofiltrationsbasis (Abbildung 1)
   1. Wählen Sie einen EV-spezifischen Antikörper entsprechend dem Zweck des Assays aus (siehe Tabelle der Materialien).
      HINWEIS: Bestimmte Antikörper können Ligandenbindungsstellen stören, die für EV-Aufnahmewege spezifisch sind (d. H. Endozytose).
   2. Injizieren Sie 1 μg/ml des EV-spezifischen Antikörpers in das Elutionsloch des Geräts, das 100 μL isolierte EVs enthält.
   3. Inkubieren Sie für 1 h im Dunkeln bei RT auf einem Plattenschüttler, um die gleichmäßige Verteilung des Antikörpers über die Probe zu gewährleisten.
   4. Befestigen Sie ein Klebeband am Elutionsloch. Injizieren Sie 1 ml PBS in die Probenkammer, um alle verbleibenden Antikörper auszuwaschen.
   5. Drehen Sie das Gerät mit 3000 U / min, bis die Probenkammer leer ist. Entfernen Sie jegliche Flüssigkeit aus der Abfallkammer durch Pipettieren. Injizieren Sie 1 ml PBS in die Probenkammer.
      HINWEIS: Fluoreszenzmarkierte EVs befinden sich in der Membrankammer.
   6. Pipettieren Sie die fluoreszierend markierten EVs (Abbildung 2) aus der Membrankammer in eine bernsteinfarbene Röhre. Vom Licht bis zum Gebrauch blockieren.

2. Inkubation der Zellen mit fluoreszenzmarkierten EVs für den EV-Aufnahmeassay

1. Zielzellsaat und -kultur auf den zellkulturkompatiblen Schalen.
   1. Säen Sie 1 x ¹⁰⁴ PC3-Zellen in die Mikrorutsch-8-Well-Platte (9,4 x 10,7 mm für jede Vertiefung) mit 0,2 ml Medien oder 4 x ¹⁰⁴ PC3-Zellen in eine 35-mm-Schale mit 1 ml Medien. Die Zellen zu einer zellkulturverträglichen Schale aus einem dünnen Deckglas (Dicke: 0,18 mm) plattieren.
      HINWEIS: Der dünne Deckglas minimiert die nachteilige Streuung des Lichts.
   2. Lassen Sie die Zellen über Nacht unter optimalen Zellkulturbedingungen (37 °C, 5% _{CO2-Konzentration} , 90% Luftfeuchtigkeit) haften.
   3. Adhärenzierte Zellen zweimal mit Exosomen-depletierten Medien waschen (beschrieben in Schritt 1.1.1).
2. Zellinkubation mit fluoreszenzmarkierten EVs.
   1. Messen Sie die Konzentration fluoreszenzmarkierter EVs (Schritt 1.3.5) durch Nanopartikel-Tracking-Analyse (NTA, ergänzende Abbildung 1). Bestimmung der optimalen Konzentration fluoreszenzmarkierter EVs, die den kultivierten Zellen zugesetzt werden sollen (Schritt 2.1.2.).
   2. Verdünnen Sie die fluoreszierend markierten EVs mit Exosomen-depletierten Medien, um der in Schritt 2.2.1 gemessenen gewünschten Konzentration zu entsprechen. (d. h. 7,80 x ¹⁰⁹ EVs (in NTA-Wert) in 200 μL exosomengereicherter Medien.)
   3. Die verdünnten EVs (Schritt 2.2.2) werden zu den nach 2.1.2 hergestellten anhaftenden Zielzellen gegeben. Inkubieren Sie für experimentelle Zeit (dh 4, 8 oder 12 h).
   4. Waschen Sie zellen dreimal mit exosomenfreien Medien, um nicht internalisierte EVs zu entfernen.
      HINWEIS: Optional: Zellen können nach dem Waschen fixiert werden.
   5. Markieren Sie das Zytoplasma der adhärenten Zellen mit 1 μg/ml CMTMR ((5-(und-6)-((((4-chlormethyl)benzoyl)amino) Tetramethylrhodamin) (siehe Materialtabelle) und inkubieren Sie unter optimalen Zellkulturbedingungen (37 °C, 5% _{CO2-Konzentration} , 90% Luftfeuchtigkeit).
      HINWEIS: Zellflächenfarbstoffe sollten getrennt von markierten EVs fluoreszieren, um die bestimmung der räumlichen Lage (internalisiert oder oberflächlich) der spiked EVs während des EV-Aufnahmeassays zu unterstützen.
   6. Waschen Sie markierte Zellen zweimal mit Exosomen-depletierten Medien, um den Restfarbstoff zu entfernen. Fügen Sie den Zellen frische Exosomen-erschöpfte Medien hinzu, um sich auf die konfokale Bildgebung mit lebenden Zellen vorzubereiten.

3. Konfokale Mikroskopie

1. Um Live-Cell-Imaging durchzuführen, verwenden Sie einen Inkubator auf der Bühne, um optimale Zellkulturbedingungen (37 °C, 5% _{CO2-Konzentration} , 90% Luftfeuchtigkeit) aufrechtzuerhalten.
2. Legen Sie die vorbereiteten Zellen in den Inkubator auf der Bühne.
3. Legen Sie die Bildgebungsparameter basierend auf Kontrollproben fest.
   HINWEIS: Zu den empfohlenen Kontrollproben gehören: Nur fluoreszenzmarkierte EVs, fluoreszenzmarkierte Zellen, nicht markierte EVs und nicht markierte Zellen.
4. Bestimmen Sie die Tiefe der Zielzellen und den Bereich der Stapelgröße in Z-Richtung, um konfokale 3D-Bilder zu erfassen.
   HINWEIS: Die Dicke eines Z-Stacks beträgt 1 μm. Die konfokale 3D-Bildaufnahme dauerte 2 min 34 s (jede Z-Ebene-Bildaufnahme dauerte ca. 8 s; insgesamt zwanzig Z-Stack-Bilder).
5. Stellen Sie die Bildaufnahme auf mehrere z-gestapelte Bilder von zellspezifischem Farbstoff (d. h. Rot) und EV-spezifischem Farbstoff (d. h. Grün) gleichzeitig ein (Abbildung 3 und Abbildung 4A).

4. Bildverarbeitung

1. Verwenden Sie eine automatische Bildverarbeitungssoftware, um die rohen z-gestapelten konfokalen Bilder zu analysieren und die EV-Aufnahme durch Zellen zu bestimmen (siehe Materialtabelle).
2. Stellen Sie Schwellenwertparameter für das Fluoreszenzsignal der Zellen und EV-spezifische Farbstoffe ein. Erstellen Sie die virtuellen Oberflächen von Zellen (Abbildung 4A,B).
   1. Um die virtuellen Flächen von Zellen zu erstellen, klicken Sie auf die Schaltfläche Neue Flächen hinzufügen.
   2. Wählen Sie Berechnung der kürzesten Entfernung als "Algorithmuseinstellungen", um den von der Software bereitgestellten Algorithmus zu verwenden, und klicken Sie dann auf Weiter: Quellkanal.
   3. Wählen Sie in diesem Experiment Kanal 2 - CMTMR als "Quellkanal" aus.
   4. Wählen Sie "Glätten " und geben Sie den entsprechenden Wert in "Oberflächendetails" ein, um die Oberfläche zu glätten.
      HINWEIS: 0,57 μm in diesem Experiment, da 1 Pixel 0,57 μm in Rohbilddaten darstellt.
   5. Wählen Sie Absolute Intensität als "Schwellenwert".
   6. Um das Fluoreszenzbild automatisch durch den bereitgestellten Algorithmus zu schmollen, klicken Sie auf Schwellenwert (Absolute Intensität): Der Wert wird automatisch festgelegt.
   7. Wählen Sie Aktivieren als "Sich berührende Objekte aufteilen (Region wachsen)" und geben Sie den Wert der geschätzten Zellgröße in "Seed Points Diameter", 10,0 μm in diesem Experiment, ein. Klicken Sie dann auf Weiter: Seed Points filtern.
   8. Um die virtuellen Zellenoberflächen zu konfigurieren, klicken Sie auf die Schaltfläche + Hinzufügen und wählen Sie dann Qualität als "Filtertyp" aus. Schwellenwert für den entsprechenden Wert (210 in diesem Experiment) für den niedrigen Grenzwert durch eine Visuelle Inspektion und den Höchstwert (1485) für den oberen Grenzwert, und klicken Sie dann auf die Schaltfläche Fertig stellen .
      HINWEIS: Eine visuelle Inspektion bedeutet, dass ein Forscher den Zellbereich von einem rohen Fluoreszenzbild unterscheiden kann.
   9. Um die virtuellen Punkte von Elektrofahrzeugen zu erstellen, klicken Sie anschließend auf die Schaltfläche Neue Spots hinzufügen.
   10. Wählen Sie verschiedene Spotgrößen (Region wächst) und Berechnung der kürzesten Entfernung als "Algorithmuseinstellungen" aus und klicken Sie dann auf Weiter: Quellkanal.
   11. Wählen Sie in diesem Experiment Kanal 1 - Alexa Fluor 488 als "Quellkanal" aus.
   12. Geben Sie den entsprechenden Wert in "Geschätzter XY-Durchmesser" für die Spot-Detektion ein, 1 μm in diesem Experiment. Klicken Sie dann auf Weiter: Spots filtern.
   13. Um die virtuellen EV-Punkte zu konfigurieren, klicken Sie auf die Schaltfläche + Hinzufügen , wählen Sie Qualität als "Filtertyp" und legen Sie "Unterer Schwellenwert" durch eine visuelle Inspektion fest, 100 in diesem Experiment. Klicken Sie dann auf die Schaltfläche Weiter: Spot-Bereichstyp .
   14. Wählen Sie Absolute Intensität als "Punktbereichstyp" aus, und klicken Sie dann auf Weiter: Punktbereiche.
   15. Um den Bereich der EV-Punkte zu minimieren, geben Sie den entsprechenden Wert durch eine visuelle Inspektion in "Region Threshold" ein, 100 als "Region Threshold" in diesem Experiment.
       HINWEIS: Eine visuelle Inspektion bedeutet, dass ein Forscher den EVs-Bereich von einem rohen Fluoreszenzbild unterscheiden kann.
   16. Wählen Sie Bereichsvolumen als "Durchmesser von" aus, und klicken Sie dann auf Fertig stellen.
3. Verwenden Sie die von der Software bereitgestellten Algorithmen, um die gruppierten Punkte innerhalb der bebauten Oberfläche in Schritt 4.2 aufzuteilen (Abbildung 4C, i-iv).
   1. Klicken Sie auf die erstellten Spots und gehen Sie dann zu Filter.
   2. Klicken Sie auf die Schaltfläche + Hinzufügen , wählen Sie dann Kürzeste Entfernung zu Flächen Flächen = Fläche 1 als Filtertyp aus, und klicken Sie dann auf die Schaltfläche Auswahl auf neue Spots duplizieren . Der niedrigste Schwellenwert (-7,0 in diesem Experiment) für den niedrigen Grenzwert und der entsprechende Wert (-0,5) für den oberen Grenzwert.
      HINWEIS: Legen Sie die Obergrenze mit dem geschätzten Radius von Spots fest. In diesem Experiment wurde der geschätzte Durchmesser von Spots, d.h. EV-Punkten, in Schritt 4.2.11 auf 1 μm gesetzt; somit kann die Obergrenze 0,5 betragen.
4. Automatische Zählung von Elektrofahrzeugen in den Zellen
   HINWEIS: Die Software zählt automatisch die Anzahl der EVs in den Zellen und gibt die Anzahl an, die von den Zielzellen verinnerlicht wird.
   1. Klicken Sie auf die Ausgewählte "Erstellte Spots 1" [Kürzeste Entfernung zu Flächenflächen = Flächen 1 zwischen -7,00 und -0,500].
   2. Gehen Sie zu den Statistiken und exportieren Sie den Wert aus "Gesamtzahl der Spots"
      HINWEIS: Die von der Software bereitgestellten Algorithmen berechnen automatisch die Anzahl und das Volumen der Zellen.
5. Bestimmen Sie die Ausbeute der EV-Aufnahme pro Inkubationszeit basierend auf den oben berechneten Werten (Abbildung 5).
   1. Um die Anzahl der Zellen zu erhalten, klicken Sie auf die erstellten Flächen 1, gehen Sie dann zu Statistik und exportieren Sie den Wert "Gesamtzahl der Flächen" aus Gesamt.
   2. Gehen Sie zu Detailed in Statistics , um das Volume aus Detailed zu exportieren.

Ergebnisse

Unter Verwendung eines mikrofluidischen Geräts auf Nanofiltrationsbasis wurden EVs aus PC3 CCM isoliert und mit einem fluorophorkonjugierten EV-spezifischen (CD63) Antikörper markiert (Abbildung 1). Die markierten EVs wurden erfolgreich durch die konfokale 3D-Mikroskopie visualisiert (Abbildung 2). Die markierten EVs wurden mehrere Stunden lang mit Zellen in Exosomen-depletierten Medien inkubiert. Nach der Inkubation wurden die Zellen mit Exosomen-depletierten...

Diskussion

Ein EV-Aufnahmeassay, der auf 3D-Fluoreszenzbildgebung mittels konfokaler Mikroskopie basiert, bietet eine effiziente Methodik und empfindliche Analyse. Diese fluoreszierende EV-Markierung erleichtert die Visualisierung von Elektrofahrzeugen und führt erfolgreich einen präzisen EV-Aufnahmeassay durch. Frühere Methoden zur Kennzeichnung von Elektrofahrzeugen und zur Entfernung des Restfarbstoffs wurden durch Entfernen der Fällung mittels Ultrazentrifugation (UC) berichtet; UC kann jedoch EVs mitausfällen, un...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alexa Fluor 488 anti-human CD63 Antibody	Biolegend	353038	Fluorescent dye conjugated EV-specific antibody
CellTracker Orange CMTMR Dye	Thermo Fisher Scientific	C2927	Live cell (cytoplasm) fluoresent labeling reagent
CFI Apo Lambda S 40XC WI	Nikon	MRD77400	Objective for confocal imaging, NA=1.25
CFI Plan Apo VC 20X	Nikon	MRD70200	Objective for confocal imaging, NA=0.75
Exodisc	Labspinner Inc.	EX-D1001	A nano-filtration based microfluidic device for EV isolation
ExoDiscovery	Labspinner Inc.	EX-R1001	Operation device for Exodisc
Exosome-depleted FBS	Thermo Fisher Scientific	A2720801	Nutrient of cell culture media for PC3 cell line derived EV collection
Fetal bovine serum (FBS)	VWR	1500-500	Nutrient for cell cultivation
Goat Anti-Mouse IgG H&L preadsorbed	abcam	ab7063	Mouse IgG antibody for negatvie control of EV labeling
Ibidi USA U DISH μ-Dish 35 mm	Ibidi	81156	Culture dish for confocal imaging
Imaris 9.7.1	Oxford Instruments	9.7.1	Post-image processing software
Incubator System+ CO2/O2/N2 gas mixer	Live Cell Instrument	TU-O-20	Incubator system for live cell imaging
Nikon A1 HD25 / A1R HD25 camera	Nikon	NA	Camera for confocal imaging
Nikon Eclipse Ti microscope	Nikon	NA	Inverted microscope for confocal imaging
NIS-Elements AR 4.50.00	Nikon	4.50.00	Image processing software for Nikon microscope
NTA, NanoSight NS500	Malvern Panalytical	NS500	Measurement device for EV concentration
OriginPro 2020	OriginLab	9.7.0.185	Graphing software
Penicillin-Streptomycin	Thermo Fisher Scientific	15140122	Antibiotics for cell cultivation
RPMI 1640	Thermo Fisher Scientific	21875034	Cell culture media for PC3 cell line cultivation
SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO	Thermo Fisher Scientific	S32703	RNA staining fluorescent dye for the EV labeling