Myokardinfarkt durch perkutane Embolisationsspulenentfaltung in einem Schweinemodell

Zusammenfassung

Myokardinfarkt (MI) Tiermodelle, die den natürlichen Prozess der Krankheit beim Menschen nachahmen, sind entscheidend für das Verständnis pathophysiologischer Mechanismen und die Prüfung der Sicherheit und Wirksamkeit neuer aufkommender Therapien. Hier beschreiben wir ein MI-Schweinemodell, das durch den Einsatz einer perkutanen Embolisationsspule erstellt wurde.

Zusammenfassung

Der Myokardinfarkt (MI) ist weltweit die häufigste Todesursache. Trotz der Verwendung evidenzbasierter Behandlungen, einschließlich koronarer Revaskularisation und Herz-Kreislauf-Medikamenten, entwickelt ein erheblicher Teil der Patienten einen pathologischen linksventrikulären Umbau und eine fortschreitende Herzinsuffizienz nach MI. Daher wurden neue therapeutische Optionen, wie unter anderem Zell- und Gentherapien, entwickelt, um verletztes Myokard zu reparieren und zu regenerieren. In diesem Zusammenhang sind Tiermodelle von MI von entscheidender Bedeutung, um die Sicherheit und Wirksamkeit dieser experimentellen Therapien vor der klinischen Translation zu untersuchen. Große Tiermodelle wie Schweine werden aufgrund der hohen Ähnlichkeit von Schweinen und menschlichen Herzen in Bezug auf die Anatomie der Koronararterien, die Herzkinetik und den Post-MI-Heilungsprozess gegenüber kleineren bevorzugt. Hier wollten wir ein MI-Modell in Pig durch permanenten Spuleneinsatz beschreiben. Kurz gesagt, es umfasst eine perkutane selektive Koronararterienkanülierung durch retrograden Femurzugang. Nach der Koronarangiographie wird die Spule am Zielzweig unter fluoroskopischer Führung eingesetzt. Schließlich wird eine vollständige Okklusion durch wiederholte Koronarangiographie bestätigt. Dieser Ansatz ist machbar, hochgradig reproduzierbar und emuliert die Pathogenese der menschlichen nicht-revaskularisierten MI, wobei die traditionelle Operation des offenen Brustkorbs und die anschließende postoperative Entzündung vermieden werden. Abhängig von der Zeit des Follow-ups eignet sich die Technik für akute, subakute oder chronische MI-Modelle.

Einleitung

Myokardinfarkt (MI) ist weltweit die häufigste Ursache für Mortalität, Morbidität und Behinderung¹. Trotz der derzeitigen therapeutischen Fortschritte entwickelt ein erheblicher Teil der Patienten einen nachteiligen ventrikulären Umbau und eine fortschreitende Herzinsuffizienz nach MI, was zu einer schlechten Prognose aufgrund ventrikulärer Dysfunktion und plötzlichem Tod führt ^2,3,4. Neue therapeutische Optionen zur Reparatur und/oder Regeneration von verletztem Myokard stehen daher auf dem Prüfstand, und translationale MI-Tiermodelle sind entscheidend für die Prüfung ihrer Sicherheit und Wirksamkeit. Obwohl mehrere Modelle für die kardiovaskuläre Forschung verwendet wurden, darunter Ratten^5,6, Mäuse^7,8, Hunde⁹ und Schafe 10, sind Schweine aufgrund ihrer hohen Ähnlichkeit mit dem Menschen in Bezug auf Herzgröße, Koronararterienanatomie, Herzkinetik^, Physiologie^, Stoffwechsel und den Post-MI-Heilungsprozess eine der besten Optionen für die Modellierung von Herzischämiestudien^{11. 12,13,14,15}.

In diesem Zusammenhang stehen viele verschiedene offen-chirurgische und perkutane Ansätze zur Verfügung, um MI-Schweinemodelle zu entwickeln. Der Ansatz der offenen Brust beinhaltet ein linkslaterales Thorakotomieverfahren und ist unter anderem bei der Durchführung einer chirurgischen Koronararterienligatur 16,17, einer myokardischen Kryoverletzung^, einer Kauterisation 12 und der Platzierung der Koronararterien eines hydraulischen Okkluds 18 oder eines ameroiden Konstriktors ¹⁹ nützlich. Die chirurgische Koronarokklusion wurde ausgiebig eingesetzt, um neue therapeutische Optionen wie kardiale Gewebezüchtung und Zelltherapie zu testen, da sie einen breiten Zugang und eine visuelle Beurteilung des Herzens ermöglicht. Im Gegensatz zu menschlicher MI kann es jedoch zu chirurgischen Adhäsionen, angrenzender Narbenbildung und postoperativer Entzündung^{kommen 17}. Myokard-Kryo-Verletzung und Kauterisation sind leicht reproduzierbare Techniken, reproduzieren aber nicht die pathophysiologische MI-Progression, die beim Menschen beobachtet wurde¹². Auf der anderen Seite wurden mehrere perkutane Techniken entwickelt, um eine vorübergehende oder dauerhafte Koronarblockade zu erzeugen. Diese umfassen die transkoronare oder intrakoronare Ethanolablation 20,21, die Okklusion durch Ballonangioplastie 22 oder die Abgabe thrombogener Materialien wie Agarosegelkügelchen 23, Fibrinogengemische^{9 oder} Spulenembolisation ^17,24. Während die Ballonangioplastie besser für Ischämie- / Reperfusionsstudien geeignet ist, ist der Einsatz von Koronarspulen eine der besten Optionen für die Modellierung von nicht revaskularisiertem MI. Dieser perkutane Ansatz ist machbar, konsistent reproduzierbar und vermeidet eine Operation am offenen Brustkorb. Es ermöglicht eine präzise Kontrolle der Infarktstelle und führt zu einer Pathophysiologie, die der eines menschlichen, nicht reperfundierten MI ähnelt. Darüber hinaus eignet sich die Spulenembolisation zur Modellierung von akuter, subakuter oder chronischer MI; chronische kongestive Herzinsuffizienz; oder Herzklappenerkrankung¹⁷.

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, zu beschreiben, wie ein MI-Schweinemodell durch permanenten Spuleneinsatz entwickelt werden kann. Kurz gesagt, es umfasst eine perkutane selektive Koronararterienkanülierung durch retrograden Femurzugang. Nach der Koronarangiographie wird eine Spule an der Zielasterarterie unter fluoroskopischer Führung eingesetzt. Schließlich wird eine vollständige Okklusion durch wiederholte Koronarangiographie bestätigt.

Protokoll

Diese Studie wurde von der Ethikkommission der Animal Experimentation Unit des deutschen Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP) und Regierungsbehörden (Generalitat de Catalunya; Code: 10558 und 11208) und entspricht allen Richtlinien für die Verwendung von Tieren in Forschung und Lehre gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren²⁵.

1. Vorverfahrensvorbereitung der Tiere

1. Verwenden Sie gekreuzte Landrasse X Große weiße Schweine (30-35 kg) beiderlei Geschlechts.
2. Halten Sie die Tiere vor dem Eingriff 12 Stunden lang im Fastenzustand.

2. Sedierung, Anästhesie und Analgesie

1. Stimieren Sie das Tier mit einer intramuskulären (IM) Injektion von Ketamin (3 mg/kg), Midazolam (0,3 mg/kg) und Dexmedetomidin (0,03 mg/kg). Warten Sie ca. 10-15 min.
2. Sobald das Schwein sediert ist, lüften Sie es mit einer Sauerstoffmischung (90-100%)-Isofluran (1-2%) und einer Gesichtsmaske, um eine optimale Sedierung zu gewährleisten.
3. Legen Sie Tierarztsalbe auf die Augen des Schweins, um Trockenheit zu verhindern.
   HINWEIS: Wiederholen Sie dies alle 20 Minuten.
4. Legen Sie intravenös (IV) einen 20 G Katheter in eine seitliche Ohrvene. Verabreichen Sie Propofol (1-2 mg / kg), um eine Anästhesie zu induzieren.
5. Sobald das Schwein keinen Schluckreflex hat, intubieren Sie das Tier mit einem Endotrachealtubus (Größe 6,5-7,0 für 30-35 kg).
   HINWEIS: Stellen Sie die Größe des Endotrachealtubus entsprechend der Größe des Schweins ein. Die Intubation sollte schnell durchgeführt werden, um eine tiefere Anästhesieebene und eine längere Apnoe zu verhindern.
6. Intravenös verabreichtes Buprenorphin (0,01 mg/kg) zur intrachirurgischen Analgesie. Verwenden Sie ein transdermales Fentanylpflaster (100 μg / h) für postoperative Analgesie.
   HINWEIS: Das Fentanylpflaster wird auf die Leistenhaut aufgetragen und ist 72 h lang aktiv, um postoperative Schmerzen zu begrenzen. Seine pharmakologische Wirkung beginnt nicht unmittelbar nach der Abgabe, daher wenden Sie sie vor Beginn des Verfahrens an.
7. Belüftung der Atemwegsmaskenbeuteleinheit (20 Inflationen/min) während des Transports des Schweins in den Raum der vaskulären interventionellen Radiologie (VIR).
8. Schließen Sie den Endotrachealtubus an das Anästhesiegerät an, das mit einem Atemwegssensor und einer Kapnographieaufzeichnung ausgestattet ist.
9. Starten Sie die mechanische Überdruckbelüftung mit FiO₂ 0,50 bei einem Tidalvolumen von 10 ml/kg und einer Frequenz von 16-20 Atemzügen/min. Halten Sie die Anästhesie mit Isofluran (1-3%) aufrecht.
   HINWEIS: Um die richtige chirurgische Anästhesieebene zu bestätigen, sollte das Tier weder spontan atmen noch Hornhaut- oder Pupillenlichtreflexe haben.

3. Hämodynamische Überwachung und Vorbereitung des Operationsbereichs

1. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf den Operationstisch und befestigen Sie die Gliedmaßen mit Klebeband oder Verband am Tisch.
2. Platzieren Sie Elektrokardiogramm (EKG) -Sonden subkutan in den Extremitäten des Tieres, um während des experimentellen Verfahrens Veränderungen des ST-Segments, der T-Wellen und der Herzfrequenz aufzuzeichnen.
3. Legen Sie ein Pulsoximeter auf die Zunge oder eine Ecke der Lippe des Tieres und die nicht-invasive Druckmanschette auf das Vorderglied.
4. Messen Sie die Rektal-/Speiseröhrentemperatur mit einer Sonde.
5. Reinigen Sie den rechten Oberschenkelbereich mit chirurgischer Seife, gefolgt von abwechselnder antiseptischer Povidon-Jod-Lösung und Alkohol 3 Mal unter sterilen Bedingungen.
6. Stellen Sie sicher, dass der Chirurg chirurgisches Händewaschen durchführt und ein steriles Kleid und sterile Handschuhe trägt.
7. Bedecken Sie das Tier mit einem sterilen chirurgischen Tuch.
8. Bereiten Sie die Nadel, eine 6F-Gefäßhülle, einen 0,035-Zoll-J-bestückten Draht, einen 6F JR4 90-cm-Führungskatheter, einen 0,014-Zoll-200-cm-Führungsdraht, einen Mikrokatheter mit einer Länge von 150 cm / 0,017 Zoll mit einem Innendurchmesser und das Kontrastmittel-Injektionsverteiler-Kit vor und spülen Sie sie mit heparinisierter Kochsalzlösung.

4. Gefäßzugang

1. Punktieren Sie die rechte Oberschenkelarterie über einen perkutanen Ansatz mit ultraschallgeführter Punktion. Lokalisieren Sie die Gabelung zwischen der oberflächlichen Oberschenkelarterie und der tiefen Oberschenkelarterie.
2. Positionieren Sie den Wandler 2-3 cm proximal zur Bifurkation in der gemeinsamen Oberschenkelarterie und richten Sie die Mitte des Wandlers mit der gemeinsamen Oberschenkelarterie aus.
3. Positionieren Sie die Nadel in der Mitte des Wandlers und punktieren Sie die Arterie bei einer Neigung von ca. 45°. Anschließend führen Sie einen 6F-Gefäßmantel mit der modifizierten Seldinger-Technik²⁶ ein.
   HINWEIS: Bei signifikanten Krämpfen oder Hämatomen Übergang zur kontralateralen Oberschenkelarterie.
4. Spülen Sie die Katheter mit heparinisierter Kochsalzlösung. (5000 IE unfraktioniertes Heparin/1000 ml 0,9% NaCL).
5. Verabreichen Sie Heparin durch die Scheide (300 IE / kg).

5. Koronarangiographie

1. Führen Sie den J-Tip-Draht in den JR4-Führungskatheter ein, führen Sie den Draht durch die Hülle in die aufsteigende Aorta und legen Sie den Katheter dann über die Klappenoberfläche.
2. Entfernen Sie den Draht und schließen Sie den Katheter an das Injektionsverteilersystem an. Bereinigen Sie das gesamte System.
3. Bei der Durchleuchtung wird der Katheter in die linke Hauptkoronararterie eingeschaltet und 10 ml jodiertes Kontrastmittel injiziert, um das linke Koronarsystem sichtbar zu machen (Abbildung 1A, C).
   HINWEIS: Es ist wichtig sicherzustellen, dass die arterielle Druckwellenform vor der Injektion nicht gedämpft wird, um das Risiko einer Koronardissektion zu vermeiden.
4. Führen Sie Angiogramme in zwei orthogonalen Ansichten durch: linke vordere schräge 40° und rechte vordere schräge 30°-Projektionen.
5. Führen Sie einen am Mikrokatheter vormontierten 0,014-Zoll-Führungsdraht unter fluoroskopischer Führung zur mittleren linken vorderen absteigenden (LAD) oder distalen linken Zirkumflex-Koronararterie (LCX) vor.

6. Spulenimplantation

1. Führen Sie den Mikrokatheter unter fluoroskopischer Führung durch den Draht an die gewünschte Stelle, an der das Spulenimplantat eingesetzt werden soll. Im Falle einer LAD-Okklusion platzieren Sie die Spule distal in den ersten diagonalen Zweig und bei LCX platzieren Sie die Spule distal in den ersten Randzweig.
   HINWEIS: Proximale Annäherungen (vor den ersten diagonalen oder ersten marginalen Zweigen) haben sehr niedrige Überlebensraten.
2. Entfernen Sie den Draht und wählen Sie die Spule aus.
   HINWEIS: Es ist wichtig, die optimale Spulengröße und -länge auszuwählen. Eine kleine oder kurze Spule kann sich nicht gut im Gefäßlumen positionieren und hat ein sehr hohes Risiko einer distalen Migration aufgrund von Kontrastinjektionen oder spontanen, was zu einer kleineren Infarktgröße führt. Eine große oder lange Spule kann proximal zum Gefäß vorfallen und einen größeren Infarkt als gewünscht erzeugen. Die Wahl der richtigen Spule ist besonders wichtig, wenn nicht nachweisbare Spulen verwendet werden, da diese nicht entfernt werden können. Die optimale Größe ist 1-2 mm größer als das Lumen des zu embolisierenden Gefäßes, und die Länge zwischen 20-60 mm ist normalerweise für 30-40-kg-Schweine ausreichend.
3. Geben Sie die Spule über einen Mikrokatheter ab und injizieren Sie langsam 5 ml jodiertes Kontrastmittel unter Durchleuchtung, um die korrekte Position der Spule zu visualisieren.
4. Entfernen Sie den Mikrokatheter im Inneren des Führungskatheters und legen Sie die Führung in einen Seitenzweig, um Kontrollinjektionen durchzuführen und den Zugang zur Arterie sicherzustellen, falls eine zweite Spule implantiert werden muss.
5. Warten Sie, bis die Spule thrombosiert und die Arterie verschlossen hat.
   HINWEIS: Wenn die Arterie verschlossen ist, können Veränderungen im Elektrokardiogramm beobachtet werden. Eine weitere Möglichkeit, den vollständigen arteriellen Verschluss zu überprüfen, besteht darin, alle 10 Minuten langsame Injektionen von jodiertem Kontrast durchzuführen (Abbildung 1B, D). Wenn die Arterie nicht innerhalb von 20-30 Minuten verstopft, kann ein anderes Spulenimplantat erforderlich sein.

7. Ende des Verfahrens

1. Sobald die Arterie verschlossen ist, verabreichen Sie eine kontinuierliche IV-Infusion von Lidocain (50-100 μg / kg / min) für mindestens 1 h, um arrhythmische Episoden zu verhindern.
2. Führen Sie ein Angiogramm durch, um sicherzustellen, dass kein distaler Fluss zur Okklusion vorhanden ist.
3. Entfernen Sie den Draht, den Mikrokatheter und den Führungskatheter.
4. Entfernen Sie den Mantel und führen Sie eine manuelle Kompression für 20 Minuten durch.

8. Postoperatives Verfahren und Tierverwertung

1. Überwachen Sie das Tier, bis es vollständig genesen ist, indem Sie EKG, Rektaltemperatur, Pulsoximetrie und Kapnographie verwenden.
   HINWEIS: Bei ventrikulären Arrhythmien einen Bolus Lidocain (1,5-3,5 mg/kg) verabreichen.
2. Verabreichen Sie eine IM-Injektion von Tulathromycin (2,5 mg/kg) als prophylaktische postoperative Antibiotikatherapie. Bei der postoperativen Analgesie wird vor dem chirurgischen Eingriff ein transdermales Fentanylpflaster verabreicht (Schritt 2.6).
3. Schalten Sie das Isofluran aus und halten Sie die mechanische Beatmung aufrecht, bis das Tier spontan zu atmen beginnt.
4. Wenn das Schwein den Schluckreflex wiedererlangt hat, entfernen Sie den Endotrachealtubus. HINWEIS: Überprüfen Sie, ob das Tier vor und nach der Extubation einen guten SpO2 (mehr als 95%) hat.
5. Transportieren Sie das Tier in einen einzelnen Käfig. Positionieren Sie das Tier über einer Warmwasserdecke und bedecken Sie es mit einem Wärmetuch, um eine postoperative Unterkühlung zu vermeiden.
   HINWEIS: Geben Sie das Schwein erst dann an die Gesellschaft anderer Tiere zurück, wenn es sich vollständig erholt hat.
6. Überwachen Sie das Tier, bis es wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um die sternale Liege aufrechtzuerhalten.

9. Postoperative Schmerzbeurteilung und -überwachung

1. Überwachen Sie während der postoperativen Nachsorge den Allgemeinzustand der Tiere, einschließlich der Atemfrequenz, der Nahrungs- und Wasseraufnahme, der Aktivität und Interaktion mit den anderen Personen, des Aussehens und der Färbung der Haut sowie der Entwicklung der chirurgischen Wunde.
2. Wenden Sie ein tägliches Überwachungsprotokoll nach den folgenden Bewertungskriterien an: - Gewicht:
   0: Normal
   1: <10% Gewichtsverlust
   2: 10-20% Gewichtsverlust
   3:> 20% Gewichtsverlust
   
   - Körperzustand:
   0: Gut: nicht prominente Wirbel, Becken- oder Wirbelsäulenknochen
   2: Regelmäßig: Anzeichen einer Wirbelsäulensegmentierung, tastbare Beckenknochen
   3: Abmagerung: extrem ausgeprägtes Skelett, wenig oder kein Fleisch zum Bedecken
   
   - Verhalten:
   0: Normal: Aktiv und interaktiv in Ihrer Umgebung
   1: Leichter Rückgang der Aktivität und weniger interaktiv
   2: Abnorm: ausgeprägter Rückgang der Aktivität, isoliert
   3: Abnorm: Immobil oder Hyperaktivität, mögliche Selbstverletzung
   
   - Äußeres Erscheinungsbild:
   0: Normal: Haut / Haare glänzend und Augen hell
   1: Verschwindet Einbalsamierung, Haut/Haare ohne Glanz
   2: Schlechte Haut / Nasensekrete
   3: Schlechte Haut, abnormale oder gebeugte Haltung
   
   - Verhaltensstörungen:
   0: Keine
   1: Unfähigkeit, sich normal zu bewegen
   2: Nicht in der Lage, Futter / Trinken zu erreichen, isoliert von anderen Tieren
   3: Absicht zu verstecken/in die Ecke, reagiert nicht auf Reize (Sterben)
   
   - Klinische Anzeichen:
   0: Keine
   1: Unterkühlung, Fieber, leichte Ateminsuffizienz
   2: Infektion der Operationswunde, mäßige Ateminsuffizienz mit schleimhäutigen Blutsekreten
   3: Herzinsuffizienz, schwere Ateminsuffizienz (Zyanose, offener Mund)
   
   Punktzahl:
   - 1-5: Beaufsichtigen Sie die Tiere einmal täglich.
   - 6-12: Bieten Sie bei Bedarf eine unterstützende Therapie an.
   - Jedes Tier mit einer Punktzahl von 3 in einem der oben genannten Parameter oder mit einer Gesamtpunktzahl >12 wird eingeschläfert.
   
   HINWEIS: Die Tiere sollten täglich vom Tierpflegepersonal und zweimal wöchentlich vom Forschungs- und Veterinärteam überwacht werden.
3. Obwohl von dem Eingriff keine Schmerzen und Leiden erwartet werden, wenn ein Tier Anzeichen von Schmerzen zeigt, geben Sie eine analgetische Therapie (Tramadol, oral, 2-4 mg / kg, täglich). Wenn ein Tier nicht auf analgetische Medikamente anspricht und Anzeichen chronischer Schmerzen zeigt (sehr geringe Wahrscheinlichkeit), euthanasieren Sie das Tier mit einer anästhetischen Überdosierung (Natriumthiopental, IV, 200 mg / kg).
4. Wenn die Operationswunde trotz der verabreichten Antibiotikatherapie Anzeichen einer Infektion (geringe Wahrscheinlichkeit) aufweist, behandeln Sie die Wunde täglich und leiten Sie ein neues Antibiotika-Regime ein (Cefquinomsulfat, IM, 2 mg / kg, täglich).

10. Euthanasie-Methode

1. Unter vorheriger Sedierung und Anästhesie, wie zuvor beschrieben, eine intravenöse natriumthiopentale Überdosierung (200 mg/kg) verabreichen.
2. Bestätigen Sie kardiorespiratorischen Stillstand und Tod durch Überwachung der Vitalparameter (Elektrokardiogramm, Blutdruck, Kapnographie).

Ergebnisse

MI-Überlebensraten und -standort
Siebenundfünfzig Schweine durchliefen eine Koronarspulenimplantation im LCX-Randast (n = 25; 12 Weibchen und 13 Männchen) oder im LAD zwischen dem ersten und dem zweiten diagonalen Ast (n = 32; 16 Weibchen und 16 Männchen) der Koronararterie und wurden 30 Tage lang nachbeobachtet. Die Überlebensrate der Tiere, die einem MI am LCX-Randzweig unterzogen wurden, betrug 80% (n = 20). Drei Schweine starben infolge tödlicher Komplikationen im Zusammenhang mit einem atri...

Diskussion

Eine Spule, die in einer Koronararterie eingesetzt wird, bietet ein reproduzierbares und konsistentes präklinisches, nicht reperfundiertes MI-Modell bei Schweinen, mit dem neue kardiovaskuläre therapeutische Strategien entwickelt und getestet werden können.

In unseren Händen betrug die Mortalität bei der Nachuntersuchung 19% im Zusammenhang mit Komplikationen der MI, meist innerhalb der ersten 24 Stunden des Eingriffs. Alle diese Todesfälle stehen im Zusammenhang mit der natürlichen Ges...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
6-F JR4 0-71"guiding catheter	Medtronic	LA6JR40	6F JR4 90 cm Guiding catheter
Adrenaline 1 mg/mL	B.Braun	National Code (NC). 602486	Adrenaline
Atropine 1 mg/mL	B.Braun	NC. 635649	Atropine
Betadine	Mylan	NC. 694109-1	Povidone iodine solution
Bupaq 0.3 mg/mL	Richter Pharma AG	NC. 578816.6	Buprenorphine
Dexdomitor 0.5 mg/mL	Orion Pharma	NC. 576303.3	Dexmedetomidine
Draxxin	Zoetis	NC. 576313.2	Tulathromycin
EMERALD Guidewire	Cordis	502-585	0.035-inch J-tipped wire
External defibrillator	DigiCare	CS81XVET	Manual external defibrillator
Fendivia 100 µg/h	Takeda	NC. 658524.5	Fentanyl transdermal patch
Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm	Argon	GWI1802	Introducer needle
Heparine 1%	ROVI	NC. 641647.1	Heparin
Hi-Torque VersaTurn F	Abbott	1013317J	0.014-inch 200 cm Guidewire
IsoFlo	Zoetis	50019100	Isoflurane
Ketamidor	Richter Pharma AG,	NC. 580393.7	Ketamine
Lidocaine 50 mg/mL	B.Braun	NC. 645572.2	Lidocaine
MD8000vet	Meditech Equipment	MD8000vet	Multi-parameter monitor
Midazolam	Laboratorios Normon	NC. 624437.1	Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16	Merit	PSI-6F-11-035	6F Vascular sheath
Propovet Multidosis 10 mg/mL	Zoetis	NC. 579742.7	Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO	Boston Scientific	M001181370	150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter
Ruschelit	Teleflex	112482	Endotracheal tube with balloon (#6.5)
SPUR II	Ambu	325 012 000	Airway mask bag unit-ventilation (AMBU)
Vasofix 20 G	B.Braun	4269098	20 G Cannula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL	General Electrics	1177612	Iodinated contrast medium
VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm	Boston Scientific	M0013822030	Coil
WATO EX-35	Mindray	WATO EX-35Vet	Anesthesia machine