Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin

Résumé

Les modèles animaux d’infarctus du myocarde (IM) qui imitent le processus naturel de la maladie chez l’homme sont essentiels pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester l’innocuité et l’efficacité des nouvelles thérapies émergentes. Nous décrivons ici un modèle de porc MI créé en déployant une bobine d’embolisation percutanée.

Résumé

L’infarctus du myocarde (IM) est la principale cause de mortalité dans le monde. Malgré l’utilisation de traitements fondés sur des données probantes, y compris la revascularisation coronarienne et les médicaments cardiovasculaires, une proportion importante de patients développent un remodelage pathologique du ventriculaire gauche et une insuffisance cardiaque progressive après IM. Par conséquent, de nouvelles options thérapeutiques, telles que les thérapies cellulaires et géniques, entre autres, ont été développées pour réparer et régénérer le myocarde blessé. Dans ce contexte, les modèles animaux d’IM sont cruciaux pour explorer l’innocuité et l’efficacité de ces thérapies expérimentales avant la traduction clinique. Les grands modèles animaux tels que les porcs sont préférés aux plus petits en raison de la grande similitude des cœurs porcins et humains en termes d’anatomie de l’artère coronaire, de cinétique cardiaque et du processus de guérison post-MI. Ici, nous avons cherché à décrire un modèle MI chez le porc par déploiement permanent de bobine. En bref, il comprend une canulation artérielle sélective percutanée par accès fémoral rétrograde. Après l’angiographie coronaire, la bobine est déployée à la branche cible sous guidage fluoroscopique. Enfin, l’occlusion complète est confirmée par une coronarographie répétée. Cette approche est réalisable, hautement reproductible et émule la pathogenèse de l’IM humaine non revascularisée, en évitant la chirurgie thoracique ouverte traditionnelle et l’inflammation postopératoire subséquente. Selon le moment du suivi, la technique convient aux modèles d’IM aiguë, subaiguë ou chronique.

Introduction

L’infarctus du myocarde (IM) est la cause la plus répandue de mortalité, de morbidité et d’invalidité dans le monde¹. Malgré les progrès thérapeutiques actuels, une proportion importante de patients développent un remodelage ventriculaire indésirable et une insuffisance cardiaque progressive après l’IM, entraînant un mauvais pronostic en raison d’un dysfonctionnement ventriculaire et d’une mort subite ^2,3,4. De nouvelles options thérapeutiques pour réparer et/ou régénérer le myocarde blessé font donc l’objet d’un examen minutieux, et les modèles animaux d’IM translationnels sont cruciaux pour tester leur innocuité et leur efficacité. Bien que plusieurs modèles aient été utilisés pour la recherche cardiovasculaire, y compris les rats ^5,6, les souris ^7,8, les chiens⁹ et les moutons¹⁰, les porcs sont l’un des meilleurs choix pour modéliser les études d’ischémie cardiaque en raison de leur grande similitude avec les humains en termes de taille cardiaque, d’anatomie de l’artère coronaire, de cinétique cardiaque, de physiologie, de métabolisme et du processus de guérison post-MI ^11, 12,13,14,15.

Dans ce contexte, de nombreuses approches chirurgicales ouvertes et percutanées sont disponibles pour développer des modèles porcins d’IM. L’approche de la poitrine ouverte implique une procédure de thoracotomie latérale gauche et est utile pour effectuer une ligature chirurgicale de l’artère coronaire^16,17, une cryo-lésion myocardique, une cautérisation¹² et la mise en place d’un obsclusion hydraulique¹⁸ ou d’un constricteur améroïde¹⁹, entre autres. L’occlusion coronarienne chirurgicale a été largement utilisée pour tester de nouvelles options thérapeutiques telles que l’ingénierie tissulaire cardiaque et la thérapie cellulaire, car elle permet un large accès et une évaluation visuelle du cœur; cependant, contrairement à l’IM humain, il peut entraîner des adhérences chirurgicales, des cicatrices adjacentes et une inflammation postopératoire¹⁷. La cryo-lésion myocardique et la cautérisation sont des techniques facilement reproductibles mais ne reproduisent pas la progression physiopathologique de l’IM observée chez l’homme¹². D’autre part, plusieurs techniques percutanées ont été développées pour produire un blocage coronarien temporaire ou permanent. Il s’agit notamment de l’ablation transcoronnaire ou intracoronaire de l’éthanol ^20,21, de l’occlusion par angioplastie par ballonnet²² ou de l’administration de matériaux thrombogéniques tels que les billes de gel d’agarose²³, les mélanges de fibrinogène 9 ou l’embolisation^{en bobine 17,24}. Alors que l’angioplastie par ballonnet est mieux adaptée aux études d’ischémie / reperfusion, le déploiement de la bobine coronaire est l’un des meilleurs choix pour la modélisation de l’IM non revascularisée. Cette approche percutanée est réalisable, reproductible de manière cohérente et évite la chirurgie thoracique ouverte. Il permet un contrôle précis de l’emplacement de l’infarctus et aboutit à une physiopathologie similaire à celle d’un IM humain non reperfusé. De plus, l’embolisation de la bobine convient à la modélisation de l’IM aiguë, subaiguë ou chronique; insuffisance cardiaque congestive chronique; ou valvulopathie¹⁷.

Le présent protocole vise à décrire comment développer un modèle porcin IM par déploiement permanent de bobines. En bref, il comprend une canulation artérielle sélective percutanée par accès fémoral rétrograde. Après l’angiographie coronaire, une bobine est déployée au niveau de l’artère de la branche cible sous guidage fluoroscopique. Enfin, l’occlusion complète est confirmée par une coronarographie répétée.

Protocole

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique de l’Unité d’expérimentation animale de l’Institut allemand de recherche en santé Trias i Pujol (IGTP) et les autorités gouvernementales (Generalitat de Catalunya; Code : 10558 et 11208), et se conforme à toutes les lignes directrices concernant l’utilisation des animaux dans la recherche et l’enseignement telles que définies par le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire²⁵.

1. Préparation préprocédurale des animaux

1. Utilisez des porcs croisés Landrace X Large White (30-35 kg) de l’un ou l’autre sexe.
2. Gardez les animaux à jeun pendant 12 heures avant la procédure.

2. Sédation, anesthésie et analgésie

1. Sédater l’animal avec une injection intramusculaire (IM) de kétamine (3 mg/kg), de midazolam (0,3 mg/kg) et de dexmédétomidine (0,03 mg/kg). Attendez environ 10-15 min.
2. Une fois le porc sous sédation, aérez-le avec un mélange oxygène (90-100%)-isoflurane (1-2%) et un masque facial pour assurer une sédation optimale.
3. Placez la pommade vétérinaire sur les yeux du porc pour prévenir la sécheresse.
   REMARQUE: Répétez toutes les 20 minutes.
4. Placer par voie intraveineuse (IV) un cathéter de 20 G dans une veine latérale de l’oreille. Administrer du propofol (1-2 mg/kg) pour induire une anesthésie.
5. Une fois que le porc n’a pas de réflexe de déglutition, intuber l’animal à l’aide d’un tube endotrachéal (taille 6,5-7,0 pour 30-35 kg).
   REMARQUE: Ajustez la taille du tube endotrachéal en fonction de la taille du porc. L’intubation doit être effectuée rapidement pour éviter un plan anesthésique plus profond et une apnée prolongée.
6. Administrer de la buprénorphine IV (0,01 mg/kg) pour l’analgésie intrachirurgicale. Utilisez un timbre transdermique de fentanyl (100 μg/h) pour l’analgésie postopératoire.
   REMARQUE: Le patch de fentanyl est appliqué sur la peau inguinale et il est actif pendant 72 h pour limiter la douleur postopératoire. Son effet pharmacologique ne commence pas immédiatement après l’accouchement, donc appliquez-le avant de commencer la procédure.
7. Effectuer une ventilation unitaire du sac de masque respiratoire (20 gonflages / min) pendant le transport du porc vers la salle de radiologie interventionnelle vasculaire (VIR).
8. Connectez le tube endotrachéal à l’appareil d’anesthésie équipé d’un capteur des voies respiratoires et d’un enregistrement capnographique.
9. Commencez la ventilation mécanique à pression positive avec FiO₂ 0,50, en utilisant un volume courant de 10 mL / kg et une fréquence de 16-20 respirations / min. Maintenir l’anesthésie avec de l’isoflurane (1-3%).
   REMARQUE: Pour confirmer le plan anesthésique chirurgical correct, l’animal ne doit pas respirer spontanément ni avoir de réflexes de lumière cornéenne ou pupillaire.

3. Surveillance hémodynamique et préparation de la zone chirurgicale

1. Placez l’animal sur la table d’opération en position couchée et fixez les membres à la table avec du ruban adhésif ou un bandage.
2. Placez des sondes d’électrocardiogramme (ECG) par voie sous-cutanée dans les extrémités de l’animal pour enregistrer les changements dans le segment ST, les ondes T et la fréquence cardiaque pendant la procédure expérimentale.
3. Placez un oxymètre de pouls sur la langue ou un coin de la lèvre de l’animal et le brassard de pression non invasif sur le membre antérieur.
4. Mesurez la température rectale/œsophagienne à l’aide d’une sonde.
5. Nettoyez la zone fémorale droite avec du savon chirurgical suivi d’une alternance de solution antiseptique povidone-iode et d’alcool 3 fois dans des conditions stériles.
6. Assurez-vous que le chirurgien effectue un lavage chirurgical des mains et porte une blouse stérile et des gants stériles.
7. Couvrez l’animal avec un drap chirurgical stérile.
8. Préparer et rincer avec une solution saline héparinisée l’aiguille, une gaine vasculaire 6F, un fil guide de 0,035 pouce à pointe J, un cathéter de guidage JR4 6F JR4 de 90 cm, un fil guide de 0,014 pouce et 200 cm, un microcathéter de 150 cm de longueur / 0,017 pouce de diamètre intérieur et le kit de collecteur d’injection de produit de contraste.

4. Accès vasculaire

1. Perforer l’artère fémorale droite via une approche percutanée avec ponction guidée par ultrasons. Localisez la bifurcation entre l’artère fémorale superficielle et l’artère fémorale profonde.
2. Placez le transducteur de 2 à 3 cm proximal à la bifurcation, dans l’artère fémorale commune, et alignez le centre du transducteur avec l’artère fémorale commune.
3. Placez l’aiguille au centre du transducteur et perforez l’artère à une angulation d’environ 45°. Par la suite, insérez une gaine vasculaire 6F en utilisant la technique de Seldinger modifiée²⁶.
   REMARQUE: En cas de spasme ou d’hématome important, croisement avec l’artère fémorale controlatérale.
4. Rincer les cathéters avec une solution saline héparinisée. (5000 UI d’héparine non fractionnée/1000 mL de NaCL à 0,9 %).
5. Administrer l’héparine à travers la gaine (300 UI/kg).

5. Angiographie coronarienne

1. Insérez le fil à pointe en J dans le cathéter guide JR4 et avancez le fil à travers la gaine dans l’aorte ascendante, puis placez le cathéter sur la surface valvulaire.
2. Retirez le fil et connectez le cathéter au système de collecteur d’injection. Purgez l’ensemble du système.
3. Lors de la fluoroscopie, engager le cathéter dans l’artère coronaire principale gauche et injecter 10 mL de produit de contraste iodé pour visualiser le système coronaire gauche (Figure 1A, C).
   REMARQUE: Il est important de s’assurer que la forme d’onde de pression artérielle n’est pas amortie avant l’injection pour éviter le risque de dissection coronaire.
4. Effectuez des angiographies dans deux vues orthogonales : les projections obliques antérieures gauches 40° et les projections obliques antérieures droites 30°.
5. Avancez un fil guide de 0,014 pouce pré-assemblé sur le microcathéter vers l’artère coronaire descendante antérieure (LAD) ou circonflexe gauche distale (LCX) au milieu gauche sous guidage fluoroscopique.

6. Implantation de bobine

1. Sous guidage fluoroscopique, faites avancer le microcathéter à travers le fil jusqu’à l’endroit souhaité où l’implant de bobine doit être déployé. Dans le cas d’une occlusion LAD, placez la bobine distale à la première branche diagonale et, pour LCX, placez la bobine distale à la première branche marginale.
   NOTE: Les approches proximales (avant les premières branches diagonales ou marginales) ont des taux de survie très faibles.
2. Retirez le fil et sélectionnez la bobine.
   REMARQUE: Il est important de sélectionner la taille et la longueur optimales de la bobine. Une bobine petite ou courte peut ne pas bien se positionner dans la lumière du vaisseau et présente un risque très élevé de migration distale en raison d’injections de contraste ou spontanées, ce qui entraîne une taille d’infarctus plus petite. Une bobine grande ou longue peut prolapsus proximal au vaisseau et produire un infarctus plus important que souhaité. Le choix de la bonne bobine est particulièrement important si des bobines non détectables sont utilisées, car elles ne peuvent pas être retirées. La taille optimale est de 1 à 2 mm plus grande que la lumière du récipient à emboliser, et la longueur comprise entre 20 et 60 mm est généralement suffisante pour les porcs de 30 à 40 kg.
3. Délivrez la bobine via un microcathéter et injectez lentement 5 mL de produit de contraste iodé sous fluoroscopie pour visualiser la position correcte de la bobine.
4. Retirez le microcathéter à l’intérieur du cathéter guide et placez le guide dans une branche latérale pour effectuer des injections de contrôle et assurer l’accès à l’artère au cas où une deuxième bobine devrait être implantée.
5. Attendez que la bobine se thrombose et obstrue l’artère.
   REMARQUE: Lorsque l’artère est obstruée, des changements dans l’électrocardiogramme peuvent être observés. Une autre façon de vérifier l’occlusion artérielle complète consiste à effectuer des injections lentes de contraste iodé toutes les 10 minutes (Figure 1B, D). Si l’artère ne s’obstrue pas dans les 20 à 30 minutes, un autre implant de bobine peut être nécessaire.

7. Fin de la procédure

1. Une fois l’artère obstruée, administrer une perfusion IV continue de lidocaïne (50-100 μg/kg/min) pendant au moins 1 h pour prévenir les épisodes arythmiques.
2. Effectuez une angiographie pour vous assurer qu’il n’y a pas de flux distal à l’occlusion.
3. Retirez le fil, le microcathéter et le cathéter de guidage.
4. Retirez la gaine et effectuez une compression manuelle pendant 20 min.

8. Procédure postopératoire et récupération animale

1. Surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli, en utilisant l’ECG, la température rectale, l’oxymétrie de pouls et la capnographie.
   REMARQUE: En cas d’arythmies ventriculaires, administrer un bolus de lidocaïne (1,5-3,5 mg / kg).
2. Administrer une injection IM de tulathromycine (2,5 mg/kg) comme antibiothérapie postopératoire prophylactique. Pour l’analgésie post-chirurgicale, un timbre transdermique de fentanyl est administré avant l’intervention chirurgicale (étape 2.6).
3. Éteignez l’isoflurane et maintenez la ventilation mécanique jusqu’à ce que l’animal commence à respirer spontanément.
4. Lorsque le porc récupère le réflexe de déglutition, retirez le tube endotrachéal. REMARQUE: Vérifiez si l’animal a une bonne SpO2 (plus de 95%) avant et après l’extubation.
5. Transportez l’animal dans une cage individuelle. Placez l’animal sur une couverture d’eau chaude et couvrez-le d’un drap thermique pour éviter l’hypothermie post-chirurgicale.
   REMARQUE: Ne retournez pas le porc à la compagnie d’autres animaux jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli.
6. Surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il ait retrouvé suffisamment de conscience pour maintenir la position couchée sternale.

9. Évaluation et surveillance de la douleur postopératoire

1. Au cours du suivi post-chirurgical, surveillez l’état général des animaux, y compris la fréquence respiratoire, la consommation de nourriture et d’eau, l’activité et l’interaction avec les autres individus, l’apparence et la coloration de la peau et l’évolution de la plaie chirurgicale.
2. Appliquer un protocole de supervision quotidienne selon les critères de notation suivants : - Poids :
   0: Normal
   1: <10% de perte de poids
   2: 10-20% de perte de poids
   3:> 20% de perte de poids
   
   - Condition corporelle:
   0: Bon: vertèbres non proéminentes, os pelviens ou rachidiens
   2: Régulier: signe de segmentation vertébrale, os pelviens palpables
   3: Émaciation: squelette extrêmement marqué, peu ou pas de viande à couvrir
   
   - Comportement :
   0: Normal: Actif et interactif dans votre environnement
   1 : Légère baisse de l’activité et moins interactif
   2 : Anormal : baisse prononcée de l’activité, isolé
   3 : Anormal : Immobile ou hyperactivité, automutilation possible
   
   - Apparence physique :
   0: Normal: peau / cheveux brillants et yeux brillants
   1: Disparition de l’embaumement, peau / cheveux sans brillance
   2: Mauvaise peau / sécrétions nasales
   3 : Mauvaise peau, posture anormale ou voûtée
   
   - Troubles du comportement :
   0: Aucun
   1 : Incapacité de se déplacer normalement
   2: Incapable d’atteindre la nourriture / boisson, isolé des autres animaux
   3: Intention de se cacher / coincer, ne répond pas aux stimuli (mourir)
   
   - Signes cliniques :
   0: Aucun
   1 : Hypothermie, fièvre, insuffisance respiratoire légère
   2: Infection de la plaie chirurgicale, insuffisance respiratoire modérée avec sécrétions muco-sanglantes
   3: Insuffisance cardiaque, insuffisance respiratoire sévère (cyanose, bouche ouverte)
   
   Score:
   - 1-5: Surveiller les animaux une fois par jour.
   - 6-12: Fournir une thérapie de soutien si nécessaire.
   - Tout animal avec un score de 3 dans l’un des paramètres ci-dessus ou avec un score total >12 sera euthanasié.
   
   REMARQUE: Les animaux doivent être surveillés quotidiennement par le personnel de soins aux animaux et deux fois par semaine par l’équipe de recherche et vétérinaire.
3. Bien qu’aucune douleur et détresse ne soient attendues de la procédure, si un animal présente des signes de douleur, administrer un traitement analgésique (tramadol, par voie orale, 2-4 mg / kg, par jour). Si un animal ne répond pas aux médicaments analgésiques et présente des signes de douleur chronique (très faible probabilité), euthanasier l’animal avec un surdosage anesthésique (thiopental de sodium, IV, 200 mg / kg).
4. Si la plaie chirurgicale présente des signes d’infection (faible probabilité) malgré l’antibiothérapie administrée, traiter la plaie quotidiennement et initier un nouveau traitement antibiotique (sulfate de cefquinome, IM, 2 mg / kg, par jour).

10. Méthode d’euthanasie

1. Sous sédation et anesthésie antérieures, comme décrit précédemment, administrer un surdosage IV de thiopental de sodium (200 mg / kg).
2. Confirmer l’arrêt cardiorespiratoire et le décès en surveillant les signes vitaux (électrocardiogramme, pression artérielle, capnographie).

Résultats

Taux de survie et localisation de l’IM
Cinquante-sept porcs ont subi une implantation de bobine coronaire dans la branche marginale LCX (n = 25; 12 femelles et 13 mâles) ou dans la LAD entre la première et la deuxième branches diagonales (n = 32; 16 femelles et 16 mâles) de l’artère coronaire et ont été suivis pendant 30 jours. Le taux de survie des animaux soumis à un IM à la branche marginale LCX était de 80 % (n = 20). Trois porcs sont morts à la suite de complications mortelles lié...

Discussion

Une bobine déployée dans une artère coronaire fournit un modèle préclinique d’IM non reperfusé reproductible et cohérent chez le porc qui peut être utilisé pour développer et tester de nouvelles stratégies thérapeutiques cardiovasculaires.

Entre nos mains, la mortalité au suivi était de 19% liée aux complications de l’IM, principalement dans les 24 premières heures de la procédure. Tous ces décès sont liés à l’histoire naturelle de l’IM non reperfusé et ont été ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
6-F JR4 0-71"guiding catheter	Medtronic	LA6JR40	6F JR4 90 cm Guiding catheter
Adrenaline 1 mg/mL	B.Braun	National Code (NC). 602486	Adrenaline
Atropine 1 mg/mL	B.Braun	NC. 635649	Atropine
Betadine	Mylan	NC. 694109-1	Povidone iodine solution
Bupaq 0.3 mg/mL	Richter Pharma AG	NC. 578816.6	Buprenorphine
Dexdomitor 0.5 mg/mL	Orion Pharma	NC. 576303.3	Dexmedetomidine
Draxxin	Zoetis	NC. 576313.2	Tulathromycin
EMERALD Guidewire	Cordis	502-585	0.035-inch J-tipped wire
External defibrillator	DigiCare	CS81XVET	Manual external defibrillator
Fendivia 100 µg/h	Takeda	NC. 658524.5	Fentanyl transdermal patch
Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm	Argon	GWI1802	Introducer needle
Heparine 1%	ROVI	NC. 641647.1	Heparin
Hi-Torque VersaTurn F	Abbott	1013317J	0.014-inch 200 cm Guidewire
IsoFlo	Zoetis	50019100	Isoflurane
Ketamidor	Richter Pharma AG,	NC. 580393.7	Ketamine
Lidocaine 50 mg/mL	B.Braun	NC. 645572.2	Lidocaine
MD8000vet	Meditech Equipment	MD8000vet	Multi-parameter monitor
Midazolam	Laboratorios Normon	NC. 624437.1	Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16	Merit	PSI-6F-11-035	6F Vascular sheath
Propovet Multidosis 10 mg/mL	Zoetis	NC. 579742.7	Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO	Boston Scientific	M001181370	150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter
Ruschelit	Teleflex	112482	Endotracheal tube with balloon (#6.5)
SPUR II	Ambu	325 012 000	Airway mask bag unit-ventilation (AMBU)
Vasofix 20 G	B.Braun	4269098	20 G Cannula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL	General Electrics	1177612	Iodinated contrast medium
VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm	Boston Scientific	M0013822030	Coil
WATO EX-35	Mindray	WATO EX-35Vet	Anesthesia machine