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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Visualisierung stammartig wuchernder Zellen in der Qualle Cladonema. Die Whole-mount-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung mit einem Stammzellmarker ermöglicht den Nachweis stammähnlicher Zellen, und die 5-Ethynyl-2'-Desoxyuridin-Markierung ermöglicht die Identifizierung proliferierender Zellen. Zusammen können aktiv wuchernde stammartige Zellen nachgewiesen werden.

Zusammenfassung

Nesseltiere, einschließlich Seeanemonen, Korallen und Quallen, zeigen vielfältige Morphologie und Lebensstile, die sich in sitzenden Polypen und frei schwimmenden Medusen manifestieren. Wie etablierte Modelle wie Hydra und Nematostella zeigen, tragen Stammzellen und/oder proliferative Zellen zur Entwicklung und Regeneration von Nesseltierpolypen bei. Die zugrunde liegenden zellulären Mechanismen in den meisten Quallen, insbesondere im Medusa-Stadium, sind jedoch weitgehend unklar, und daher ist die Entwicklung einer robusten Methode zur Identifizierung spezifischer Zelltypen von entscheidender Bedeutung. Dieser Artikel beschreibt ein Protokoll zur Visualisierung stammartig proliferierender Zellen in der Hydrozoenqualle Cladonema pacificum. Cladonema medusae besitzen verzweigte Tentakel, die während ihres gesamten Erwachsenenstadiums kontinuierlich wachsen und die Regenerationsfähigkeit aufrechterhalten und eine einzigartige Plattform bieten, um die zellulären Mechanismen zu untersuchen, die von proliferierenden und / oder stammartigen Zellen orchestriert werden. Die Whole-mount-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) unter Verwendung eines Stammzellmarkers ermöglicht den Nachweis stammähnlicher Zellen, während die Pulsmarkierung mit 5-Ethynyl-2'-Desoxyuridin (EdU), einem S-Phasenmarker, die Identifizierung proliferierender Zellen ermöglicht. Durch die Kombination von FISH- und EdU-Markierung können wir aktiv proliferierende stammartige Zellen an festen Tieren nachweisen, und diese Technik kann breit auf andere Tiere angewendet werden, einschließlich Nicht-Modell-Quallenarten.

Einleitung

Cnidaria gilt als basal verzweigter Metazoenstamm, der Tiere mit Nerven und Muskeln enthält, was sie in eine einzigartige Position für das Verständnis der Evolution der Tierentwicklung und -physiologie versetzt 1,2. Nesseltiere werden in zwei Hauptgruppen eingeteilt: Anthozoen (z. B. Seeanemonen und Korallen) besitzen nur Planulalarven und sessilile Polypenstadien, während Medusozoa (Mitglieder von Hydrozoa, Staurozoa, Scyphozoa und Cubozoa) typischerweise die Form von frei schwimmenden Medusen oder Quallen sowie Planulalarven und Polypen annehmen. Nesseltiere weisen häufig eine hohe Regenerationsfähigkeit auf, und ihre zugrunde liegenden zellulären Mechanismen, insbesondere ihr Besitz von adulten Stammzellen und proliferativen Zellen, haben viel Aufmerksamkeit erregt 3,4. Ursprünglich in Hydra identifiziert, befinden sich hydrozoische Stammzellen in den interstitiellen Räumen zwischen ektodermalen Epithelzellen und werden allgemein als interstitielle Zellen oder i-Zellen bezeichnet3.

Hydrozoen-i-Zellen haben gemeinsame Merkmale, darunter Multipotenz, die Expression weit konservierter Stammzellmarker (z. B. Nanos, Piwi, Vasa) und Migrationspotenzial 3,5,6,7,8. Als funktionelle Stammzellen sind i-Zellen umfassend an der Entwicklung, Physiologie und Umweltreaktion von Hydrozoentieren beteiligt, was von ihrer hohen Regenerationsfähigkeit und Plastizität zeugt3. Während Stammzellen, ähnlich wie i-Zellen, außerhalb von Hydrozoen selbst bei der etablierten Modellart Nematostella nicht identifiziert wurden, sind proliferative Zellen immer noch an der Erhaltung und Regeneration von somatischem Gewebe sowie der Keimbahnbeteiligt 9. Da Studien zur Entwicklung und Regeneration von Nesseltieren überwiegend an polypartigen Tieren wie Hydra, Hydractinia und Nematostella durchgeführt wurden, bleiben die zelluläre Dynamik und Funktionen von Stammzellen in Quallenarten weitgehend unberücksichtigt.

Die Hydrozoenqualle Clytia hemisphaerica , eine kosmopolitische Quallenart mit verschiedenen Lebensräumen auf der ganzen Welt, einschließlich des Mittelmeers und Nordamerikas, wurde als experimentelles Modelltier in mehreren Entwicklungs- und Evolutionsstudien verwendet10. Mit seiner geringen Größe, einfachen Handhabung und großen Eiern eignet sich Clytia sowohl für die Laborpflege als auch für die Einführung genetischer Werkzeuge wie der kürzlich etablierten Transgenese- und Knockout-Methoden11, was die Möglichkeit einer detaillierten Analyse der zellulären und molekularen Mechanismen eröffnet, die der Quallenbiologie zugrunde liegen. Im Clytia medusa-Tentakel sind i-Zellen in der proximalen Region, der sogenannten Zwiebel, lokalisiert, und Vorläuferzellen wie Nematoblasten wandern zur distalen Spitze, während sie sich in verschiedene Zelltypen differenzieren, einschließlich Nematozyten12.

Während der Regeneration des Clytia manubrium, dem oralen Organ der Quallen, wandern Nanos1+ i-Zellen, die in den Gonaden vorhanden sind, in die Region, in der das Manubrium als Reaktion auf Schäden verloren geht, und nehmen an der Regeneration des Manubriums teil7. Diese Ergebnisse unterstützen die Idee, dass sich i-Zellen in Clytia auch als funktionelle Stammzellen verhalten, die an der Morphogenese und Regeneration beteiligt sind. Da sich die Eigenschaften von i-Zellen jedoch bei repräsentativen Tieren vom Polyp-Typ wie Hydra und Hydractinia3 unterscheiden, ist es möglich, dass die Eigenschaften und Funktionen von Stammzellen zwischen Quallenarten diversifiziert sind. Darüber hinaus waren mit Ausnahme von Clytia experimentelle Techniken für andere Quallen begrenzt, und die detaillierte Dynamik proliferativer Zellen und Stammzellen ist unbekannt13.

Die Hydrozoenqualle Cladonema pacificum ist ein aufstrebender Modellorganismus, der in einer Laborumgebung ohne Wasserpumpe oder Filtersystem gehalten werden kann. Die Cladonema medusa hat verzweigte Tentakel, ein häufiges Merkmal in der Cladonematidae-Familie, und ein Photorezeptororgan namens Ocellus auf der ektodermalen Schicht in der Nähe der Zwiebel14. Der Tentakelverzweigungsprozess findet an einer neuen Verzweigungsstelle statt, die entlang der adaxialen Seite des Tentakels erscheint. Im Laufe der Zeit verlängern sich die Tentakel weiter und verzweigen sich, wobei die älteren Zweige in Richtung der Spitze15 herausgeschoben werden. Darüber hinaus können sich Cladonema-Tentakel innerhalb weniger Tage nach Amputation regenerieren. Neuere Studien haben die Rolle von proliferierenden Zellen und stammähnlichen Zellen bei der Tentakelverzweigung und Regeneration bei Cladonema16,17 vorgeschlagen. Während jedoch die konventionelle In-situ-Hybridisierung (ISH) verwendet wurde, um die Genexpression in Cladonema sichtbar zu machen, ist es aufgrund ihrer geringen Auflösung derzeit schwierig, die Stammzelldynamik auf zellulärer Ebene im Detail zu beobachten.

Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Visualisierung stammartiger Zellen in Cladonema durch FISH und Co-Färbung mit EdU, einem Marker der Zellproliferation18. Wir visualisieren das Expressionsmuster von Nanos1, einem Stammzellmarker 5,17, mittels FISH, das die Identifizierung einer stammartigen Zellverteilung auf Einzelzellebene ermöglicht. Darüber hinaus ermöglicht die Co-Färbung der Nanos1-Expression mit EdU-Markierung, aktiv proliferierende stammartige Zellen zu unterscheiden. Diese Methode zur Überwachung sowohl stammähnlicher Zellen als auch proliferativer Zellen kann auf eine Vielzahl von Untersuchungsbereichen angewendet werden, einschließlich Tentakelverzweigung, Gewebehomöostase und Organregeneration bei Cladonema, und ein ähnlicher Ansatz kann auf andere Quallenarten angewendet werden.

Protokoll

HINWEIS: Details zu allen Materialien, Reagenzien und Geräten, die in diesem Protokoll verwendet werden, finden Sie in der Materialtabelle .

1. Sondensynthese

  1. RNA-Extraktion
    1. Legen Sie drei lebende Cladonema-Medusen , die in künstlichem Meerwasser (ASW) kultiviert werden, in ein 1,5-ml-Röhrchen mit einer 3,1-ml-Transferpipette mit abgeschnittener Spitze und entfernen Sie so viel ASW wie möglich.
      HINWEIS: ASW wird hergestellt, indem eine Mischung von Mineralsalzen in Leitungswasser mit Chlorneutralisator aufgelöst wird; das endgültige spezifische Gewicht (S.G.) beträgt 1,018 oder die Teile pro Tausend (ppt) sind ~27.
    2. Frieren Sie die 1,5-ml-Röhrchen in flüssigem Stickstoff ein, um die RNase-Aktivität zu hemmen. Fügen Sie 30 μL Lysepuffer aus dem gesamten RNA-Isolierkit hinzu, in das 2-Mercaptoethanol (1 μL/100 μL Lysepuffer) gegeben wurde, und homogenisieren Sie die Proben im Lysepuffer mit einem Homogenisator.
      HINWEIS: Um ein Überlaufen des Puffers und der Probe aus den Röhrchen zu vermeiden, wird eine Homogenisierung mit einer kleinen Menge Lysepuffer empfohlen.
    3. Fügen Sie 570 μL Lysepuffer hinzu und extrahieren Sie die gesamte RNA gemäß dem Protokoll des gesamten RNA-Isolierkits (Abbildung 1).
    4. Die Konzentration der extrahierten RNA wird mit einem Spektralphotometer gemessen und bis zur Verwendung bei −80 °C gelagert.
  2. cDNA-Synthese
    1. Synthetisieren Sie mit einem Kit cDNA unter Verwendung der gesamten aus den Medusen extrahierten RNA als Vorlage (Abbildung 1 und Tabelle 1).
    2. Bei 65 °C 5 min inkubieren.
    3. Auf Eis schnell abkühlen.
    4. Führen Sie die cDNA-Synthese mit der Mischung aus Schritt 1.2.1 durch (Tabelle 1). Gründlich pipettieren und 60 min bei 42 °C inkubieren.
    5. Bei 95 °C 5 min inkubieren.
    6. Auf Eis schnell abkühlen.
    7. Die Konzentration der synthetisierten cDNA wird mit einem Spektralphotometer gemessen und bis zur Verwendung bei oder unter −20 °C gelagert.
  3. PCR-Produktsynthese
    1. Um eine PCR-Vorlage zu erstellen, entwerfen Sie den spezifischen Primer mit Primer-BLAST. Quelle der Referenzsequenz aus NCBI-Daten oder RNA-Seq-Daten.
      HINWEIS: Die in diesem Protokoll verwendeten Grundierungen finden Sie in der Materialtabelle .
    2. Um die Zielsequenz zu amplifizieren, führen Sie eine TA-Klonierung durch, die keine Verwendung von Restriktionsenzymen erfordert. Um ein PCR-Produkt zu erhalten, bei dem am 3'-Ende ein Adenin hinzugefügt wird, verwenden Sie die folgenden Einstellungen: 98 °C für 2 min; 35 Zyklen von 98 °C für 10 s, 55-60 °C für 30 s, 72 °C für 1 min. Verwenden Sie Taq DNA-Polymerase für die Reaktionen (Tabelle 1).
      HINWEIS: Um die PCR-Bedingungen zu bestimmen, befolgen Sie das Protokoll, das der zu verwendenden DNA-Polymerase beiliegt, das im Allgemeinen eine empfohlene Glühtemperatur und Verlängerungszeit angibt.
    3. Lassen Sie das PCR-Produkt durch ein 1% iges Agarosegel laufen und schneiden Sie die interessierende Bande aus. Extrahieren Sie die PCR-Produkte aus den geschnittenen Gelen mit einem Gelextraktionskit.
  4. Gebundenheit
    1. Ligate das PCR-Produkt an den Vektor mit 3'-Thyminüberhängen durch Mischen der Reagenzien (Tabelle 1) und Inkubieren bei 37 °C für 30 min (Abbildung 1).
      HINWEIS: Das molekulare Verhältnis von Vektor:PCR sollte 1:>3 betragen. Die pTA2-Vektorgröße beträgt ca. 3 kb. Wenn das PCR-Produkt (Insert) A (kb) und B (ng/μL) ist, kann das Volumen des zu entnehmenden Inserts (X in Tabelle 1) berechnet werden durch ([50 ng des Vektors × A kb des Inserts])/(3 kb Vektor × [ 1/3]) = 50· Ein ng der Einfügung. Wenn die Konzentration des Einsatzes B ng/μL beträgt, beträgt das entnommene Volumen 50· A/B μL des Einsatzes.
  5. Transformation und Galvanisierung
    1. Zur Umwandlung tauen Sie die zuständigen Zellen auf Eis auf und geben sie in jeweils 20 μL Aliquots ab. 1 μL der Plasmide, die das PCR-Produkt enthalten (weniger als 5% des kompetenten Zellvolumens) und Wirbel für 1 s zugeben. 5 min auf Eis inkubieren, dann 45 s bei 42 °C und 1 s Wirbel inkubieren.
    2. 180 μL Super Optimal Brühe mit Katabolit-Repressionsmedium (SOC) (ein ernährungsphysiologisch reichhaltiges Bakterienkulturmedium) in die zuständigen Zellen geben und bei 37 °C für 30 min inkubieren. Nach 30 Minuten verteilen Sie die zuständigen Zellen auf eine Agarplatte, die Ampicillin, 5-Brom-4-chlor-3-indolyl-beta-D-galacto-pyranosid (X-gal) und Isopropyl-β-d-1-thiogalactopyranosid (IPTG) enthält, und inkubieren bei 37 °C für 12-16 h (Abbildung 1).
      HINWEIS: X-gal und IPTG werden zur Auswahl blauer und weißer Kolonien verwendet.
  6. Flüssigkultur
    1. Wählen Sie eine weiße Kolonie aus den weißen und blauen Kolonien auf dem Teller. Geben Sie es zu 3-5 ml LB-Medium mit Ampicillin und inkubieren Sie es auf einem Shaker für 12-16 h bei 37 °C (Abbildung 1).
  7. Miniprep
    1. Extrahieren Sie das Plasmid aus dem LB-Medium mit einem Plasmid-Miniprep (Abbildung 1).
    2. Quantifizieren Sie die Plasmidkonzentration mit einem Spektralphotometer.
  8. Lesen Sie die Sequenz.
    1. Um die DNA-Sequenz des Plasmids zu lesen, senden Sie das Plasmid zur Sanger-Sequenzierung und verwenden Sie dann eine Software, um es mit der Genom- / Transkriptomsequenz abzugleichen, um zu bestätigen, ob die Zielsequenz ordnungsgemäß synthetisiert ist, und zu beurteilen, in welche Richtung die Zielsequenz in das Plasmid eingefügt wird (5' bis 3' oder 3' bis 5').
      HINWEIS: Wenn die Zielsequenz in 5' bis 3' Richtung von der RNA-Polymerase-Bindungsstelle nahe dem 3'-Ende in das Plasmid eingefügt wird, kann eine Antisense-Sonde durch In-vitro-Transkription erzeugt werden. Wird die Zielsequenz in umgekehrter 3' bis 5' Richtung eingefügt, kann eine Messsonde (Negativkontrolle) erzeugt werden. Bei Verwendung von Vektoren wie pTA2 können je nach Zweck zwei Transkriptionsbindungsstellen verwendet werden.
  9. In-vitro-Transkription
    1. Präparation der DNA-Vorlage aus dem erstellten Plasmid durch PCR unter Verwendung von Primern außerhalb der RNA-Polymerase-Bindungsstelle (z. B. T7/T3-Bindungsstellen) im Plasmid (Abbildung 1).
      HINWEIS: Universelle Primer wie der M13-20 Forward Primer und der M13 Reverse Primer können verwendet werden, um eine DNA-Vorlage herzustellen, die RNA-Polymerase-Bindungsstellen enthält.
    2. Reinigen Sie die Vorlage nach der PCR-Amplifikation mit einem Gel/PCR-Extraktionskit.
    3. Mischen Sie die unten gezeigten Reagenzien und führen Sie die Transkriptionsreaktion bei 37 °C für 3 h durch (Abbildung 1 und Tabelle 1).
    4. 1,5 μL DNase zugeben und bei 37 °C 30 min inkubieren.
    5. Fügen Sie 10 μL RNase-freies Wasser hinzu und reinigen Sie die Sonde mit einer Reinigungssäule von der Transkriptionsreaktionslösung.
    6. Überprüfen Sie die Größe der synthetisierten RNA, indem Sie 1 μL auf ein 1% iges Agarosegel laden und die Konzentration mit einem Spektralphotometer bestimmen.
      HINWEIS: Synthetisierte RNA-Sonden sollten eine Konzentration von mindestens 100 ng/μL aufweisen.
    7. 30 μL Formamid zur Lagerung bei oder unter −20 °C zugeben.

2. Gründung und Fixierung von EdU

  1. Cladonema medusae (5-10 Tiere pro Röhrchen) mit einer 3,5-ml-Transferpipette in 1,5-ml-Röhrchen geben und ASW zu einem Gesamtvolumen von 500 μL hinzufügen. Fügen Sie 7,5 μL 10 mM EdU-Stammlösung hinzu und inkubieren Sie die Proben für 1 h bei 22 °C (Abbildung 2). Die EdU-Endkonzentration beträgt 150 μM.
    HINWEIS: Verwenden Sie 5-7 Tage alte Medusen, um die Bildung des dritten Zweiges zu überwachen (Abbildung 3A). Der Tag, an dem sich die Medusen vom Polypen lösen, wird als Tag 1 gezählt, und am Tag 5 beginnen Medusen typischerweise einen dritten Zweig auf ihren Haupttentakeln zu zeigen.
  2. Entfernen Sie nach 1 h so viel ASW, das EdU enthält, wie möglich.
  3. Um die Medusen zu betäuben, fügen Sie 7% MgCl 2 in H2O hinzu und inkubieren Sie für 5 min.
  4. Entfernen Sie die 7% MgCl2 inH2O und fixieren Sie die Medusen über Nacht (O.N.) bei 4 °C mit 4% Paraformaldehyd (PFA) in ASW (Abbildung 2).
    HINWEIS: Bei der Durchführung von FISH ohne EdU-Inkorporation können Proben ähnlich fixiert werden wie diejenigen, die nach der Anästhesie mit EdU behandelt wurden (Schritte 2.3-2.4).

3. Fluoreszierende in situ Hybridisierung

  1. Proteinase-Behandlung und Postfixierung
    1. Entfernen Sie das PFA und waschen Sie die Proben mit PBS mit 0,1% Tween-20 (PBST) für 3 x 10 min. Verwenden Sie 300-500 μL PBST pro Waschgang.
      HINWEIS: Von diesem Schritt bis zum Ende der Hybridisierung sollte das Experiment in einer RNase-freien Umgebung mit Handschuhen und einer Maske durchgeführt werden. Das 1x PBS in diesem Schritt muss mit DEPC-behandeltem Wasser hergestellt werden. Nach der Hybridisierung kann 1x PBS mit Wasser ohne DEPC-Behandlung verwendet werden. Einige ISH- und FISH-Protokolle dehydrieren Proben mit Methanolschritten, wodurch es möglich ist, die fixierten Proben bis zur Verwendung bei −20 °C zu speichern. Um überflüssige Arbeiten zu vermeiden, entfällt der Dehydratisierungsprozess in diesem Protokoll, zumal die Proben bis zu einigen Tagen in PBST aufbewahrt werden können.
    2. Nach der Fixierung legen Sie die Probe in 1,5-ml-Röhrchen auf einen Shaker, mit Ausnahme des Anti-DIG-POD-Antikörpers O.N.-Inkubationsschritt (Schritt 3.4.2). Nach dem Waschen 10 mg/ml Proteinase K Stammlösung in PBST zugeben und die Medusen mit Proteinase K (Endkonzentration: 10 μg/ml) bei 37 °C für 10 min inkubieren.
    3. Entfernen Sie die Proteinase K-Lösung und waschen Sie die Proben für 2 x 1 min mit PBST.
    4. Zur Nachfixierung der Medusen 4% PFA in 1x PBS zugeben und bei 37 °C 15 min inkubieren.
    5. Entfernen Sie die PFA-Lösung und waschen Sie die Proben 2 x 10 min mit PBST.
      HINWEIS: Wenn das Zielgen stark exprimiert ist und ein niedriges Hintergrundsignal aufweist, können die Schritte 3.1.2-3.1.5 übersprungen werden.
  2. Hybridisierung
    1. Entfernen Sie den PBST, und fügen Sie den Hybridisierungspuffer hinzu (HB-Puffer, Tabelle 1). Inkubieren Sie die Proben in HB Buffer für 15 min bei Raumtemperatur (RT). Verwenden Sie 300-400 μL HB-Puffer, der genügend Volumen für eine erfolgreiche Hybridisierung bietet.
      HINWEIS: HB Buffer, Wash Buffer 1 und Wash Buffer 2 werden mit 20x SSC Material vorbereitet. HB Buffer wird bei oder unter −20 °C gelagert und muss vor Gebrauch auf RT gebracht werden.
    2. Entfernen Sie den HB-Puffer und fügen Sie einen neuen HB-Puffer hinzu. Vorhybridisieren bei 55 °C für mindestens 2 h in einem Hybridisierungsinkubator.
    3. Entfernen Sie den HB-Puffer und inkubieren Sie mit HB-Puffer, der die Sonden enthält, die in Schritt 1.9.7 gelagert wurden (endgültige Sondenkonzentration: 0,5-1 ng/μL im HB-Puffer). Hybridisieren Sie bei 55 °C für 18-24 h (Abbildung 2) in einem Hybridisierungsinkubator.
      HINWEIS: Die Signalintensität und -spezifität von FISH kann aufgrund der Zielgenexpression sowie der Sondenlänge und -spezifität variieren. Um die Intensität zu erhöhen, können Parameter wie Hybridisierungsdauer (18-72 h) und Temperatur (50-65 °C) eingestellt und verschiedene Sonden getestet werden. Um unspezifische Signale zu vermeiden, kann die Proteinase-K-Behandlung (Konzentration und Dauer) modifiziert werden19.
  3. Entfernen der Sonde
    1. Entfernen Sie den HB-Puffer, der die Sonden enthält, und fügen Sie dann Waschpuffer 1 hinzu (Tabelle 1). Waschen Sie die Proben mit Wash Buffer 1 für 2 x 15 min bei 55 °C. Verwenden Sie 300-400 μL Waschpuffer.
      HINWEIS: HB Buffer enthaltende Sonden können wiederholt verwendet werden, bis zu etwa zehn Mal. Anstatt ihn zu entsorgen, lagern Sie den gebrauchten HB-Puffer mit Sonden bei oder unter −20 °C. Waschpuffer 1, Waschpuffer 2, 2x SSC und PBST vor Gebrauch bei 55 °C vorheizen.
    2. Entfernen Sie Waschpuffer 1, und fügen Sie dann Waschpuffer 2 hinzu (Tabelle 1). Waschen Sie die Proben mit Wash Buffer 2 für 2 x 15 min bei 55 °C.
    3. Entfernen Sie Wash Buffer 2, und fügen Sie dann 2x SSC hinzu. Waschen Sie die Proben mit 2x SSC für 2 x 15 min bei 55 °C.
    4. Entfernen Sie 2x SSC und fügen Sie dann vorgewärmtes PBST hinzu. Waschen Sie die Proben für 1 x 15 min mit PBST bei RT.
  4. Inkubation von Anti-DIG-Antikörpern
    1. Entfernen Sie PBST, und fügen Sie dann 1 % Blockierungspuffer hinzu. Die Proben für mindestens 1 h bei RT inkubieren, während Sie langsam auf einer Wippe schütteln.
      HINWEIS: Bereiten Sie 1% Blockierpuffer frisch vor, indem Sie 5% blockierenden Pufferbestand verdünnen (Tabelle 1). Überprüfen Sie die Proben vor der nächsten Antikörperreaktion, da die Probe durch Schütteln dazu neigt, an der Rückseite des Deckels oder der Wand zu haften.
    2. Entfernen Sie nach dem Blockieren den 1 % Blockierpuffer, fügen Sie eine Anti-DIG-POD-Lösung hinzu (1:500, in 1 % Blockierpuffer) und inkubieren Sie die Proben O.N. bei 4 °C (Abbildung 2).
      HINWEIS: Achten Sie darauf, die Inkubationszeit innerhalb von 12-16 h zu halten, um die Erkennung unspezifischer Signale zu verhindern.
  5. Erkennung von DIG-markierten Sonden
    1. Entfernen Sie die Anti-DIG-POD-Lösung, und fügen Sie dann Tris-NaCl-Tween-Puffer hinzu (TNT, Tabelle 1). Waschen Sie die Proben mit TNT für 3 x 10 min bei RT.
      HINWEIS: Die Verwendung der Tyramid-Signalverstärkungstechnik (TSA) liefert ein Bild mit besserer Auflösung gegen Meerrettichperoxidase-markierte Reagenzien (z. B. Anti-DIG-POD).
    2. Verdünnte fluoreszierende Farbstoff-konjugierte Tyramid (Cy5-Tyramid)-Stammlösung (1:50) im Amplifikationsverdünnungspuffer, um die aktive Cy5-Tyramidlösung herzustellen (Abbildung 2).
    3. Entfernen Sie so viel TNT wie möglich und fügen Sie dann die aktive Cy5-Tyramidlösung hinzu. Inkubieren Sie die Proben für 10 min im Dunkeln.
    4. Waschen Sie die Proben mit PBST für 3 x 10 min im Dunkeln.
  6. Nachweis von EdU
    HINWEIS: Das EdU-Kit erkennt integrierte EdU als Fluoreszenzsignale (Abbildung 2).
    1. Um den EdU-Detektionscocktail vorzubereiten, mischen Sie die Komponenten wie in Tabelle 1 gezeigt. Verwenden Sie 100 μL EdU-Detektionscocktail für jede Probe.
      HINWEIS: Bereiten Sie 1x Reaktionspufferadditiv vor, indem Sie 10x Reaktionspufferadditiv mit Reinstwasser verdünnen.
    2. Entfernen Sie PBST, und fügen Sie dann den EdU-Erkennungscocktail hinzu. 30 min im Dunkeln brüten.
    3. Mit PBST 3 x 10 min im Dunkeln waschen.
  7. DNA-Färbung
    1. Hoechst 33342 (1:500) wird in PBST verdünnt, um die Hoechst-Lösung herzustellen. Entfernen Sie die PBST-Lösung, und fügen Sie dann die Hoechst-Lösung hinzu. Inkubieren Sie die Proben 30 Minuten lang im Dunkeln (Abbildung 2).
    2. Waschen Sie die Proben mit PBST für 3-4 x 10 min im Dunkeln.
  8. Montage
    1. Machen Sie eine Bank auf dem Glasobjektträger, um zu verhindern, dass die Probe zerquetscht wird. Tragen Sie Vinylband auf den Glasobjektträger auf und höhlen Sie die Mitte aus.
    2. Bringen Sie die Medusen mit einer 3,1-ml-Transferpipette mit abgeschnittener Spitze zur Bank auf dem Objektträgerglas.
      HINWEIS: Achten Sie darauf, dass sich die Tentakel nicht überlappen.
    3. Entfernen Sie PBST mit einer P200-Pipette, und fügen Sie dann langsam 70 % Glycerin als Montagemedium hinzu (Abbildung 2).
      HINWEIS: Anstelle von 70% Glycerin kann ein Anti-Fading-Montagemedium verwendet werden, um das Ausbleichen der Fluoreszenz zu verhindern.
    4. Legen Sie vorsichtig ein Deckglas mit einer Pinzette auf die Medusen und versiegeln Sie die Seite des Deckglases mit klarem Nagellack.
    5. Halten Sie die Objektträger bei 4 °C im Dunkeln, wenn Sie nicht sofort eine mikroskopische Beobachtung durchführen.
  9. Bildgebung
    1. Verwenden Sie ein konfokales Laserscanning-Mikroskop, um Bilder aufzunehmen. Verwenden Sie für eine Einzelzellenauflösung ein 40-faches Ölobjektiv oder ein Objektiv für eine höhere Vergrößerung.
    2. Öffnen Sie nach der Bildaufnahme die Bilder mit der ImageJ/FIJI-Software und zählen Sie Zellen, die positiv für EdU+ und/oder Nanos1+ sind, mit dem Multipoint-Tool20.

Ergebnisse

Cladonema-Tentakel wurden als Modell verwendet, um die zellulären Prozesse der Morphogenese und Regeneration zu untersuchen15,16,17. Die Tentakelstruktur besteht aus einer Epithelröhre, in der sich stammartige Zellen oder i-Zellen im proximalen Bereich befinden, der als Tentakelkolben bezeichnet wird, und neue Zweige werden sequentiell an der Rückseite der distalen Region der Birne entlang der adaxialen Seite hinzuge...

Diskussion

Proliferierende Zellen und Stammzellen sind wichtige zelluläre Quellen in verschiedenen Prozessen wie Morphogenese, Wachstum und Regeneration21,22. Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Co-Färbung des Stammzellmarkers Nanos1 durch FISH- und EdU-Markierung in Cladonema medusae. Frühere Arbeiten mit EdU- oder BrdU-Markierung haben vorgeschlagen, dass proliferative Zellen in den Tentakelkolben16,17 lokalisieren,...

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von AMED unter der Fördernummer JP22gm6110025 (an Y.N.) und von der JSPS KAKENHI Grant Number 22H02762 (an Y.N.) unterstützt.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
2-Mercaptoethanol Wako137-06862
3.1 mL transfer pipetteThermo Scientific233-20S
5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-Gal)Wako029-15043
anti-DIG-PODRoche11207733910
Cladonema pacificum Nanos1 forward primer5’-AAGAGACACAGTCATTATCAAGC
GA-3’
Cladonema pacificum Nanos1 reverse primer5’-CGACGTGTCCAATTTTACGTGCT -3’
Cladonema pacificum Piwi forward primer5’- AAAAGAGCAGCGGCCAGAAAGA
AGGC -3’
Cladonema pacificum Piwi reverse primer5’- GCGGGTCGCATACTTGTTGGTA
CTGGC -3’
Click-iT EdU Cell Proliferation Kit for Imaging, Alexa Fluor 488 dyeInvitrogen C10337EdU kit
Coroline offGEX Co. ltdN/Achlorine neutralizer
DIG Nucleic Acid Detection Kit Blocking ReagentRoche11175041910blocking buffer 
DIG RNA labeling mix Roche11277073910
DTT PromegaP117B
ECOS competent cell DH5αNIPPON GENE316-06233competent cell
Fast gene Gel/PCR Extraction kitFast geneFG-91302gel extraction kit
Fast gene plasmid mini kitFast geneFG-90502plasmid miniprep
FormamideWako 068-00426
Heparin sodium salt from porcineSIGMA-ALDRICH H3393-10KU
Isopropyl-β-D(-)-thiogalactopyranoside (IPTG)Wako096-05143
LB AgarInvitrogen22700-025agar plate
LB Broth BaseInvitrogen12780-052LB medium
Maleic acidWako134-00495
mini Quick spin RNA columnsRoche11814427001clean-up column
NaClWako 191-01665
NanoDrop OneC Microvolume UV-Vis Spectrophotometer with Wi-FiThermo ScientificND-ONEC-Wspectrophotometer
Polyoxyethlene (20) Sorbitan Monolaurate (Tween-20)Wako 166-21115
PowerMasher 2nippi 891300homogenizer
Proteinase KNacarai Tesque 29442-14
RNase InhibitorTaKaRa2313A
RNeasy Mini kitQiagen 74004total RNA isolation kit
RQ1 RNase-Free DnasePromegaM6101
Saline Sodium Citrate Buffer 20x powder (20x SSC)TaKaRaT9172
SEA LIFEMarin TechN/Amixture of mineral salts
T3 RNA polymerase Roche11031163001
T7 RNA polymerase Roche10881767001
TAITEC HB-100TAITEC0040534-000Hybridization incuvator
TaKaRa Ex Taq TaKaRaRR001ATaq DNA polymerase
TaKaRa PrimeScript 2 1st strand cDNA Synthesis KitTaKaRa6210AcDNA synthesis kit
Target CloneTOYOBO TAK101pTA2 Vector
tRNARoche10109541001
TSA Plus Cyanine 5AKOYA BiosciencesNEL745001KTtyramide signal amplification (TSA) technique
Zeiss LSM 880ZEISSN/Alaser scanning confocal microscope

Referenzen

  1. Leclère, L., Röttinger, E. Diversity of cnidarian muscles: Function, anatomy, development and regeneration. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 4, 157 (2017).
  2. Bosch, T. C. G., et al. Back to the basics: Cnidarians start to fire. Trends in Neurosciences. 40 (2), 92-105 (2017).
  3. Gold, D. A., Jacobs, D. K. Stem cell dynamics in Cnidaria: Are there unifying principles. Development Genes and Evolution. 223 (1-2), 53-66 (2013).
  4. Technau, U., Steele, R. E. Evolutionary crossroads in developmental biology: Cnidaria. Development. 138 (8), 1447-1458 (2011).
  5. Leclère, L., et al. Maternally localized germ plasm mRNAs and germ cell/stem cell formation in the cnidarian Clytia. Developmental Biology. 364 (2), 236-248 (2012).
  6. Bradshaw, B., Thompson, K., Frank, U. Distinct mechanisms underlie oral vs aboral regeneration in the cnidarian Hydractinia echinata. eLife. 4, 05506 (2015).
  7. Sinigaglia, C., et al. Pattern regulation in a regenerating jellyfish. eLife. 9, 54868 (2020).
  8. David, C. N. Interstitial stem cells in Hydra: Multipotency and decision-making. The International Journal of Developmental Biology. 56 (6-7-8), 489-497 (2012).
  9. Röttinger, E. Nematostella vectensis, an emerging model for deciphering the molecular and cellular mechanisms underlying whole-body regeneration. Cells. 10 (10), 2692 (2021).
  10. Houliston, E., Momose, T., Manuel, M. Clytia hemisphaerica: A jellyfish cousin joins the laboratory. Trends in Genetics. 26 (4), 159-167 (2010).
  11. Peron, S., Houliston, E., Leclère, L., Boutet, A., Shierwater, B. The Marine Jellyfish Model, Clytia hemisphaerica. Handbook of Marine Model Organisms in Experimental Biology. , 129-147 (2021).
  12. Denker, E., Manuel, M., Leclère, L., Le Guyader, H., Rabet, N. Ordered progression of nematogenesis from stem cells through differentiation stages in the tentacle bulb of Clytia hemisphaerica (Hydrozoa, Cnidaria). Developmental Biology. 315 (1), 99-113 (2008).
  13. Fujita, S., Kuranaga, E., Nakajima, Y. Regeneration potential of jellyfish: Cellular mechanisms and molecular insights. Genes. 12 (5), 758 (2021).
  14. Suga, H., et al. Flexibly deployed Pax genes in eye development at the early evolution of animals demonstrated by studies on a hydrozoan jellyfish. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (32), 14263-14268 (2010).
  15. Fujiki, A. Branching pattern and morphogenesis of medusa tentacles in the jellyfish Cladonema pacificum (Hydrozoa, Cnidaria). Zoological Letters. 5 (12), 13 (2019).
  16. Fujita, S., Kuranaga, E., Nakajima, Y. Cell proliferation controls body size growth, tentacle morphogenesis, and regeneration in hydrozoan jellyfish Cladonema pacificum. PeerJ. 7, 7579 (2019).
  17. Hou, S., Zhu, J., Shibata, S., Nakamoto, A., Kumano, G. Repetitive accumulation of interstitial cells generates the branched structure of Cladonema medusa tentacles. Development. 148 (23), (2021).
  18. Salic, A., Mitchison, T. J. A chemical method for fast and sensitive detection of DNA synthesis in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (7), 2415-2420 (2008).
  19. Angerer, L. M., Angerer, R. C. Detection of poly A + RNA in sea urchin eggs and embryos by quantitative in situ hybridization. Nucleic Acids Research. 9 (12), 2819-2840 (1981).
  20. Rakotomamonjy, J., Guemez-Gamboa, A. Purkinje cell survival in organotypic cerebellar slice cultures. Journal of Visualized Experiments. (154), e60353 (2019).
  21. Tanaka, E. M., Reddien, P. W. The cellular basis for animal regeneration. Developmental Cell. 21 (1), 172-185 (2011).
  22. Penzo-Méndez, A. I., Stanger, B. Z. Organ-size regulation in mammals. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (9), 019240 (2015).
  23. Sinigaglia, C., Thiel, D., Hejnol, A., Houliston, E., Leclère, L. A safer, urea-based in situ hybridization method improves detection of gene expression in diverse animal species. Developmental Biology. 434 (1), 15-23 (2018).
  24. King, R. S., Newmark, P. A. In situ hybridization protocol for enhanced detection of gene expression in the planarian Schmidtea mediterranea. BMC Developmental Biology. 13 (1), 8 (2013).
  25. Flici, H., et al. An evolutionarily conserved SoxB-Hdac2 crosstalk regulates neurogenesis in a cnidarian. Cell Reports. 18 (6), 1395-1409 (2017).
  26. He, S., et al. An axial Hox code controls tissue segmentation and body patterning in Nematostella vectensis. Science. 361 (6409), 1377-1380 (2018).
  27. Govindasamy, N., Murthy, S., Ghanekar, Y. Slow-cycling stem cells in hydra contribute to head regeneration. Biology Open. 3 (12), 1236-1244 (2014).
  28. Passamaneck, Y. J., Martindale, M. Q. Cell proliferation is necessary for the regeneration of oral structures in the anthozoan cnidarian Nematostella vectensis. BMC Developmental Biology. 12 (1), 34 (2012).
  29. Gold, D. A., et al. Structural and developmental disparity in the tentacles of the moon jellyfish Aurelia sp.1. PLoS One. 10 (8), 0134741 (2015).
  30. Gold, D. A., Nakanishi, N., Hensley, N. M., Hartenstein, V., Jacobs, D. K. Cell tracking supports secondary gastrulation in the moon jellyfish Aurelia. Development Genes and Evolution. 226 (6), 383-387 (2016).
  31. Cheng, L. -. C., Alvarado, A. S. Whole-mount BrdU staining with fluorescence in situ hybridization in planarians. Planarian Regeneration. 1774, 423-434 (2018).

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