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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt ein detailliertes Protokoll zur Herstellung eines zuverlässigen und reproduzierbaren dünnen Endometriums mit einer sehr niedrigen Mortalitätsrate und minimalen intrauterinen Adhäsionen durch Injektion von 95% Ethanol in die Gebärmutter der Maus innerhalb von 1-3 Minuten.

Zusammenfassung

Dünnes Endometrium (TE) ist weithin als eine der Hauptursachen für Unfruchtbarkeit anerkannt. Die Pathogenese der TE ist jedoch nach wie vor unklar, und es werden weiterhin dringend zufriedenstellende Behandlungsoptionen benötigt. Es wurden mehrere Tiermodelle von TE entwickelt, aber das Mausmodell mit abdominaler Operation und Injektion von 95 % Ethanol stellt aufgrund der hohen Sterblichkeitsrate und des Risikos von intrauterinen Adhäsionen bei nicht korrekter Durchführung eine gewaltige Herausforderung dar. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll, das durch Injektion von 95% Ethanol in die Gebärmutter der Maus mit unterschiedlichen Infusionszeiten eine zuverlässige und reproduzierbare TE mit einer sehr niedrigen Mortalitätsrate und minimalen intrauterinen Adhäsionen erzeugt. Die Ergebnisse zeigten, dass alle Mäuse erfolgreich TE mit Infusionszeiten von 1-3 Minuten entwickelten, die durch eine typische Verringerung der Endometriumdicke und der Anzahl der Drüsen sowie eine übermäßige Endometriumfibrose gekennzeichnet waren. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass dieses Mausmodell für die Untersuchung dünner Gebärmutterschleimhaut geeignet ist und als Plattform für die Entwicklung zukünftiger TE-Behandlungen dienen kann.

Einleitung

Dünnes Endometrium (TE) ist eine schwerwiegende Erkrankung in der Geburtshilfe und Gynäkologie, die häufig Frauen im gebärfähigen Alter betrifft. Eine TE wird diagnostiziert, wenn die Dicke des Endometriums bei einer Ultraschalluntersuchung weniger als 7 mm misst, begleitet von einer normalen Gebärmutterhöhle, und in engem Zusammenhang mit einem Schwangerschaftsversagensteht 1,2. Es wird geschätzt, dass etwa 1,5 % bis 9,1 % der Frauen, die sich einer In-vitro-Fertilisationsbehandlung (IVF) unterziehen, an TE leiden, was sie zu einer wachsenden Herausforderung in der Reproduktionsmedizin macht 3,4,5. Zu den häufigsten Ursachen für TE gehören eine unsachgemäße Endometriumreparatur nach chirurgischer Trennung von intrauterinen Adhäsionen (IUA) und Kürettage, die häufig mit einer gestörten Blutgefäßverteilung und spärlichen Drüsen einhergehen 6,7,8. Bisher sind die zellulären und molekularen Mechanismen, die der TE zugrunde liegen, unklar. Die Wiederherstellung des Endometriums bei TE-Patientinnen ist zeitaufwändig, obwohl eine Östrogenbehandlung und eine niedrig dosierte Aspirintherapie als mögliche Interventionen untersucht wurden9. Daher ist eine eingehende Untersuchung der Pathogenese der TE der direkteste Ansatz, um die Herausforderungen dieser Erkrankung anzugehen. Studien zur Pathogenese der TE stützen sich jedoch auf Tiermodelle, so dass die Auswahl eines geeigneten Modells entscheidend ist.

Die meisten histopathologischen Studien des dünnen Endometriums (TE) haben gezeigt, dass eine gestörte Proliferation von Epithelzellen und Makrophagen, eine verminderte Expression der Steroidhormonrezeptoren der Eierstöcke, eine übermäßige Ablagerung der extrazellulären Matrix und eine zelluläre Seneszenz die wichtigsten pathologischen Merkmale von TEsind 6,9,10. Derzeit wurden verschiedene Rattenmodelle entwickelt, um TE nachzuahmen, einschließlich Modelle, die durch Kratzen 11,12,13, Ischämie14, thermische Schädigung 15 und chemische Schädigung16,17,18,19 induziert werden. Ein Rattenmodell wird durch Kratzen des Endometriums mit einer Nadel oder einem Katheter induziert, was häufig zu intrauterinen Adhäsionen (IUA) anstelle von TE 11,12,20,21,22 führt. Es wurde auch über ein Ischämie-induziertes TE-Modell bei Ratten berichtet, bei dem eine endometriale Ischämie durch eine bilaterale Ligatur der Arteria uterine erreicht wird, was zu einer reduzierten Endometriumdicke führt. Diese Methode ist jedoch zeitaufwändig, dauert drei Monate und wird in der Forschung nicht häufig eingesetzt14. Bei dem Modell der thermischen Verletzungsinduziertheit wird ein künstlicher Besamungsschlauch verwendet, um 85 °C vorgewärmtes Wasser durch den Zusammenfluss der beiden Seiten in eine Seite des Gebärmutterhorns zu infundieren, was es komplexer macht als andere Verfahren15. Das chemisch induzierte Modell beinhaltet die Injektion von 95% Ethanol in das freiliegende Gebärmutterhorn, um das gesamte Endometrium zu schädigen. Dieses Modell bietet die Vorteile niedriger Kosten und einer kurzen experimentellen Zeit für die Untersuchung der pathologischen Mechanismen und Behandlungen bei TE, wird jedoch hauptsächlich bei Ratten und nicht bei Mäusen eingesetzt 16,17,23. Obwohl es verschiedene Tiermodelle gibt, insbesondere Rattenmodelle, hat jedes seine Grenzen. Sie können nur bestimmte Aspekte der TE simulieren, und nur wenige Mausmodelle replizieren die Krankheitsmerkmale der TE genau und sind gleichzeitig bequem und vielseitig für die Forschung.

In diesem Zusammenhang haben wir ein neuartiges Mausmodell für dünnes Endometrium (TE) entwickelt, indem wir 95% Ethanol in die Gebärmutterhöhle infundiert haben, wobei ein Zeitgradientenansatz mit einer modifizierten Methodeverwendet wurde 24 (Abbildung 1). Die Ergebnisse zeigten, dass alle Mäuse erfolgreich TE entwickelten, wenn die Infusionszeit zwischen 1 und 3 Minuten lag und typische Merkmale wie reduzierte Endometriumdicke, Drüsenverkleinerung und erhöhte Endometriumfibrose aufwiesen. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass unser Mausmodell ein geeignetes Werkzeug für die Untersuchung von TE ist und als Plattform für die Entwicklung zukünftiger TE-Behandlungen dienen kann.

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Protokoll

Diese Studie wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Shenzhen Zhongshan Obstetrics & Gynecology Hospital (ehemals Shenzhen Zhongshan Urology Hospital) genehmigt, wo alle Tierversuche durchgeführt wurden. In dieser Studie wurden weibliche C57BL/6-Mäuse (Alter 6-8 Wochen, Gewicht 18-20 g) verwendet. Alle Tiere wurden in einer spezifischen pathogenfreien (SPF) Umgebung im selben Raum untergebracht und vor den Experimenten eine Woche lang in einem Raum ohne spezifische Erreger bei (22 ± 1) °C unter einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus akklimatisiert. Sie erhielten freien Zugang zu Nahrung und Wasser. Die Einzelheiten zu den in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Identifizierung der Brunst

HINWEIS: Die Brunstphase bei Mäusen ist vergleichbar mit der späten Lutealphase beim Menschen, mit einer relativ dicken Gebärmutterschleimhaut zu diesem Zeitpunkt. Die Auswahl von Mäusen in der Brunst für die Modellinduktion stellt sicher, dass sie sich in einem relativ konsistenten physiologischen Zustand befinden. Darüber hinaus sind die Ergebnisse der Ausdünnung des Endometriums ausgeprägter, wenn die Dicke des Endometriums relativ dick ist. Einzelheiten zu diesem Verfahren finden Sie in den zuvor veröffentlichten Berichten 25,26.

  1. Bereiten Sie 20 μl Kochsalzlösung mit einer Pipette vor. Fassen Sie beide Seiten der Ohre der Maus und fixieren Sie den Schwanz der Maus, indem Sie die Spitze der Pipette vorsichtig bis zu einer Tiefe von ca. 2 mm in die Vaginalöffnung einführen. Gießen Sie 20 μl Kochsalzlösung in die Vagina und spülen Sie sie sanft für 5 Zyklen aus.
  2. Nehmen Sie die Kochsalzlösung heraus und geben Sie sie gleichmäßig auf einen sauberen Objektträger. Lassen Sie es verdampfen und natürlich bei Raumtemperatur trocknen.
  3. Tragen Sie 30 μl Ethanol auf jeden Objektträger auf, um die Zellen zu fixieren. Lassen Sie das Ethanol 5 Minuten verdampfen, bis der Objektträger trocken ist.
  4. Tragen Sie 50 μl kristallviolette Färbelösung auf jeden Objektträger auf und färben Sie die Zellen 10 Minuten lang bei Raumtemperatur.
  5. Spülen Sie jeden Objektträger mit entionisiertem Wasser ab, um überschüssige Farbe zu entfernen und unspezifische Flecken zu reduzieren.
  6. Beobachten Sie die Zellmorphologie und bestimmen Sie den Anteil der Zelltypen unter dem Mikroskop.
  7. Beobachten Sie die Brunstzyklen von Mäusen zweimal hintereinander, um die Stabilität zu gewährleisten. Wählen Sie Mäuse in der dritten Brunst für das Experiment aus.
    HINWEIS: Der Östruszyklus bei Mäusen dauert in der Regel 4-5 Tage und ist in vier Stadien unterteilt: Proöstrus, Brunst, Metestrus und Diöstrus. Die Proöstrus dauert etwa 24 Stunden und ist durch runde bis ovale kernhaltige Epithelzellen gekennzeichnet (Abbildung 2A). Die Brunst dauert zwischen 12 h und 48 h und ist gekennzeichnet durch überwiegend kernhaltige keratinisierte Epithelzellen (Abbildung 2B). Metestrus dauert bis zu 24 Stunden und ist durch eine Mischung aus kernhaltigen keratinisierten Epithelzellen und Neutrophilen gekennzeichnet (Abbildung 3C). Die Brunst dauert zwischen 48 h und 72 h und ist gekennzeichnet durch eine Kombination aus neutrophilen, kernhaltigen Epithelzellen und einigen wenigen kernhaltigen keratinisierten Zellen (Abbildung 2D).

2. Gruppengestaltung

HINWEIS: Um die Auswirkungen verschiedener Dauern einer 95%igen Ethanolinfusion auf die Stabilität des TE-Modells zu bewerten, wurden sechs Behandlungsgruppen gebildet. Eine Gruppe unterzog sich einer Scheinoperation ohne Ethanolverabreichung, um als Kontrolle für die prozeduralen Effekte zu dienen. Mäuse mit Ethanol-induzierter TE wurden basierend auf der Infusionszeit (n = 5 pro Gruppe) nach dem Zufallsprinzip wie folgt in fünf Behandlungsgruppen eingeteilt:

  1. 1-Minuten-Gruppe: Injizieren Sie 1 Minute lang Ethanol in die Gebärmutterhöhle.
  2. 2-Minuten-Gruppe: Injizieren Sie Ethanol für 2 Minuten in die Gebärmutterhöhle.
  3. 3-Minuten-Gruppe: Injizieren Sie Ethanol 3 Minuten lang in die Gebärmutterhöhle.
  4. 4-Minuten-Gruppe: Injizieren Sie Ethanol für 4 Minuten in die Gebärmutterhöhle.
  5. 5-Minuten-Gruppe: Injizieren Sie 5 Minuten lang Ethanol in die Gebärmutterhöhle.

3. Induktion des TE-Modells bei Mäusen

  1. Betäuben Sie die Mäuse mit einem Anästhesiegerät mit 5 % Isofluran und 100 % Sauerstoff für 3 Minuten (nach einem institutionell anerkannten Protokoll). Halten Sie die Anästhesie bei 1%-3% Isofluran mit einem Nasenkonus. Tragen Sie tierärztliche Salbe auf die Augen der Mäuse auf, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Überwachen Sie die Atemfrequenz während des gesamten Eingriffs mit einem Zehenklemmen.
  2. Befestigen Sie die Gliedmaßen der Mäuse mit medizinischem Klebeband und halten Sie sie in Rückenlage auf dem Operationstisch, der mit einer elektronischen Decke vorgeheizt ist. Ziehen Sie vorsichtig leicht an der Zunge der Maus, um eine Obstruktion der Atemwege zu vermeiden.
    HINWEIS: Das Warmhalten von Mäusen während der Operation trägt zur Aufrechterhaltung der Immunfunktion und der Durchblutung bei und beugt der Gerinnung vor. Darüber hinaus sorgt das Herausziehen der Zunge der Mäuse für klare Atemwege, um ein Ersticken während der Narkose zu vermeiden.
  3. Tragen Sie Tierhaarentfernungscreme 3 Minuten lang auf den unteren Bauch der Mäuse auf. Entfernen Sie die Haare mit sauberen Tüchern. Desinfizieren Sie den Bereich mit 75% Ethanol und Jodophor.
  4. Machen Sie einen 1 cm langen Schnitt im Bauchraum, 1 cm von der Harnröhrenöffnung entfernt. Verwenden Sie eine sterile Schere und Pinzette, um den Schnitt bis in die Bauchhöhle zu verlängern.
  5. Schieben Sie die Eingeweide vorsichtig mit einer sterilen Pinzette zur Seite, um die Gebärmutter zu lokalisieren und das rechte Gebärmutterhorn freizulegen. Bringen Sie hämostatische Klemmen am proximalen Ende in der Nähe des Gebärmutterhalses und am distalen Ende in der Nähe des Eierstocks an.
    HINWEIS: Das Einklemmen beider Enden des Gebärmutterhorns stellt sicher, dass während der Ethanol-Injektion kein Leck auftritt, und verhindert so eine Schädigung des Gebärmutterhalses, der Vagina und des Eierstocks.
  6. Mit einer 25-g-Spritze etwa 50 μl 95%iges Ethanol27 in die Gebärmutterhöhle inträufeln, wobei die Nadel parallel zur Richtung des Gebärmutterhorns verläuft. Führen Sie die Nadel in einem Winkel von 30 Grad in die Gebärmutterhöhle ein. Halten Sie die Spritze je nach Bedarf 1 min, 2 min, 3 min, 4 min oder 5 min lang. Entnehmen Sie das Ethanol und spülen Sie die Gebärmutterhöhle 5 Mal mit steriler Kochsalzlösung, um das restliche Ethanol zu entfernen. In ähnlicher Weise inträufeln Sie ein gleiches Volumen steriler Kochsalzlösung in das linke Gebärmutterhorn als Kontrolle, indem Sie die gleichen Verfahren befolgen.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Spritzennadel parallel zur Richtung des Gebärmutterhorns verläuft. Vermeiden Sie es, die Nadel in einem zu steilen Winkel einzuführen, um zu verhindern, dass sie das gesamte Gebärmutterhorn durchquert. Entziehen Sie das Ethanol so vollständig wie möglich, um anhaltende Schäden und experimentelle Instabilität zu vermeiden.
  7. Entfernen Sie die Klammern und bringen Sie die Gebärmutter und die Eingeweide wieder in ihre ursprüngliche Position.
  8. Vernähen Sie das Peritoneum mit 5-0 resorbierbaren Polyglykolid-Operationsnähten, gefolgt von der Naht der Epidermis mit 5-0 nicht resorbierbaren Polyglykolid-Stichenähten.
  9. Desinfizieren Sie den Schnitt mit 75%igem Ethanol und Jodophor und bringen Sie die Tiere dann in ihren Käfig zurück. Beobachten Sie nach der Operation genau, ob die Herzfrequenz der Maus allmählich und stetig ansteigt, bis sich die Maus vollständig erholt und sich normal bewegen kann (Abbildung 3A-H).
    HINWEIS: Ein orales Analgetikum (3,2 mg/ml Paracetamol im Trinkwasser) wurde am Tag vor der Operation verabreicht und während des restlichen Studienverlaufs fortgesetzt.
  10. Beobachten Sie die Mäuse jeden Tag um 9:00 und 15:00 Uhr und desinfizieren Sie den Schnitt mit Jodophor, um sicherzustellen, dass sie in gutem Zustand sind.

4. Probenentnahme

  1. Euthanasieren Sie die Mäuse durch Luxation der Halswirbelsäule unter tiefer Narkose 7 Tage nach einer 95%igen Ethanolbehandlung (nach einem institutionell anerkannten Protokoll).
  2. Schneiden Sie die Nähte, um die Gebärmutter mit einer chirurgischen Schere freizulegen.
  3. Ziehen Sie vorsichtig und langsam die gesamte Gebärmutter mit einer chirurgischen Zange heraus. Löse die Gebärmutter von den umgebenden Eingeweiden.
  4. Entfernen Sie sofort beide Gebärmutterhörner und teilen Sie jedes Horn in 3-4 kleine Segmente.
  5. Geben Sie mit einer Pipette 1 ml 4 % Paraformaldehyd in ein 1,5 ml-Mikrozentrifugenröhrchen. Bewahren Sie das Gebärmuttergewebe in 4% Paraformaldehyd für 24 h zur Fixierung auf.

5. Dehydrierung des Gewebes

HINWEIS: Die Dehydrierung des Gewebes wird mit einem automatischen Gewebeprozessor erreicht (siehe Materialtabelle).

  1. Geben Sie die formalinfixierten Proben in Gewebekassetten.
  2. Übertragen Sie die Gewebekassetten durch eine Reihe von ansteigenden Ethanolkonzentrationen, um das Gewebe wie folgt zu dehydrieren: 70 % Ethanol für 1 h, 85 % Ethanol für 1 h, 95 % Ethanol zweimal (je 1 h) und 100 % Ethanol zweimal (je 1 h).
  3. Ersetzen Sie das Ethanol durch 100% Xylol (135 min für das erste Eintauchen, 20 min für jedes weitere zweimalige Eintauchen), um sicherzustellen, dass das Paraffin in das Gewebe eindringt.
  4. Tauchen Sie die Gewebekassetten in einem Inkubator bei 60-65 °C (3 Mal, je 140 min) in Paraffin und halten Sie die Kassetten bis zum Einbetten warm.

6. Einbettung von Paraffin

HINWEIS: Führen Sie diese Schritte mit einem modularen Gewebeeinbettungszentrum durch (siehe Materialtabelle).

  1. Füllen Sie eine Wachsform mit geschmolzenem Paraffinwachs, das auf 55 °C erhitzt wird.
  2. Verwenden Sie eine beheizte Pinzette, um die infiltrierten Segmente schnell von der Einbettkassette in die Wachsform zu übertragen, wobei Sie sicherstellen, dass der Querschnitt jedes Segments parallel zum Boden der Form aufliegt.
  3. Sobald die Segmente richtig positioniert sind, legen Sie den Boden der Einbettkassette auf die Histologieform.
  4. Stellen Sie die Form direkt für mindestens 20 Minuten auf eine Kühlplatte, die auf 4 °C eingestellt ist, damit sich das Paraffin verfestigen kann.
  5. Nachdem das Wachs erstarrt ist, entferne die Probe aus der Form und verwende einen Paraffintrimmer, um überschüssiges Wachs um sie herum abzuschneiden.

7. Paraffin-Trennen

  1. Bereiten Sie ein Wasserbad bei 42 °C vor. Legen Sie die Paraffinblöcke vor dem Schneiden auf eine kalte Platte, damit sie abkühlen und leichter zu schneiden sind.
  2. Klemmen Sie die in Paraffin eingebettete Probe mit der Gewebeoberfläche nach oben auf ein rotierendes Mikrotom.
  3. Jeweils 20 μm schneiden, um überschüssiges Paraffin zu entfernen, das das Gewebe bedeckt, bis die gewünschte Gewebeebene erreicht ist.
  4. Schneiden Sie jeweils 4 μm Abschnitte.
  5. Das Paraffinband für 2 min in das 42 °C warme Wasserbad geben.
  6. Nehmen Sie die Schnitte von der Wasseroberfläche auf und legen Sie sie nach dem Aufklappen auf einen Objektträger.
  7. Trocknen Sie die Objektträger in einem 60 °C heißen Inkubator für 30 min.

8. Hämatoxylin- und Eosin-Färbung

HINWEIS: Die Hämatoxylin- und Eosin-Färbung wird mit einer automatischen Objektträger-Färbemaschine durchgeführt (siehe Materialtabelle).

  1. Bereiten Sie alle Reagenzien im Voraus vor, bevor Sie mit dem Färbevorgang beginnen.
  2. Weichen Sie die Objektträger 10 Minuten, 5 Minuten bzw. 3 Minuten lang in 100 % Xylol ein.
  3. Rehydrieren Sie die Objektträger in einer abnehmenden Ethanolserie in deionisiertem Wasser wie folgt: 100 % Ethanol, 95 % Ethanol (zweimal) und 80 % Ethanol für jeweils 2 Minuten.
  4. Spülen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser ab.
  5. Färben Sie die Objektträger 10 Minuten lang in Hämatoxylinlösung. Spülen Sie die Objektträger 1 Minute lang in entionisiertem Wasser ab oder bis das Wasser nicht mehr violett ist.
  6. Tauchen Sie die Objektträger zweimal für jeweils 3-5 s in 0,5%ige saure Ethanol-Differenzierungslösung. Spülen Sie die Objektträger 1 Minute lang in entionisiertem Wasser ab.
  7. Legen Sie die Objektträger 1 Minute lang in einen Bläuepuffer (1%ige Ammoniaklösung). Spülen Sie die Objektträger 1 Minute lang in entionisiertem Wasser ab.
  8. Dehydrieren Sie die Objektträger mit 80% Ethanol und tauchen Sie sie dann 10 s lang in eine Eosin-Y-Arbeitslösung.
  9. Übertragen Sie die Objektträger auf 95%iges Ethanol und spülen Sie sie zweimal für jeweils 10 s. Übertragen Sie dann die Objektträger auf absolutes Ethanol und dehydrieren Sie sie zweimal für jeweils 10 s.
  10. Tauchen Sie die Objektträger zweimal für jeweils 2 Minuten in 100% Xylol, um das Gewebe zu reinigen.
  11. Legen Sie ein Deckglas über das Taschentuch und versiegeln Sie es mit Naturharz.

9. Masson-Färbung

  1. Entparaffinisieren Sie das Gewebe, indem Sie die Objektträger 10 min, 5 min bzw. 3 min in 100% Xylol einweichen.
  2. Nach dem Entparaffinieren die Objektträger in einer abnehmenden Ethanolreihe in entionisiertem Wasser einweichen: 100 % Ethanol, 95 % Ethanol (zweimal) und 80 % Ethanol für jeweils 2 Minuten.
  3. Spülen Sie die Objektträger in entionisiertem Wasser ab.
  4. Färben Sie die Objektträger 5 Minuten lang in Weigerts Eisen-Hämatoxylin-Lösung, waschen Sie die Objektträger dann 30 s lang in entionisiertem Wasser.
  5. Differenzieren Sie die Farben der gefärbten Gewebestrukturen, indem Sie die Objektträger 15 s lang in 1%igem Salzsäurealkohol inkubieren.
  6. Spülen Sie die Objektträger 30 s lang in entionisiertem Wasser.
  7. Inkubieren Sie das Gewebe 3-5 Minuten lang in einer Bläuelösung.
  8. Spülen Sie die Objektträger 30 s lang in entionisiertem Wasser.
  9. Legen Sie die Objektträger für 5-10 min in Ponceau-Säure-Fuchsin-Lösung.
    HINWEIS: Mischen Sie entionisiertes Wasser und schwache saure Lösung im Verhältnis 2:1, um die schwach saure Arbeitslösung herzustellen.
  10. Spülen Sie die Objektträger 30 s lang mit der schwach sauren Arbeitslösung.
  11. Differenzieren Sie das Gewebe 1-2 Minuten lang in der Phosphomolybdsäurelösung und spülen Sie die Schnitte dann 30 s lang mit einer schwach sauren Arbeitslösung ab.
  12. Färben Sie die Gewebeschnitte 1-2 min lang mit Anilinblau-Lösung.
  13. Dehydrieren Sie die Gewebeschnitte schnell in 95% Ethanol für 2-3 s, gefolgt von 100% Ethanol zweimal für jeweils 5-10 s. Reinigen Sie die Objektträger zweimal für jeweils 1-2 Minuten mit Xylol.
  14. Legen Sie ein Deckglas über das Taschentuch und versiegeln Sie es mit Naturharz.
  15. Überschüssiges Harz abtropfen lassen und die Objektträger trocknen lassen.

10. Bildgebung und Analyse

  1. Erfassen Sie Bilder der Schnitte mit einem Dia-Scanner-System.
    HINWEIS: Verwenden Sie ein 4x- oder 10x-Objektiv, um einen Überblick über die Abschnitte zu erhalten. Für detailliertere Bilder verwenden Sie 20- bis 100-fache Objektive.
  2. Führen Sie eine quantitative Analyse der Endometriumdicke, der Anzahl der Drüsen und des Ausmaßes der Gewebefibrose mit der Bildanalyseplattform HALO durch.
    HINWEIS: Die durchschnittliche Dicke wird durch Messung des vertikalen Abstands von der Gebärmutterhöhle zum Myometrium in 5 zufällig ausgewählten Sichtfeldern ermittelt.

11. Statistische Analysen

  1. Führen Sie statistische Analysen mit SPSS Version 23.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, USA) durch.
  2. Bewerten Sie die statistische Signifikanz experimenteller Unterschiede zwischen der Kontroll- und der Modellgruppe, indem Sie zunächst einen Normalverteilungstest durchführen.
  3. Präsentieren Sie Daten, die normalverteilt sind, als Mittelwert ± SEM.
  4. Analysieren Sie Daten aus verschiedenen Behandlungsgruppen mit unidirektionaler ANOVA. Passen Sie die Anzahl der getesteten Allele in jedem Locus mit der Bonferroni-Methode an. Betrachten Sie einen p-Wert <0,05 als statistisch signifikant.

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Ergebnisse

Die Hauptmerkmale des dünnen Endometriums (TE) sind eine verringerte Endometriumdicke und Drüsendichte sowie eine erhöhte Endometriumfibrose. Mit dieser Methode konnten diese Eigenschaften in den Modellmäusen erfolgreich repliziert werden. Die Datenanalyse zeigte eine signifikante Abnahme der Endometriumdicke in der 1-Minuten-Gruppe (222,3 μm ± 13,96 μm vs. 359,2 μm ± 12,41 μm, P < 0,05), der 2-Minuten-Gruppe (168,7 μm ± 17,57 μm vs. 359,2 μm ± 1...

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Diskussion

Die TE ist gekennzeichnet durch unzureichende Zellproliferation und dysfunktionale Zellen, die eng mit Unfruchtbarkeit, wiederkehrenden Fehlgeburten und Plazentaanomalien verbunden sind 2,3. Leider gibt es derzeit keine wirksame Therapie für TE. Tiermodelle spielen eine entscheidende Rolle bei der Erforschung dieser Erkrankung. Zwischen 2014 und 2024 wurden Ratten in 16,4 % von 208.000 Studien (34.200 Studien) und Mäuse in 22,7...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Wir danken den anonymen Gutachtern für ihre wichtigen und hilfreichen Kommentare. Diese Arbeit wurde unterstützt durch das Shenzhen Science and Technology Project (Nr. JCYJ20220818103207016) und der Guangdong Basic and Applied Basic Research Foundation (Nr. 2024A1515010478).

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia MachineRWD Life ScienceR530Mobile inhalation anesthesia machine for small animals
0.9% salineHubei Kelun Pharmaceutical C230817A210 mL, medical injection
75% ethanolLIRCON6303060031500 mL, disinfectant reagent
95% ethanolGuangzhou Chemical Reagent Factory64-17-5500 mL, chemical reagent
Absorbable suturesJinhuan MedicalCR537Thickness: 5-0; Length: 90 cm
Aqueous ammoniaMilliporeSigma1336-21-61000 mL, chemical reagent
Automatic Tissue ProcessorLeicaTP1020100 embedding boxes can be processed at one time
C57BL/6 mice Experimental Animal Center of Southern Medical University 
Eosin-YBASOBA40241000 mL, used for the staining of paraffin sections, frozen sections, etc
HaematoxylinBASOBA40411000 mL, used for the staining of paraffin sections, frozen sections, etc
HALO Image Analysis PlatformIndica labsThe instrument features ease-of-use and scalability, powerful analytical capabilities, and the fastest processing speed
Hemostatic clampsHUAYON18-50211.8 cm in total length with 0.7 cm jaw
Hemostatic forcepsHUAYON18-502010 cm in total length
HistoCore Rotary MicrotomeLeica149BIO000C1Slice thickness ranges from 1 to 60 μm
IndorphorADF1005500 mL, disinfectant reagent
IsofluraneRWD Life ScienceR510-22-10100 mL, active ingredient 100% isoflurane
Masson's trichrome stainingSOLARBIOG13407 × 100 mL for 100 tests
Microscope slideGene TechGT100511Length: 75 cm; Width: 25 cm
Modular Tissue Embedding CenterLeicaEG1150 CThe instrument contains a cold stage and a heated paraffin distribution module, providing flexibility for the embedding work
Natural resinSAKURA4770Resin-coated film, Suitable for histology staining
Olympus SLIDEVIEW VS200PANOVUEVS200The instrument captures high-quality virtual slide images and enables advanced quantitative image analysis 
Paraformaldehyde fix solutionServicebioG1011500 mL, universal tissue fixative (neutral)
Surgical forcepsHUAYON18-13002.2 mm straight, 12.5 cm wide
Surgical scissorsHUAYON18-011010 cm, stainless steel surgical scissors
SyringeKindly600170311 mL, disposable sterile syringe with needle
Tissue cassettesCITOTEST80106-1100-16White; flow-through slots; 0ne-piece integral lid; labeling areas are located on three sides
Tissue-Tek Prisma PlusSAKURADRS-Prisma-P-JCSThe processing capacity is 60 slides at one time
XyleneGuangdong Guanghua Sci-Tech1330-20-71000 mL, organic solvent

Referenzen

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