Ein Schweinemodell der akuten autologen Lungenembolie

Zusammenfassung

In dieser Studie wird ein porzines Modell der Lungenembolie (LE) vorgestellt, bei dem große autologe Embolien verwendet werden, die eine akute Lungenembolie mit mittlerem Risiko replizieren. Das Modell eignet sich gut für die Bewertung sowohl der Pathophysiologie als auch des Therapieansprechens.

Zusammenfassung

Die akute Lungenembolie (LE) ist eine potenziell lebensbedrohliche Erkrankung, die zu einer abrupten Obstruktion der Lungenarterien führt, die zu einer akuten Rechtsherzinsuffizienz führt. Neuartige diagnostische Methoden und kathetergesteuerte Therapien werden mit Hochdruck entwickelt, und es besteht ein offensichtlicher Bedarf an einem realistischen PE-Tiermodell, das für pathophysiologische Untersuchungen und präklinische Tests verwendet werden kann.

Mit diesem Protokoll wird ein Schweinemodell mit großen autologen Lungenembolien eingeführt. Die Instrumentierung erfolgt mit minimal-invasiven Techniken, wodurch ein Nahbrustmodell entsteht, das die Untersuchung verschiedener Behandlungsoptionen mit hoher Reproduzierbarkeit ermöglicht. Drei Stunden nach der Blutentnahme zur Erzeugung autologer Embolien ex vivo führte die Induktion von LE zu einem sofortigen Anstieg des mittleren pulmonalen arteriellen Drucks (17 ± 3 mmHg bis 33 ± 6 mmHg, p < 0,0001) und der Herzfrequenz (50 ± 9 Schläge·^min-1 bis 63 ± 6 Schlägen·^min-1, p < 0,0003), begleitet von einem verminderten Herzzeitvolumen (5,0 ± 0,8 l/min bis 4,5 ± 0,9 l/min. p < 0,037) im Vergleich zum Ausgangswert. Die CT-Lungenangiographie zeigte mehrere Embolien, und der Prozentsatz der Lungenobstruktion war im Vergleich zum Ausgangswert erhöht (0% [0-0] bis 57,1% [38,8-63,3], p < 0,0001). In der akuten Phase ist der Phänotyp vergleichbar mit einer Lungenembolie mit mittlerem Risiko.

Das Modell stellt einen realistischen und gut charakterisierten Phänotyp der Lungenembolie mit mittlerem Risiko dar und bietet die Möglichkeit, neuartige diagnostische Methoden, interventionelle und pharmazeutische Behandlungen sowie praktische Schulungen für medizinisches Personal in interventionellen Verfahren zu testen.

Einleitung

Die akute Lungenembolie (LE) ist die dritthäufigste Ursache für kardiovaskuläre Todesfälle und eine Manifestation der venösen Thromboembolie (VTE)¹. Die Inzidenz von VTE liegt zwischen 75 und 269 pro 100.000 Einwohner und Jahr und nimmt mit dem Alter^{von 2} Jahren zu. Erstüberlebende haben ein 30-Tage-Sterberisiko, das von 0,5 % für Patienten mit niedrigem Risiko bis zu 22 % für Patienten mit hohem Risiko reicht³. Die Todesursache ist ein rechtsventrikuläres Versagen (RV), das überwiegend innerhalb von Stunden auftritt ^4,5. Selbst wenn die Patienten überleben, besteht immer noch das Risiko einer erheblichen Morbidität und chronischen Erkrankungen.

Zu den Behandlungsmöglichkeiten in der akuten Phase der Erkrankung gehören die chirurgische Embolektomie, kathetergestützte oder systemische Thrombolyse, niedermolekulares Heparin und orale Antikoagulanzien¹. Die Anzahl und Vielfalt der Behandlungsmöglichkeiten nimmt zu, und es werden kontinuierlich neue Techniken und Methoden zur Diagnose und Beurteilung des Schweregrads entwickelt. Bevor klinische Studien durchgeführt werden können, muss die Machbarkeit und Sicherheit in einem reproduzierbaren und konsistenten Setup ermittelt werden, wie es im Tiermodell erreicht werden kann. Darüber hinaus erfordert die Untersuchung der akuten Pathophysiologie der Lungenembolie ein Tiermodell mit humannaher kardiovaskulärer und pulmonaler Physiologie. Es wurden Modelle sowohl für Nagetiere als auch für größere Tiere, d. h. Schweine, entwickelt⁶. Der Vorteil eines Großtiermodells ist die Möglichkeit, klinische Techniken anzuwenden und Geräte und chirurgische Eingriffe zu evaluieren, die in der klinischen Praxis eingesetzt werden. Die meisten dieser Modelle verwenden jedoch künstliche Materialien wie Kunststoffkugeln oder okklusive Ballons oder erfordern große invasive Eingriffe für das pulmonale arterielle Banding, um eine akute Rechtsherzinsuffizienz nachzuahmen ^7,8,9. In einer Studie wurde ein inferiorer Hohlvenenfilter verwendet, um eine Thrombose in situ^{zu erzeugen 10}. Dies ist jedoch zeitaufwändig und die Gerinnselbelastung ist schwer zu kontrollieren. Andere Studien haben autologe Embolien ex vivo erzeugt, aber die PE war in der Größe^11,12 kleiner. Daher sind diese Modelle möglicherweise nicht geeignet, um interventionelle Verfahren zu testen.

Es besteht ein Bedarf an einem Tiermodell, das die menschliche Pathologie von PE replizieren kann. Basierend auf früheren Studien, die von unserer Gruppe 13,14,15,16 durchgeführt wurden, wollen wir ein Schweinemodell der akuten Lungenembolie vorstellen.

Protokoll

Diese Studie wurde mit Genehmigung der dänischen Tieraufsichtsbehörde (Lizenznummer 2021-15-0201-00944) und in Übereinstimmung mit den dänischen und universitären Richtlinien zum Schutz und zur Ethik von Labortieren durchgeführt.

HINWEIS: Diese Studie folgte den ARRIVE-Richtlinien 2.0¹⁷. Die Prinzipien der 3R (Replacement, Reduction, and Refinement) wurden respektiert, indem jedes Tier wiederholt bewertet wurde, um als eigene Kontrolle zu dienen, wodurch die Anzahl der benötigten Tiere reduziert und die gesammelten Informationen maximiert wurden. Bei den Schweinen, die in diesem Tiermodell verwendet wurden, handelte es sich um weibliche dänische Schlachtschweine mit einem Gewicht von 60 kg (eine Kreuzung aus Yorkshire, Duroc und dänischer Landrasse). Alle Schweine folgten dem dänischen SPF-Programm (Specific Pathogen Free). Die Schweine wurden eine Woche vor der Studie auf dem Forschungsbetrieb akklimatisiert, um den Kontakt mit dem Menschen zu trainieren. Die Schweine wurden in Ställen mit massiven Betonböden und Stroheinstreu untergebracht. Jeder Stift maß 2,35 m x 2,9 m mit angrenzenden Stiften, um den Kontakt mit der Schnauze zu ermöglichen. Die Schweine hatten freien Zugang zu Wasser und wurden zweimal täglich mit einer konventionellen Schweinediät gefüttert, wobei zerkleinerte Rüben hinzugefügt wurden, um die Gewichtszunahme zu verringern. Der Stall hatte einen Hell-Dunkel-Rhythmus von 12:12 Uhr (Licht an von 6 bis 18 Uhr).

1. Anästhesie, Intubation und Beatmung

1. Betäuben Sie das Schwein mit einer intramuskulären Injektion (0,1 ml/kg), bestehend aus 2,5 mL Tiletamin (25 mg/mL), 2,5 mL Zolazepam (25 mg/mL), 2,5 mL Burophanol (10 mg/ml), 1,25 mL Ketaminol (100 mg/ml) und 6,25 mL Xylazin (20 mg/ml), um potenzielle Schmerzen, Stress und Angstzustände des Tieres vor dem Transport aus der Tierhaltungseinrichtung zu reduzieren.
2. Transportieren Sie das Tier in einer zugelassenen Transportbox mit Weizenstroheinstreu.
3. Stellen Sie bei der Ankunft einen intravenösen Zugang her.
   1. Legen Sie ein Tourniquet am proximalen Teil des Ohres an und ziehen Sie es leicht fest, um eine venöse Blutstauung zu erhalten. Desinfizieren Sie die Haut über einer Vene zweimal mit einem Ethanoltupfer.
   2. Verwenden Sie einen 20 G Venenkatheter, um die Vene zu punktieren. Lassen Sie das Tourniquet los. Fixieren Sie den Zugang sorgfältig richtig, um ein Verschieben zu vermeiden.
   3. Überprüfen Sie die korrekte Platzierung, indem Sie den Zugang mit isotonischem Salzwasser spülen.
      HINWEIS: Eine subkutane Ausbuchtung tritt auf, wenn sich der Katheter nicht mehr in der Vene befindet. Die Einrichtung eines zweiten intravenösen Zugangs am gegenüberliegenden Ohr kann als Eventualität angesehen werden.
4. Bringen Sie das Tier auf einen Operationstisch und legen Sie es in Rückenlage.
5. Intubieren Sie das Schwein mittels direkter Laryngoskopie mit einem Trachealtubus der Größe 7,5 und blasen Sie die Trachealmanschette auf. Fixieren Sie den Schlauch an der Schnauze/dem Kopf des Tieres. Dadurch wird eine unbeabsichtigte Extubation verhindert. Überprüfen Sie die korrekte Positionierung des Schlauchs, indem Sie den exspiratorischen Kohlendioxidwert auf dem Bildschirm des Beatmungsgeräts beobachten.
6. Schließen Sie den Schlauch an ein vorgetestetes Beatmungsgerät an und beginnen Sie mit der mechanischen Beatmung.
   1. Wählen Sie die druckgesteuerte, volumengesteuerte Beatmungseinstellung und stellen Sie das Atemzugvolumen (TV) auf 8 ml/kg bei Lüftung mit geringem Durchfluss ein. Stellen Sie den positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) auf 5 cmH₂O ein.
   2. Der Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs (FiO₂) wird je nach Versuchsprotokoll auf Normoxia (0,21) oder höher eingestellt. Der angestrebte endtidale Kohlendioxidwert (EtCO₂) liegt bei etwa 5,0-5,5 kPa. Passen Sie dazu die Atemfrequenz (RR) an.
7. Einleitung und Aufrechterhaltung der Vollnarkose durch intravenösen Zugang im Ohr mit Propofol in einer Dosierung von 4,0 mg/kg/h und Fentanyl in einer Dosierung von 12,5 μg/kg/h. Überprüfen Sie, ob keine Hornhautreflexe und Reaktionen auf schmerzhafte Reize vorhanden sind, um sicherzustellen, dass eine ausreichende Anästhesie verabreicht wird. Erhöhen Sie die Infusionsrate, wenn Reflexe oder Reaktionen vorhanden sind, und überprüfen Sie in regelmäßigen Abständen auf Reflexe.
   ACHTUNG: Lassen Sie das Tier während des Protokolls zu keinem Zeitpunkt unbeaufsichtigt. Verzichten Sie auf die Verwendung von neuromuskulären Blockern, da diese die Anzeichen einer unzureichenden Anästhesie verschleiern können.
8. Schließen Sie 3-Kanal-Elektrokardiogramm-Drähte (EKG) und einen Pulsoximetrie-Sensor an, um Herzfrequenz, Herzrhythmus und Sauerstoffsättigung zu überwachen.
9. Überwachen Sie die Kerntemperatur mit einem Rektalthermometer. Streben Sie eine normale Schweinetemperatur von 38-39 °C an. Erwärmen Sie das Tier bei Bedarf mit einer Umluft-Wärmedecke.
10. Legen Sie einen Harnblasenkatheter an und verbinden Sie das äußere Ende mit einem Urinprobenbeutel.
11. Tragen Sie Tierarzt-Augensalbe auf, um Trockenheit zu verhindern.

2. Ultraschallgesteuerte intravaskuläre Zugänge

HINWEIS: Intravaskuläre Zugänge werden wie zuvor beschrieben eingerichtet¹⁸.

1. Richten Sie mindestens einen intravaskulären Zugang in der rechten Vena jugularis externa, der Vena femoralis rechts und der Arteria femoralis links ein.
   HINWEIS: Weitere Zugänge können je nach Versuchsprotokoll erhalten werden.
   1. Rasieren und desinfizieren Sie die Haut mit Chlorhexidin.
   2. Verwenden Sie bei einem sterilen Verfahren ein Ultraschallgerät, um einen 17 G Venenkatheter in die intravaskuläre Position zu führen.
   3. Entfernen Sie die Nadel aus dem Venenkatheter und führen Sie mit der Seldinger-Technik einen Führungsdraht ein. Entfernen Sie den Venenkatheter und lassen Sie den Führungsdraht an Ort und Stelle.
   4. Schneiden Sie an der Zugangsstelle einen kleinen Schnitt in die Haut und führen Sie die Hülle über den Führungsdraht ein.
   5. Um eine korrekte Platzierung der Schleusen zu gewährleisten, entnehmen Sie jeder Scheide mit einer 10-ml- oder 20-ml-Spritze Blut. Eine korrekt platzierte Schleuse hat keinen Widerstand, wenn Blut abgesaugt oder der Zugang mit Kochsalzlösung gespült wird.
2. Nähen Sie die Hüllen mit der Haut (Größe 4.0).
3. Verbinden Sie die Schleuse in der Oberschenkelarterie mit einem Druckwandler. Kalibrieren Sie auf den atmosphärischen Druck und beobachten Sie den Bildschirm auf eine korrekte arterielle Druckkurve.
4. Verbinden Sie Infusionspumpen mit isotonischer Kochsalzlösung mit den Venenscheiden. Dadurch wird eine intraluminale Blutgerinnung verhindert.
5. Um der Hypovolämie durch das Fasten vor dem Experiment entgegenzuwirken und Blut zur Bildung von Embolien zu entnehmen, beginnen Sie eine Bolusinfusion von 800 ml über 30-60 Minuten auf der Pumpe, die mit der rechten Vena jugularis externa verbunden ist.
6. Um den stündlichen Flüssigkeitsverlust durch Schwitzen und Wasserlassen zu korrigieren, beginnen Sie eine Infusion von 4 ml/kg/h auf der Pumpe, die mit der Oberschenkelvene verbunden ist.

3. Bildung von Gerinnseln

1. Packen Sie ein kardiopulmonales Oxygenierungssystem aus und suchen Sie die nicht mit Heparin beschichteten Schläuche aus Polyvinylchlorid (PVC) mit einem Außen- und Innendurchmesser von 1/2 Zoll bzw. 3/32 Zoll. In Stücke von ~30 cm Länge schneiden. Stellen Sie insgesamt sieben Rohre her.
   HINWEIS: PVC-Schläuche mit kleinerem Durchmesser können verwendet werden, wenn dünnere Embolien bevorzugt werden.
2. Verschluss eines Endes der Schläuche mit einer großen hämostatischen Pinzette.
3. Pausieren Sie die isotonische Kochsalzinfusion an einer der Venenscheiden und entnehmen Sie insgesamt 180 ml Blut.
4. Teilen Sie das Blut in sechs PVC-Röhrchen (30 mL x 6) auf und verschließen Sie die Oberseite des PVC-Röhrchens mit einer weiteren Hämostatenzange. Hängen Sie die Röhren mindestens 3 Stunden lang bei Raumtemperatur (RT) vertikal auf (Abbildung 1A).
5. Spülen Sie Kochsalzlösung in die Hülle und starten Sie die Kochsalzinfusion erneut.

4. Durchleuchtungsgesteuertes Einführen einer 26 F-Schleuse

ACHTUNG: Schutzausrüstung wie Bleischürzen und Schilddrüsenhalsbänder gegen ionisierende Strahlung sollten getragen werden, wenn eine Fluoroskopie verwendet wird.

1. Halten Sie die Infusionspumpe an, die mit der Schleuse in der rechten Vena jugularis externa verbunden ist.
2. Führen Sie einen langen, extra steifen Führungsdraht durch den Mantel. Verwenden Sie eine Durchleuchtung, um zu beobachten, wie der Draht die Hülle verlässt. Schieben Sie den Draht durchleuchtungsgesteuert kaudal durch die oberen Zentralvenen, die obere Hohlvene (SVC), den rechten Vorhof (RA) und in die untere Hohlvene (IVC).
   HINWEIS: Vorzeitige systolische Ereignisse können auftreten, wenn der Draht durch die RA geführt wird. Während des Vorschiebens des Drahtes sollte an keiner Stelle ein Widerstand zu spüren sein.
3. Ziehen Sie die Hülle langsam heraus und beobachten Sie dabei durch Durchleuchtung, ob der Führungsdraht in der IVC verbleibt. Komprimieren Sie die Eintrittsstelle mit einer sterilen Serviette, wenn Sie die Hülle zurückziehen.
4. Verwenden Sie die Seldinger-Technik, um die Schleuse gegen einen 16 F-Dilatator auszutauschen. Verlängern Sie den Hautschnitt, wenn zu viel Widerstand vorhanden ist. Schieben Sie die Schleuse unter Anleitung der Durchleuchtung in den venösen Kreislauf vor. Mit Kochsalzlösung einweichen, um den Widerstand zu minimieren (Abbildung 2B).
   HINWEIS: Es ist äußerst wichtig, den Verlauf des Führungsdrahtes mit dem Dilatator zu verfolgen und sicherzustellen, dass der Dilatator nicht vom Draht und damit vom Lumen des Gefäßes abweicht.
5. Verwenden Sie die Seldinger-Technik, um den 16 F Dilatator gegen den 26 F Mantel auszutauschen. Verlängern Sie den Hautschnitt um mindestens 10 mm. Schieben Sie die 26 F-Hülle langsam und durchleuchtungsgesteuert durch die großen Venen, bis die Spitze der Hülle, die durch einen röntgendichten Marker (nicht den Dilatator) angezeigt wird, das SVC erreicht (Abbildung 2D). Rechnen Sie mit einem gewissen Widerstand, wenn Sie sich durch Muskelschichten bewegen.
   HINWEIS: Wenn der Widerstand zu groß ist, kann die Hülle zurückgezogen und ein größerer und tieferer Schnitt gemacht werden, der das Muskelgewebe in der Nähe des Eintrittspunkts umfasst.
6. Ziehen Sie den Dilatator und den Führungsdraht unter Anleitung der Durchleuchtung vorsichtig aus dem Molch heraus, während Sie darauf achten, dass die Schleuse an Ort und Stelle bleibt.
7. Nehmen Sie Blut ab, um sicherzustellen, dass die Hülle noch an Ort und Stelle ist. Spülen Sie mit 90 mL Kochsalzlösung, um sicherzustellen, dass die gesamte Länge der Schleuse gespült wird.
8. Legen Sie einen Stapel steriler Servietten unter das äußere Ende der Hülle (und unter das sterile Tuch), um sie über die Herzhöhe zu heben und ein erneutes Nachfüllen des Blutes in die Scheide zu vermeiden (Abbildung 2C).
9. Schließen Sie die Infusionspumpe wieder an und setzen Sie die Kochsalzinfusion fort.

5. Rechtsherzkatheterisierung

1. Spülen Sie beide Öffnungen eines Swan-Ganz (SG) Katheters mit Salzwasser. Überprüfen Sie, ob sich der Ballon richtig aufbläst.
2. Verbinden Sie jeden der SG-Katheteranschlüsse mit einem 3- oder 4-Wege-Absperrhahn. Schließen Sie einen unbenutzten Anschluss des Absperrhahns an Druckmessumformer an. Der verbleibende Port jedes Absperrhahns kann später für die zentralvenöse und pulmonalarterielle Blutgasentnahme verwendet werden.
3. Setzen Sie die Schallköpfe auf Atmosphärendruck zurück, indem Sie die distalen Anschlüsse des SG-Katheters in der mittleren Achselhöhe des Molchs halten.
4. Führen Sie den SG-Katheter durch die 26 F-Schleuse ein (Abbildung 2C).
5. Verwenden Sie eine Fluoroskopie, um zu beobachten, wann das distale Ende des SG-Katheters die Schleuse verlässt. Beobachten Sie, dass sich der Ballon richtig aufbläst. Die Inflation sollte widerstandsfrei sein.
   HINWEIS: Der Ballon kann beschädigt werden, wenn er in der Hülle aufgeblasen wird. Bei allen Eingriffen wird eine anterior-posteriore Ansicht verwendet. Ziehen Sie den Katheter niemals zurück, während der Ballon aufgeblasen ist. Dies kann dazu führen, dass sich der Ballon löst oder die Klappen und Sehnen beschädigt.
6. Wenn der Ballon aufgeblasen ist, schieben Sie den Ballon langsam durch die zentralen Venen, die RA, den rechten Ventrikel (RV) und in die Hauptpulmonalarterie (MPA) (Abbildung 2E).
7. Es ist zu beobachten, dass sich die Form des Drucksignals und der Druckkurve ändert, wenn sich der distale Port in den RV und wieder in den MPA bewegt.
   1. Stellen Sie sicher, dass das Drucksignal von 2-8 mmHg im zentralvenösen Kreislauf auf einen systolischen und diastolischen RV-Druck von 20-30 mmHg bzw. 0-5 mmHg wechselt. Wenn Sie in die MPA vorrücken, stellen Sie sicher, dass der systolische Druck 25-35 mmHg und der diastolische 10-15 mmHg beträgt.
8. Lassen Sie die Luft aus dem Ballon. Stellen Sie sicher, dass der SG-Katheter noch an Ort und Stelle ist, indem Sie eine Fluoroskopie verwenden und die Drucksignale und -kurven übermäßig berücksichtigen.
   HINWEIS: Das Experiment kann an dieser Stelle pausiert werden.

6. Zusammenbau des Embolus-Verabreichungsgeräts (Abbildung 3)

HINWEIS: Das Emboliegerät besteht aus zwei Teilen, die im Folgenden als Teil A und Teil B bezeichnet werden (Abbildung 3).

1. Packen Sie den Rest des kardiopulmonalen Oxygenierungssystems mit integrierter Kardioplegieleitung und die Aortenperfusionskanüle unter sterilen Bedingungen aus.
2. Suchen Sie aus dem Autotransfusionsset den 10 cm langen Silikonschlauch (3/8 Zoll Außendurchmesser und 3/32 Zoll Innendurchmesser), der am Boden des Kardiotomiebehälters befestigt ist, und das 3/8 bis 1/4 Zoll große Verbindungsstück, das am Silikonschlauch befestigt ist (Abbildung 3A).
3. Schneide den Silikonschlauch in zwei gleich große Schläuche. Legen Sie die Hälfte ohne Stecker vorerst beiseite.
4. Suchen Sie die schnelle Primzahllinie. Schneiden Sie die Leitung etwa 20 cm vom Luer-Lock-Ende ab und befestigen Sie das offene Ende der Schnell-Prime-Leitung am 1/4-Zoll-Ende des Verbindungsstücks (Abbildung 3A).
5. Suchen Sie ein Verbindungsstück von 3/8 Zoll auf 1/2 Zoll. Verbinden Sie es mit dem offenen Ende des Silikonschlauchs. Teil A ist nun abgeschlossen (Abbildung 3A, C).
6. Befestigen Sie die restliche Hälfte des Silikonschlauchs am distalen Ende der Aortenperfusionskanüle. Suchen und befestigen Sie einen beliebigen 3/8-Zoll-auf-1/2-Zoll-Stecker am offenen Ende des Silikonschlauchs. Teil B ist nun fertig (Abbildung 3B,C).

7. Bewertung der Ausgangslage

HINWEIS: Es ist wichtig, eine hämodynamische Stabilisierung nach der Instrumentierung und vor der Ausgangsbewertung zu erreichen. Folgende Maßnahmen werden empfohlen. Der Umfang der Baseline-Messung kann entsprechend dem spezifischen Protokoll angepasst werden.

1. Notieren Sie die Werte des systemischen und pulmonalarteriellen Drucks sowie des zentralvenösen Drucks.
   HINWEIS: Akzeptable pulmonalarterielle Drücke sind ein systolischer Druck < 40 mmHg und ein mittlerer pulmonalarterieller Druck (mPAP) ≤ 20 mmHg.
2. Zeichnen Sie die zentrale Körpertemperatur, die periphere Sättigung und die Herzfrequenz auf.
3. Notieren Sie auf dem Beatmungsgerät die Werte für FiO₂, EtCO₂, TV, Minutenvolumen (MV), RR und Spitzendruck (Ppeak).
4. Entnehmen Sie 1 ml Blutprobe aus der arteriellen Schleuse und dem distalen (gelben) Port des SG-Katheters (gemischtvenös) für die Blutgasanalyse.
   1. Falls vorhanden, korrigieren Sie ein Elektrolytungleichgewicht und/oder einen niedrigen Blutzuckerspiegel, um Werte im normalen Bereich zu erreichen.
5. Je nach Versuchsprotokoll werden venöse Blutproben in geeigneten Behältern für die weitere Analyse entnommen.
6. Ermitteln Sie das Herzzeitvolumen (CO) durch Thermodilution durch den SG-Katheter. Stellen Sie sicher, dass durchschnittlich drei Messungen innerhalb einer Marge von 10 % erhalten werden.
7. Ermitteln Sie den pulmonalen Kapillarkeildruck (PAWP) durch den SG-Katheter.

8. Bewertung der Gerinnsel

HINWEIS: Nach mindestens 3 Stunden sind die Embolien bereit, induziert zu werden. Das PVC-Rohr enthält den gebildeten Embolus und den flüssigen Überstand. Wenn das Blut nicht geronnen ist, warten Sie weitere 30 Minuten, bevor Sie eine weitere Embolie entnehmen.

1. Nehmen Sie einen der PVC-Schläuche mit einem vollständig ausgebildeten Embolus und legen Sie den Embolus vorsichtig auf eine chirurgische Serviette, wobei Sie den Überstand entsorgen. Stellen Sie sicher, dass sich der Embolus für die Injektion steif und stabil anfühlt (Abbildung 1B).

9. Induktion einer akuten Lungenembolie (Abbildung 4)

1. Geben Sie einen 1000-ml-Beutel mit isotonischer Kochsalzlösung in einen Druckinfusionsbeutel. Setzen Sie ein Infusionsset ein und pumpen Sie den Druckbeutel auf mindestens 200 mmHg auf (jedoch nicht über den empfohlenen Druck).
2. Nehmen Sie Teil A der Embolusabgabevorrichtung und schließen Sie ihn an den seitlichen Anschluss des 3-Wege-Absperrhahns an (Abbildung 4A).
3. Verbinden Sie den letzten PVC-Schlauch mit dem offenen Ende von Teil A.
4. Legen Sie eine Embolie in das Röhrchen und füllen Sie das System mit Kochsalzlösung (Abbildung 4B).
5. Befestigen Sie Teil B am anderen Ende des PVC-Schlauchs (Abbildung 4C).
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das gesamte System mit Kochsalzlösung gefüllt ist.
6. Führen Sie das Embolusgerät in die 26 F-Hülle ein und infundieren Sie das Embolie, indem Sie den unter Druck stehenden Kochsalzfluss für etwa 5 s öffnen (Abbildung 4D).
   ACHTUNG: Beobachten Sie die Vitalparameter vor und nach der Injektion einer Embolie sorgfältig. Wenn keine Reaktion beobachtet wird, kann die Embolie noch im Transit sein und die Kochsalzlösung für weitere 3 s spülen.

10. Akutes PE-Modell (Abbildung 5 und Abbildung 6)

1. Induzieren Sie Embolie, bis sich das mPAP gegenüber dem Ausgangswert verdoppelt hat oder bis alle sechs Embolien induziert sind. Überwachen Sie die hämodynamische Reaktion und warten Sie auf die Stabilisierung, bevor Sie einen weiteren Embolus induzieren.
   ACHTUNG: Das Schwein kann während der Einleitung eines Embolus hämodynamisch instabil werden. Wenn der mittlere systemische arterielle Druck auf 50 mmHg absinkt, kann ein Bolus von 0,02 mg Noradrenalin erforderlich sein. Wiederholen Sie den Bolus bei Bedarf.
2. Nach der Injektion der geeigneten Anzahl von Embolien ist das Schwein 30 Minuten lang stabil.
   HINWEIS: Die Manifestation von PE ist eine hyperdynamische Erkrankung. Daher sollte sich mPAP auf einem Plateau befinden, bevor mit Abschnitt 11 fortgefahren wird.

11. Hämodynamik

1. Nach 30 Minuten Stabilisierung ist eine akute PE-Evaluierung in Verbindung mit der in Abschnitt 7 durchgeführten Baseline-Evaluierung durchzuführen.
2. Je nach Protokoll können nun Eingriffe beginnen.

12. Computertomographie Lungenangiographie (CTPA) (Abbildung 7)

HINWEIS: Dieser Teil des Protokolls kann je nach wissenschaftlichem Umfang ausgeschlossen werden.

1. Während das Schwein noch intubiert und betäubt ist, schließen Sie es an ein transportables mechanisches Beatmungsgerät an und transportieren Sie das Schwein zu den CTPA-Einrichtungen.
2. Führen Sie CTPA während des inspiratorischen Atemanhaltens vor der PE-Einleitung als Teil der Baseline-Bewertung durch.
   1. Verwenden Sie die automatische Belichtungssteuerung bei 120 KV mit einer Kollimation von 0,5 x 80 mm.
   2. Injizieren Sie über eine Ohrvene mit einer automatisierten Injektionspumpe 75 ml Kontrastlösung von Iomeron (350 mg/ml) mit einem Fluss von 0,5 ml/s, gefolgt von 30 ml Kochsalzlösung, die mit 3,0 ml/s injiziert wird.
3. Transportieren Sie den Molch zurück in den Operationsraum und fahren Sie mit dem Protokoll fort.
4. Wiederholen Sie nach der PE-Induktion die Schritte 12.1-12.2 für eine PE-Bewertung.

13. Andere Methoden

1. Je nach Umfang der wissenschaftlichen Arbeit bewerten Sie das Schwein entsprechend.
   HINWEIS: Zahlreiche Auswertungsmethoden, die in diesem Protokoll nicht detailliert beschrieben sind, können im Modell angewendet werden: Magnetresonanztomographie, transösophageale Echokardiographie, biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufzeichnungen, biochemische, ex vivo-Physiologie und histologische Analyse wurden in früheren Arbeiten ^{verwendet 13,14,15,16,18,19,20}.

14. Euthanasie und Autopsie

1. Das Schwein wird am Ende des Protokolls mit einer tödlichen Dosis Pentobarbital (1,5 ml/kg, 400 mg/ml) eingeschläfert.
   HINWEIS: Je nach Protokoll kann eine Autopsie durchgeführt und eine histologische Probenahme durchgeführt werden (Abbildung 8).

Ergebnisse

In einer gepoolten Analyse von Schweinen, die in früheren Studien einbezogen wurden, präsentieren wir die Ergebnisse zur Charakterisierung des in diesem Protokoll beschriebenen akuten PE-Modells^15,16. Zwei Schweine starben an akuter Rechtsherzinsuffizienz nach Lungenembolie. Insgesamt haben wir 24 Schweine eingeschlossen.

Hämodynamik
Die Reaktion nach jedem Embolus ist in

Diskussion

In dieser Arbeit wird ein Schweinemodell der akuten Lungenembolie mit intermediärem Risiko unter Verwendung autologer Embolien beschrieben, das minimalinvasiv und reproduzierbar ist.

Es gibt einige kritische Schritte in diesem Protokoll. Zunächst ist die Erweiterung des Zugangs in der rechten Vena jugularis externa für das Modell entscheidend, da sie als Zugangspunkt für die Embolien dient. Beim Vorschieben der großen Schleuse ist es wichtig, sich unter k...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
50 mL BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 cm x 90 cm (hole: 6 cm x 8 cm)
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alcohol swap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0.5% chlorhexidin, skin disinfection
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
Aortic Perfusion Cannula	Edwards Lifesciences	AA024TFTA	Size: 24F. Length: 30 cm.
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20 G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17 G
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Chlorhexidine 0.5%	Meda AB	N/A
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers	N/A	C-arm
CP Oxygenation System Adult With Fusion and Cardioplegia 1/B	Medtronic	M450311W	Custom cardiopulmonary oxygenation system including a cardioplegia line.
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland	N/A	Pressure measurement monitor
Durapore	3M	N/A	Adhesive tape
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
Euthanimal	Alfasan	136278	Pentobarbitalnatrium 400 mg/mL (0.5 mL/kg for euthanasia)
Favorita II	Aesculap	GT104
Fentanyl	B. Braun	71036	50 µg/mL
Glucose isotonic	SAD	419358	55 mg/mL Isotonic glucose (500 mL bag)
Gore DrySeal Flex Introducer Sheath	GORE	DSF2633	Size: 26 French. Working length: 33 cm.
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton	N/A	Laryngoscope
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
Natriumchlorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/mL Isotonic saline
Noradrenalin	Macure Pharma	425318	1 mg/mL
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	7 + 8F sheaths
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	N/A	Mechanical ventilator
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 cm x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Standard Dilator	Cook Medical	G01212	Size: 16 French. Length: 20 cm.
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
Vigilance VGS Patient Monitor	Edwards Lifesciences	N/A
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 0.1 mL/kg as intramuscular injection