Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.
Method Article
* Diese Autoren haben gleichermaßen beigetragen
Hier stellen wir ein Protokoll vor, das ein chirurgisches Modell für die Nierenbeschaffung in einem präklinischen Schweinemodell für die anschließende maschinelle Perfusion oder Transplantation beschreibt.
Die maschinelle Perfusion hat sich zu einer praktikablen Strategie für die ex vivo Organbewertung, -überwachung, -behandlung, -optimierung sowie zur Verlängerung der Konservierungszeiten entwickelt. Großtiermodelle waren für die Entwicklung und Optimierung dieser Technologien von größter Bedeutung. Um jedoch die Qualität des Transplantats und die Reproduzierbarkeit der Daten zu gewährleisten, sollten standardisierte und klinisch übertragbare Operationstechniken für die Organ- und Gewebegewinnung befolgt werden. Daher beschreiben wir hier ein optimiertes Protokoll für die Nierenbeschaffung in einem präklinischen Schweinemodell. Die Nierenwiederherstellung wird mit Mischlingsschweinen (Yorkshire-Kreuzung/Mix) durchgeführt. Kurz gesagt, nach der sterilen Desinfektion und Abdeckung des Operationsfeldes wird ein vollständiger Mittellinienschnitt durchgeführt, um einen optimalen Zugang zu beiden Nieren zu erhalten. Der Harnleiter, die Nierenvene und die Arterie werden bis zu ihrem Ursprung aus der Vena cava inferior bzw. der Aorta präpariert. Nach vollständiger Nierendissektion wird der Harnleiter abgebunden und distal durchtrennt. Das Spendertier wird dann mit 100 IE pro kg/Körpergewicht vollständig heparinisiert. Als nächstes wird die Nierenarterie nahe der Aorta und die Nierenvene mit einer Satinsky-Gefäßklemme nahe der Hohlvene geklemmt. Das Nierentransplantat wird dann reseziert und die Nierenarterie wird sofort auf dem Rückentisch kanüliert. Die Niere wird dann mit einer eiskalten Konservierungslösung gespült und bis zur maschinellen Perfusion oder Transplantation auf Eis gelagert. Schließlich wird der Stumpf der Nierenarterie mit einer 2-0-Seidenligatur ligiert und die Hohlvene mit einer 6-0-Polypropylen-Naht verschlossen. Bei dieser Technik werden Nieren wiederhergestellt und entweder eine lebende (Einzelniere) oder eine verstorbene (zwei Nieren) Spendereinstellungen simuliert. Die Wiederherstellung einer einzelnen Niere bietet den Vorteil, eine anschließende Autotransplantation durchzuführen. Im Modell des verstorbenen Spenders kann vor der Euthanasie Blut entnommen werden, indem Blutbeutelnadeln direkt in die Aorta eingeführt werden, wodurch das Tier ausgeblutet und Blut für die ex vivo maschinelle Perfusion bereitgestellt wird.
Die Nierentransplantation ist die optimale Behandlung der Nierenerkrankung im Endstadium und bietet im Vergleich zur Dialyse eine verbesserte Lebensqualität und langfristige Ergebnisse1. Trotz Fortschritten bei der Organkonservierung sterben jeden Tag Dutzende von Menschen an ESRD, während sie auf der Warteliste für eine Nierentransplantation stehen2. Die maschinelle Perfusion ist ein wachsendes Gebiet, das die Konservierungszeiten verlängert und so erweiterte Spendernetzwerke und eine effizientere Organzuteilung ermöglicht. Diese Technologie ermöglicht auch die Ex-vivo-Überwachung und -Optimierung von Organen, wodurch die Auswirkungen von Ischämie-Reperfusionsschäden (IRI) minimiert werden. Im Vergleich zur statischen Kühllagerung (SCS) hat sich gezeigt, dass die maschinelle Perfusion die Inzidenz einer verzögerten Transplantatfunktion signifikant reduziert 3,4. Die maschinelle Perfusion hat auch eine Revitalisierung von marginalen Transplantaten gezeigt, die sonst die Kriterien für die Transplantation5 nicht erfüllt hätten. Trotz technologischer Fortschritte bleibt die gebräuchlichste Konservierungstechnik SCS auf Eis. Weitere präklinische Experimente und Daten können dazu beitragen, die maschinelle Perfusion zu einer tragenden Säule des Nierenerhalts zu machen.
Das Schweinemodell für die Nierentransplantation ist gut etabliert und war ein wesentlicher Bestandteil der Entwicklung der Technologie zur Nierenkonservierung, insbesondere der maschinellen Perfusion. Im Gegensatz zu unilobulären Nagetiernieren sind sowohl die Schweine- als auch die menschliche Niere multilobulär, ähnlich groß und teilen sich eine analoge arterielle, venöse und harnare Anatomie 6,7. Daher ermöglicht die Schweineniere eine direkte Translation in das klinische Umfeld, insbesondere im Hinblick auf Medizinprodukte und medikamentöse Therapien. Darüber hinaus weisen Schweinenieren eine ähnliche Pathophysiologie der IRI auf wie menschliche Nieren8, was sie ideal für Studien zur Nierenkonservierung macht.
Um die Qualität des Transplantats und die Reproduzierbarkeit der Daten zu gewährleisten, sollten standardisierte und klinisch übertragbare Operationstechniken für die Organ- und Gewebegewinnung befolgt werden. Daher beschreiben wir hier ein optimiertes Protokoll für die Nierenbeschaffung in einem präklinischen Schweinemodell. Dieses Protokoll ermöglicht die Genesung von Nieren und simuliert entweder eine lebende (Einzelniere) oder eine verstorbene (zwei Nieren) Spendereinstellungen. Die Wiederherstellung einer einzelnen Niere bietet den Vorteil, dass eine anschließende Autotransplantation durchgeführt werden kann. Beim dualen Nierenwiederherstellungsmodell ist eine Blutentnahme vor der Euthanasie möglich, indem Blutbeutelnadeln direkt in die Aorta eingeführt werden, wodurch das Tier ausgeblutet und Blut für die ex vivo maschinelle Perfusion bereitgestellt wird.
Alle beschriebenen Verfahren wurden vom Institutional Care and Use Committee der Johns Hopkins University, einer vom US-Landwirtschaftsministerium (USDA) lizenzierten Institution, dem Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) und der Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC) akkreditierten Institution genehmigt. Die Tiere wurden in Übereinstimmung mit dem Animal Welfare Act des US-Landwirtschaftsministeriums, dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health und der Richtlinie des United States Public Health Service zur humanen Pflege und Verwendung von Labortieren gehalten.
1. Tiere und Unterbringung
2. Präoperativer Eingriff und Anästhesie
3. Ablauf der Nierenentnahme
4. Ablauf der Blutentnahme
Unsere Forschungsgruppe verfügt über eine breite Erfahrung von fast 15 Jahren mit Schweinemodellen sowohl für die Transplantation solider Organe als auch für die vaskularisierte Komposit-Allotransplantation 9,10,11,12,13,14,15,16,17
Das Schweinemodell für die Nierentransplantation war für die Entwicklung und Optimierung der maschinellen Perfusionstechnologie von entscheidender Bedeutung. Angesichts der anatomischen, immunologischen und pathophysiologischen Ähnlichkeiten mit der menschlichen Niere 6,7,8 bieten Schweinenieren eine erleichterte Translation in die klinische Erprobung und Praxis.
<...
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Die Autoren danken den vielen Veterinärtechnikern an der Johns Hopkins University School of Medicine für ihre technische Unterstützung. Wir möchten uns auch bei Dr. Jessica Izzi und Dr. Amanda Maxwell sowie bei den zahlreichen Tierärzten, darunter Dr. Mallory Brown, Jessica Plunkard und Alexis Roach, für die hervorragende klinische Versorgung und tierärztliche Aufsicht für unsere Tiere bedanken. Abschließend möchten wir uns bei allen Mitgliedern des Labors für vaskularisierte Komposit-Allotransplantation (VCA) an der Johns Hopkins School of Medicine bedanken, die in irgendeiner Weise bei der Nierenbeschaffung oder anderen Organbeschaffungsverfahren geholfen haben, die in unserem Labor durchgeführt wurden. Diese Arbeit wurde durch den Zuschuss des National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK) R44DK136396 unterstützt.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
70% Ethanol Solution | Fisher Scientific | 04-355-122 | |
Adson Tissue ForceA2:D30ps, 4.75", 1 x 2 Teeth | Wexler Surgical | FL0081.1 | |
Bair Hugger Animal Health Overbody Blanket | 3M | 53777 | |
Bair Hugger Warming Unit | 3M | 77500 | |
Balfour Abdominal Retractor w/ Fixed Side Blades, 4" Deep, 10" Maximum Spread | MPM Medical Supply | 124-7017 | |
Betadine Solution (5% Providone-iodine) | MWI Animal Health | NDC-67618-155-01 | |
Cefazolin for Injection, USP | MWI Animal Health | NDC-63323-237-10 | |
Chlorhexidine Solution | MWI Animal Health | NDC-30798-624-31 | |
Custodial HTK Organ Preservation Solution | Essential Pharmaceuticals | 25767073545 | |
DeBakey Tissue Forceps, 7.75", 2 mm Tips | Wexler Surgical | FL0789.1 | |
EUTHASOL (pentobarbital sodium and phenytoin sodium) | Virbac | NDC-051311-050-01 | |
Heparin Sodium Injection, USP | MWI Animal Health | NDC-71288-402-10 | |
Hot Dog Temperature Management Controller | Augustine Surgical Inc. | WC71V | |
Hot Dog Veterinary Underbody Warming Mattress | Augustine Surgical Inc. | V106 | |
Invisishield Isolation Bag, 20" x 20" | Medline | DYNJSD1003 | |
Jacobson Micro Needle Holder, Straight Jaws, Round Handle, 7.25" | Wexler Surgical | NL0729.11 | |
Ketamine Hydrochloride Injectable Solution | NexGen Pharmaceuticals | NC-0256 | |
Lap Sponges 18" x 18" | Medline | MDS231318LF | |
Metzenbaum Dissection Scissors, 7" Curved | Wexler Surgical | SL5011.1S | |
Non-Conductive Suction Tubing with Scalloped Connectors, 1/4" x 10' | Medline | DYND50251 | |
Pantoprazole Sodium for Injection | MWI Animal Health | NDC-55150-202-00 | |
Perfusion Cannula, Free-Flow, 3 mm Blunt Tip | MED Alliance Solutions | PER-3003S | |
Rigid Bulb Tip Yankauer | Medline | DYND50130 | |
Satinsky Clamp, 30 mm Angled DeBakey Atraumatic Jaws, Curved Shanks, 10" | Wexler Surgical | AL2150.1 | |
Scalpel Handle #3 | World Precision Instruments | 500236 | |
Servator B UW (University of Wisconsin) | Global Transplant Solutions | JFISERB10A r2 | |
Single Collection Unit Prefilled CPDA-1, 450 mL | Jorgensen Laboratories | JO520 | |
Sofsilk Suture Tie, 2-0, Black, 18" | Covidien | S-195 | |
Surgical Scalpel Blade No. 10 | World Precision Instruments | 500239 | |
Surgipro II Suture, 6-0, Blue, 30", Double Armed, CV-22 Needle | Covidien | VP-733-X | |
Three-Quarter Surgical Drape | Medline | DYNJP2414 | |
Valleylab Electrosurgical Pencil with Stainless Steel Electrodes | Covidien | CVNE2516H | |
Valleylab Force FXc Electrosurgical Generator | Covidien | MFI-MDT-FORCE-FXC | |
Valleylab Polyhesive Adult Patient Return Electrode | Covidien | E7507-SD | |
Xylazine Hydrochloride Injectable Solution | NexGen Pharmaceuticals | NC-0334 |
Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden
Genehmigung beantragenThis article has been published
Video Coming Soon
Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten