Operationstechnik für das Einführen eines lumbalen Spinalkatheters bei Schweinen, die einen kontinuierlichen Zugang zum thekalen Sack in einem terminalen Setup ermöglichen

Zusammenfassung

Wir stellen eine Technik zum Einführen eines lumbalen Wirbelsäulenkatheters auf Höhe L4-L5 bei einem 3 Monate alten dänischen Landrasseschwein als Teil eines terminalen Forschungsprotokolls vor, das eine kontinuierliche Infusions- oder Liquorentnahme aus dem Thekalsack ermöglicht.

Zusammenfassung

Schweine werden aufgrund der anatomischen und physiologischen Ähnlichkeiten zwischen dem zentralen Nervensystem (ZNS) des Schweins und des Menschen zunehmend als Großtiermodell für die pharmakologische ZNS-Forschung verwendet. Der Zugang zum Liquor cerebrospinalis (CSF) bei größeren Schweinerassen durch konventionelle Lumbalpunktionstechniken kann jedoch aufgrund einer schrägen Ausrichtung der spinalen Dornfortsätze und eines begrenzten interlaminaren Raums eine Herausforderung darstellen. Dementsprechend wird in dieser Arbeit ein offenes chirurgisches Verfahren zum Einführen eines lumbalen Spinalkatheters zur kontinuierlichen Liquorentnahme auf L4/L5-Ebene bei Schweinen ausführlich beschrieben. Nach der Positionierung des Schweins und der Identifizierung der anatomischen Orientierungspunkte wird ein chirurgischer Schnitt in der dorsalen Mittellinie vorgenommen, um die Dornfortsätze freizulegen. Durch das Vorschieben der Einführnadel wird der Wirbelsäulenkatheter in den Thekalsack des Wirbelkanals eingeführt, wobei die Knochenstrukturen der Wirbelsäule intakt bleiben. Diese Methode ermöglicht eine kontinuierliche Infusion in den Thekalsack des Schweins oder eine Probenahme aus dem Schweinesack mit minimaler Blutung oder Liquorleckage. Das Verfahren ist einfach, zeiteffizient und über verschiedene Versuchsaufbauten hinweg reproduzierbar und bietet ein erhebliches Potenzial für verschiedene präklinische Studien, einschließlich pharmakokinetischer Forschung, chirurgischer Ausbildung und Modellen für Rückenmarksverletzungen.

Einleitung

Tiermodelle sind unerlässlich, wenn ethische oder praktische Einschränkungen den Einsatz von Menschen zur Erforschung von Krankheiten oder zur Erprobung chirurgischer Methoden verhindern. Während Nagetiere aufgrund ihrer geringen Kosten häufig verwendet werden, ist ihre translationale Relevanz durch signifikante Unterschiede zum Menschen begrenzt¹. Schweine bieten jedoch einige Vorteile im Vergleich zu Nagetieren, darunter anatomische und physiologische Ähnlichkeiten mit dem Menschen - insbesondere im Rahmen der ZNS-Forschung ^1,2. Hundemodelle dienten in der Vergangenheit als experimentelle Modelle für die ZNS-Forschung, aber ethische Überlegungen haben den Einsatz von Hunden in den letzten Jahren eingeschränkt³. Darüber hinaus verbessert die vergleichbare Größe von Schweineorganen mit denen des Menschen deren Einsatz in der chirurgischen Forschung und in der verfahrenstechnischen Ausbildung⁴. Das ZNS und die Wirbelsäule des Schweins ähneln weitgehend denen des Menschen, mit Ähnlichkeiten in der Architektur und Funktionalität des Gehirns und des Rückenmarks ^1,5,6. Wichtig ist, dass die Abmessungen der Wirbelsäule und des Spinalkanals bei Schweinen sie für verschiedene präklinische Studien geeignet machen ^7,8, einschließlich chirurgischer Verfahrensschulungen ^9,10, Medikamentenpenetration 11,12,13 und Rückenmarksverletzungen¹⁴.

Der Zugang zum Liquor in Schweinemodellen ist in vielen Versuchsaufbauten von entscheidender Bedeutung. Während die Lumbalpunktion eine Methode für die singuläre Liquorprobenahme oder die intrathekale Verabreichung von Arzneimitteln darstellt, sind wiederholte Lumbalpunktionen unpraktisch. Sie stellen ein potenzielles Risiko für intraspinale Hämatome, Nervenschäden und Liquorkontamination mit Blut dar. Bei menschlichen Patienten werden spinale Mikrokatheter häufig für die kontinuierliche lumbale Liquordrainage bei aneurismalen Subarachnoidalblutungen verwendet und sollten aufgrund von Größenähnlichkeiten ebenso für die kontinuierliche Liquorprobenahme bei Schweinen geeignet sein. Speziesspezifische anatomische Unterschiede bei Schweinen stellen jedoch einzigartige Herausforderungen für den Zugang zum Liquor dar. Zum Beispiel macht das Vorhandensein von überlappenden Laminae, verknöcherten Bändern und reichlich vorhandenem epiduralem Fettgewebe herkömmliche perkutane Lumbalpunktionstechniken weniger zuverlässig¹⁵. Bei Göttinger Minischweinen wurde eine minimalinvasive perkutane Methode eingesetzt, die eine serielle Liquorprobenahme ermöglicht¹⁶. Diese Methode beruht auf der manuellen Identifizierung der lumbalen Zwischenwirbelräume, und die Katheterisierung selbst wird ohne Visualisierung des Einführgeräts durchgeführt. Für größere Schweine ist diese Technik jedoch weniger geeignet, da anatomische Unterschiede in der Wirbelgröße, den Dornfortsätzen und der Menge an epiduralem Fettgewebe die perkutane Katheterisierung erschweren¹⁵. Daher können bei größeren Schweinemodellen invasivere Methoden, bei denen die Wirbelsäule freigelegt wird, erforderlich sein, um eine zuverlässige Katheterplatzierung zu gewährleisten.

Der Zweck dieses Manuskripts ist es, das chirurgische Verfahren zum Einführen eines Spinalkatheters in den Thekalsack des Schweins auf Höhe L4/L5 zu beschreiben. Das Verfahren umfasst die Positionierung des Probanden, die Planung des chirurgischen Schnitts auf der Grundlage anatomischer Orientierungspunkte und den Zugang zu den hinteren Knochenstrukturen der Wirbelsäule vor der Katheterisierung.

Protokoll

Die Probanden wurden in Übereinstimmung mit den örtlichen Vorschriften und mit Genehmigung der dänischen Tierversuchsinspektion (Lizenznummer 2020-15-0201-00401) untergebracht. Angaben zum Thema: Hausschwein, weiblich, ca. 40 kg, 3 Monate alt.

1. Subjekt-Housing und präoperatives Fasten

1. Untertanen in Gruppen bei 12 h Hell-Dunkel-Zyklen in zugelassenen Gehegen für mindestens 14 Tage vor dem Eingriff, um eine angemessene Akklimatisation zu gewährleisten und Stress abzubauen¹⁷.
2. Stellen Sie sicher, dass die Probanden 12 Stunden vor der geplanten Anästhesie eine Nahrungsentzugskur erhalten haben, um das Risiko eines Aufstoßens zu verringern. Wenn die Ernährung der Probanden Luzerne oder andere Arten von Heu enthält, muss dies 2-3 Tage vor dem Eingriff von der Ernährung ausgeschlossen werden, da dies die Magenentleerungszeit weiter verzögern kann¹⁸.

2. Anästhesie und Überwachung

1. Betäuben Sie den Probanden mit einer intramuskulären Injektion von 2 ml/10 kg Körpergewicht einer Mischung aus Ketamin 6,25 mg/ml, Zolazepam 6,25 mg/ml, Tiletamin 6,25 mg/ml, Butorphanol 1,25 mg/ml und Xylazin 6,25 mg/ml (Zoletil).
2. Legen Sie das Motiv in Rückenlage auf eine Heizdecke, um die Wärmeregulierung zu unterstützen.
3. Intubieren Sie den Probanden mit einem Schlauch der Größe^{6,5 19} und beatmen Sie ihn mechanisch mit nicht befeuchteter Luft, einem Atemzugvolumen von 8-10 ml/kg und einer Atemfrequenz von 16-22 Atemzügen/min entsprechend den exspiratorischen endtidalen CO₂ -Konzentrationen < 6,0 kPa.
   HINWEIS: Die CO₂ -Messwerte bestätigen die korrekte intratracheale Position des Schlauchs.
4. Halten Sie die Anästhesie durch Inhalation von 3%-4% verdampftem Sevofluran¹⁸ aufrecht.
5. Tragen Sie Augensalben vorsichtig beidseitig auf, um Trockenheit während der Anästhesie zu vermeiden.
6. Stellen Sie einen ausreichenden Grad der Anästhesie sicher, indem Sie alle 10^{Minuten 18} auf Muskelentspannung und Abwesenheit von Lidbewegungen überprüfen.
7. Führen Sie einen Blasenkatheter mit einem Thermometer durch die Harnröhre¹⁹ in die Blase des Probanden ein, um die Temperatur zu überwachen und den Urin in einem geeigneten Katheterbeutel aufzufangen.
8. Legen Sie einen peripheren Venenkatheter durch perkutane Punktion in eine geeignete oberflächliche Ohrvene an und verwenden Sie ihn für die kontinuierliche Kochsalzinfusion (NaCl, 0,9 %), die Arzneimittelinfusion und die Euthanasie am Ende der Studie.
9. Legen Sie einen Katheter der Oberschenkelarterie (6 Fr Blatt) durch eine perkutane Punktion in die rechte Oberschenkelarterie ein. Nutzen Sie diesen Zugang für eine kontinuierliche invasive Blutdrucküberwachung.
10. Überwachen Sie die Vitalparameter des Probanden während des gesamten Eingriffs alle 5 Minuten.
    HINWEIS: Zu den Vitalparametern gehören Puls, kontinuierlicher invasiver arterieller Blutdruck, intravesikale Temperatur und endtidale CO₂ -Konzentration.

3. Positionierung der Tiere

1. Legen Sie das Subjekt in Bauchlage mittig auf den Operationstisch. Stellen Sie sicher, dass die Wirbelsäule des Probanden gerade ist, um Skoliose zu vermeiden.
2. Lege einen Sandsack unter die Lendenwirbelsäule, um die Winkelung zwischen den Laminae zu erhöhen.
3. Rasieren Sie die Haare an der Operationsstelle mit einem Trimmer.
4. Tragen Sie Jodlösung in Zentrifugalmustern auf die Operationsstelle auf. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis das gesamte Operationsfeld bedeckt ist.
5. Neigen Sie das Motiv leicht in eine aufrechte Position.

4. Vorbereitung der chirurgischen Ausrüstung

1. Bereiten Sie die in der Materialtabelle aufgeführten chirurgischen Geräte vor.

5. Identifizierung der wichtigsten anatomischen Orientierungspunkte

1. Identifizieren Sie den Beckenkamm auf jeder Seite der Lendenwirbelsäule des Probanden und folgen Sie den Konturen medial, bis das Kreuzbein identifiziert ist (Abbildung 1).
2. Identifizieren Sie den Zwischenwirbelraum in der Mittellinie zwischen dem kranialen Aspekt des Kreuzbeins und dem Dornfortsatz von L6.
3. Identifizieren Sie die Dornfortsätze von L6, L5 und L4 (Abbildung 1, Abbildung 2).

6. Freilegung der Dornfortsätze

1. Mit dem Skalpell Nr. 24 einen Mittellinienschnitt entlang der Dornfortsätze L4-L6 vornehmen und dabei die Haut und die Unterhaut durchschneiden.
2. Verwenden Sie ein Monopolar, um kleine Blutungen aus oberflächlichen Venen und Arteriolen zu kauterisieren.
3. Wischen Sie das Blut mit einem chirurgischen Sumpf ab und prüfen Sie, ob es aktive Blutungen gibt. Verwenden Sie den Monopolar entsprechend.
   HINWEIS: Es ist wichtig, auch kleinere Blutungen zu stoppen, um Hämatome zu vermeiden.
4. Setzen Sie den chirurgischen Retraktor ein und erweitern Sie die Öffnung.
5. Identifizieren Sie das supraspinöse Band dorsal zu den Dornfortsätzen.
6. Erweitern Sie die Inzision allmählich mit dem Monopolar entlang der lateralen Seite der Dornfortsätze, bis etwa 1 cm der Dornfortsätze sichtbar ist (Abbildung 3).
   HINWEIS: Wenn die Person, die den Eingriff durchführt, Rechtshänder ist, sollte in Betracht gezogen werden, dem rechten lateralen Aspekt des Dornfortsatzes des Probanden zu folgen, um das spätere Einführen des Einführgeräts zu erleichtern.
7. Identifizieren Sie das interspinöse Band zwischen L4/L5 (Abbildung 3).
8. Prüfen Sie, ob aktive Blutungen vorliegen, und wenden Sie das Monopolar zum Kauterisieren entsprechend an.

7. Zugang zum Thekalsack

1. Identifizieren Sie den L4/L5-Zwischenwirbelraum zwischen den Lamina der Dornfortsätze durch manuelles Abtasten.
2. Platzieren Sie den Introducer mit Abschrägung und Lumen, die in kranialer Richtung zum intralaminaren Raum L4/L5 ausgerichtet sind (Abbildung 2, Abbildung 4, Abbildung 5).
3. Stellen Sie sicher, dass der Einführkopf in einer horizontalen Neigung von 30° und einer Schädelneigung von 45° gehalten wird (Abbildung 5).
   HINWEIS: Zielen Sie auf den intralaminaren Raum zwischen L4/L5.
4. Schieben Sie den Einführhebel allmählich vor, bis ein sanfter Widerstand zu spüren ist. Dies stellt das Ligamentum flavum dar.
   HINWEIS: Das Gefühl eines stumpfen Widerstands deutet darauf hin, dass der Einführer durch den Dornfortsatz gestoppt wird. Ziehen Sie in diesem Fall den Einführhebel 1 cm ein und schieben Sie ihn wieder in einer etwas anderen Neigung vor.
5. Üben Sie einen festen, aber sehr vorsichtigen Druck aus und schieben Sie den Einführkopf Millimeter für Milliliter durch das Flavumband, bis ein plötzlicher Widerstandsverlust zu spüren ist.
   HINWEIS: Wenn der Proband motorische Reflexe in der Lendenwirbelmuskulatur oder den Hinterbeinen zeigt, ist dies auf den direkten Kontakt mit den Nervenwurzeln und nicht auf eine unzureichende Anästhesie zurückzuführen.
6. Verfolgen Sie jeden Vorschub des Einführgeräts, indem Sie den Trokar entfernen, um zu prüfen, ob der Liquorfluss sichtbar ist.
7. Bestätigen Sie die korrekte Platzierung des Einführers im Spinalkanal durch visuelle Bestätigung des Liquorflusses aus dem Einführzahn, nachdem er in das Ligamentum flavum und anschließend in die Dura mater eingedrungen ist.
   HINWEIS: Der spontane Fluss des Liquors kann langsam sein. Die Bestätigung kann beschleunigt werden, indem der Einführkopf mit steriler Kochsalzlösung gefüllt und auf Pulsation beobachtet wird.
8. Setzen Sie den Trokar wieder in den Einführer ein, um einen übermäßigen Liquorverlust bei der Vorbereitung des Katheters zu vermeiden.

8. Einführen des Katheters in den Thekalsack

1. Führen Sie den Führungsdraht in den Katheter ein.
2. Entfernen Sie den Trokar aus der Einführdose.
3. Führen Sie den Katheter mit dem Führungsdraht in die Einführhilfe ein, bis ein sanfter Widerstand zu spüren ist.
4. Messen Sie 5 cm distal von der Einführhilfe und setzen Sie eine Markierung mit dem chirurgischen Marker.
5. Üben Sie sanften, aber festen Druck aus, während der Katheter in den Thekalsack vorgeschoben wird, bis die zuvor gemessene Markierung den Einführkopf erreicht.
   HINWEIS: Aufgrund von medullären Reflexen kann es vorkommen, dass das Subjekt trotz ausreichender Betäubung zuckt/sich bewegt.
6. Ziehen Sie die Einführhilfe vorsichtig zurück, während Sie den Katheter in seiner Position halten.
   HINWEIS: Greifen Sie den Katheter fest, sobald er über der Haut sichtbar ist, um eine Fehlplatzierung beim Entfernen des Einführknopfes zu vermeiden.
7. Entfernen Sie den Führungsdraht, während Sie den Katheter auf Hauthöhe fest halten (Abbildung 6).
8. Befestigen Sie eine 2-ml-Einwegspritze aus Kunststoff am Katheter.
9. Bestätigen Sie die Position im Spinalkanal durch Aspiration des Liquors aus dem Katheter.
10. Bei fehlendem Liquor in der Spritze ziehen Sie den Katheter vorsichtig einige Millimeter zurück, um die Durchgängigkeit wiederherzustellen.
11. Befestigen Sie den Wirbelsäulenkatheter mit Klebeband am chirurgischen Retraktor und an der Haut, um eine Fehlplatzierung zu vermeiden.

9. Verabreichung von Lipopolysaccharid

1. Verabreichen Sie 400 μg E. coli-Lipopolysaccharid (LPS) (OH:143) in das zentrale Venenblatt.
2. Starten Sie einen Timer.

10. Liquor-Probenahme

1. Entnehmen Sie in den folgenden 24 Stunden stündlich Liquorproben, um die Gesamtleukozytenzahl, das Liquoralbumin und das Liquor-IgG zu messen. Entnehmen Sie maximal 0,5 ml Liquor in jede Probe.

11. Euthanasie

1. Verabreichen Sie einen Bolus Pentobarbital (50 mg/kg) durch den peripheren Venenkatheter.
2. Beobachten Sie die Kurven des Pulses, des Blutdrucks und der endtidalen CO₂ -Konzentration am Beatmungsgerät für Flatline als Bestätigung des Herzstillstands.

Ergebnisse

Die Bauchlage des Molches optimiert den chirurgischen Zugang zu den Lendenwirbeln. Die Verwendung von stützenden Sandsäcken erhöht die Winkelung zwischen den benachbarten lumbalen Dornfortsätzen und verbessert dadurch den Zugang zum Wirbelkanal.

Ziel der vorliegenden Studie war es, die Entzündungsreaktion innerhalb des Liquorkompartiments nach intraventrikulärer Inokulation mit E. coli Lipopolysaccharid zu untersuchen. Insgesamt wurden 10 Schwei...

Diskussion

Das demonstrierte Verfahren zur Einführung eines Lumbalkatheters für die kontinuierliche Liquorprobenahme bei Schweinen umfasst mehrere entscheidende Schritte. Zunächst muss die richtige Wirbelhöhe freigelegt werden, um optimale Bedingungen für eine erfolgreiche Katheterisierung zu gewährleisten. Das Rückenmark des Schweins erstreckt sich im Vergleich zum Menschen weiter kaudal und erreicht die S2-S3-Ebene¹⁵, im Gegensatz zum menschlichen Conus medullaris, ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adjustable operating table	N/A	N/A
Bair Hugger heater	3M	B5005241003
Bair Hugger heating blanket	3M	B5005241003
Endotracheal tube size 6.5	DVMed	DVM-107860	Cuffed endotracheal tube
Euthasol Vet	Dechra Veterinary Products A/S	380019	phentobarbital for euthanazia, 400mg/mL
Foley Catheter 12F	Becton, Dickinson and Company	D175812E	Catheter with in-built thermosensor
Intravenous peripheral catheter	Avantor	BDAM381344	Size G18
Intravenous sheath	Coris Avanti		Avanti Cordis Femoral Sheath 6F
Monopolar, ForceTriad System	Medtronic
Plastic Syringe, 2 mL	Becton, Dickinson and Company	300928
Primus respirator	Dräger		Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthisa
Self-retaining retractor	World Precission Instruments	501722	Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt
Silicone Lumbar Catheter incl. Introducer	Integra	NL8508330
Sterile Saline	Fresnius Kabi	805541	1000 mL
Sterile surgical swaps
Surgical scalpel no 24	Swann Morton	5.03396E+12	Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24
Zoletil Vet	Virbac		Medical mixture for induction of anesthesia