Bewahren Sie zunächst HEK293T Zellen in Kulturmedien auf, die DMEM mit 10 % FBS in einem befeuchteten Inkubator enthalten. Überprüfen Sie die Konfluenz der Platte unter einem Mikroskop. Wenn die Zellen eine Konfluenz von etwa 80 bis 90 % erreichen, entfernen Sie das Medium und waschen Sie es mit 10 Millilitern DPBS.
Entfernen Sie dann das DPBS aus der Kulturschale. Behandeln Sie die Zellen mit einem Milliliter 0,05 % Trypsin-EDTA-Phenolrot und inkubieren Sie die Zellen drei Minuten lang bei 37 Grad Celsius. Nachdem Sie die Platte aus dem Inkubator genommen haben, fügen Sie neun Milliliter Nährmedium hinzu, um die Trypsinreaktion zu stoppen, und mischen Sie durch Pipettieren, um alle verbleibenden Zellen zu entfernen.
Übertragen Sie nun die Zellsuspension in ein 50-Milliliter-Röhrchen. Bei 300 g fünf Minuten bei Raumtemperatur zentrifugieren. Sobald das Medium entfernt ist, resuspendieren Sie die Zellpellets in einem Milliliter frischem Medium.
Um Zellen in einer Sechs-Well-Platte zu plattieren, kombinieren Sie das erforderliche Zellvolumen mit 13 Millilitern Medium in einem 50-Milliliter-Röhrchen. Geben Sie dann zwei Milliliter der verdünnten Zellsuspension in jede der sechs Vertiefungen und klopfen Sie vorsichtig von allen Seiten auf die Platte, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen. Stellen Sie die Platte anschließend über Nacht in einen befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius mit 5 % Kohlendioxid.
