Die Autoren möchten die NINDS, FightSMA und Familien von SMA für die finanzielle Unterstützung zu bestätigen. SEGL durch NINDS Bildungsprämie # 5T32NS077984-02 unterstützt.

Alle im Protokoll aufgeführten Verfahren genehmigt worden Institut für Tier Benutzung und Pflege Ausschuss (IACUC) der Ohio State University. 1. Herstellung von Workspace <ol><li> Gather nassem Eis, um die Maus Welpen zu betäuben, einen leeren Käfig, um den Damm aus dem Wurf, einem Binokular, einer Lichtquelle, die in einem Winkel zu der Injektion (Verwendung einer Lichtquelle mit einer 90 ° positioniert werden kann trennen &#160; Winkel zu der Injektionsstelle verdeckt die Vene), eine saubere Oberfläche, um das Tier für die Einspritzung, Wattestäbchen, 3/10 cc-Insulinspritze mit 3/8 &quot;30 G-Nadel (eines pro Tier) und 1% Evans Blue-Farbstoff ( mit Phosphat gepufferter Salzlösung (PBS)) Lösung für die Ausbildung gemacht. </li><li> Entfernen Sie die Staumauer in einen separaten Käfig, während die Manipulation der Welpen. </li></ol> 2. Injektionsverfahren <ol><li> Legen Sie eine einzelne Welpe direkt auf dem nassen Eis für 30-60 sec, um das Tier zu betäuben. Lassen Sie keine ter Tier auf Eis zu lange wegen einer Gefahr der Unterkühlung im Zusammenhang mit Komplikationen einschließlich Kammerflimmern, Gewebehypoxie und metabolische Azidose. HINWEIS: Unsere Erfahrung ist, dass 30 bis 60 sec ist ausreichend, um die Welpen Bewegungen verlangsamen, um die Injektion zu ermöglichen. Wenn tiefer Narkose erforderlich ist, kann Inhalationsmittel, wie 1-2% Isofluran geeignet. </li><li> Während das Tier auf dem Eis, laden Sie die Spritze mit 30 ul Evans blauen Farbstoff. </li><li> Wenn das Tier vollständig betäubt wird, durch den Mangel an Bewegung auf dem Eis, während noch atmete bestätigt, verschieben Sie sie unter dem Mikroskop. Für einen rechtshändigen Injektion gegen Schnauze des Tieres nach rechts. Platzieren Sie den linken Zeigefinger auf die Schnauze und dem linken Mittelfinger kaudal der Ohrhörer, so dass der Ohrhörer ist zwischen dem Zeige- und Mittelfinger (Abbildung 1). </li><li> Untersuchen nur der vordere Ohrstöpsel für eine oberflächliche Kapillare, wenn die Haut Stell bewegt. Diese Kapillare ist nicht das Ziel, aberIdentifikation ist wichtig für zeitliche Venenerkennung. Als nächstes suchen Sie einen dunklen, schattenhaften Venen schlechter als die Kapillare, die unabhängig von Haut Position fixiert bleibt. Die zeitliche Vene erscheint schemen läuft dorsal nach ventral und mündet in die Halsschlagader (Abbildung 1). </li><li> Geben Sie den zeitlichen Vene mit der Nadel Kegel up. Wenn richtig eingesetzt, ist es möglich, sehen die Nadelkegel mit Blut zu füllen durch die Haut. Dann den Kolben langsam drücken und Mitteilungsblanc der Vene an der Seite des Gesichts. </li><li> Dass die Nadel in der Vene für eine zusätzliche 10-15 sec, um eine Rückströmung der Einspritzmittel zu verhindern bleibt. </li></ol> 3. Post-Injektion <ol><li> Nach einer korrekten Injektion sollte der Welpe blau fast sofort einzuschalten. Entfernen Sie die Nadel und benutzen sanfter Gewalt zu einem Wattestäbchen auf die Injektionsstelle, bis die Blutgerinnsel gelten. </li><li> Überwachen Sie den Welpen für Anzeichen von Leiden. Lassen Sie den Welpen 2-3 min zu erholen und aufwärmen, recognize wenn der Welpe bei Bewusstsein ist, aufrecht und bewegt, vor der Rückkehr in den Käfig. Cup die Welpen in behandschuhten Händen des Untersuchers, angemessene Wärme in der Erholung bei Bedarf Hilfe zu leisten. Alternativ legen Sie ein Heizkissen unter dem Käfig zu erleichtern Erwärmung des eingespritzten pup. In der Regel nach einem Evans blauen Farbstoff Injektion, einschläfern Welpen. Enthalten Farbstoff nicht bei der Injektion Testmaterial. </li><li> Platzieren Sie den Welpen wieder in den Heimkäfig und sicherstellen, der Welpe ist mit Bettwäsche und / oder nestlet beschichtet, um Wiederaufnahme durch den Damm zu sichern. </li><li> Verwenden Sie eine neue Spritze und Wattestäbchen für jeden Welpen, um die Sterilität zu erhalten. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Intravaskuläre Abgabe von Mitteln an das ZNS oder im ganzen Körper ist schwer in neonatalen Mausmodellen von Krankheiten. Das beschriebene Protokoll ist eine schnelle, relativ nicht-invasive Weise, intravenös verabreichen Lösungen in neugeborenen Mäusen mit minimalen Anforderungen an die Ausrüstung. Wenn die zeitliche Fläche Vene mit dem bloßen Auge gesehen werden kann, können Injektionen größere Genauigkeit unter Verwendung des Mikroskops und faseroptische Lichtquelle, vor allem für einen ungeübten Injekto...

Lieferung von Therapeutika auf das zentrale Nervensystem (ZNS) in Mausmodellen der pädiatrische Erkrankung bleibt eine Herausforderung. Mäuse, die Modell Neugeborenen Krankheitszustände sind unterdimensioniert und entwicklungs unreif, und kann daher schwer direkt in geeignete Strukturen im ZNS zu injizieren. Intravaskuläre Injektion von therapeutischen Mitteln ist eine nicht-invasive, gut verträgliche Methode, um Zellen, Drogen oder viralen Vektoren an den gesamten Körper einschließlich des CNS 1-5 und Retina 3,5-9 liefern. Zurück Publikationen beschreiben zeitliche Gesicht Veneninjektion mit einem Transilluminator 10,11, ohne Dissektionsmikroskop 11,12 oder zwei Individuen erfordern spritzen 10. Die Injektionstechnik in diesem Protokoll beschrieben ist vorteilhaft, weil eine einzelne Person kann Welpen zu injizieren, und die Lichtquelle zu sehen die zeitliche Vene den Welpen nicht zu berühren, wodurch die Notwendigkeit für chirurgische Band oder das Anbringen eines Welpen auf eine feste Oberflächewie einem Transilluminator 11. Lieferung von Adeno-assoziierten viralen Vektor Serotyp 9 (AAV9) in Mäusen erzeugt robuste Expression in Neuronen und Astrozyten im Gehirn und Rückenmark (Abbildung 1). Intravaskuläre Lieferung von viralen Vektoren in die temporalis superficialis V. facialis wurde zuverlässig in verschiedenen Studien in neugeborenen Mäusen verwendet, um die pädiatrische neuromuskuläre Erkrankung Spinale Muskelatrophie (SMA) 2,4,13,14 behandeln und letztlich erhöhte die Lebensdauer der behandelten Mäuse. Intravaskuläre Injektion von neugeborenen Mäusen auch effektiv zielt auf das periphere Nervensystem und peripheren Organen (Abbildung 2). Nach Injektion von AAV hat Transduktion von Spinalganglien, Leber, Herz, Skelettmuskel, Lunge und Plexus myentericus des Darms beobachtet 1,3,6,7,15. Verbreitete Transduktion des ZNS und Peripherie macht dieses Verfahren ideal für Injektionskrankheiten globalen Expression erforderlichein Transgen, wie Morbus Gaucher 16 und andere lysosomale Speicherkrankheiten 17,18, Batten-Krankheit und verwandte neuronale Zeroidlipofuszinosen, 19 und Bardet-Biedl-Syndrom, einer genetischen Multisystemerkrankung mit Beginn der Symptome in der frühen Kindheit 20 auftritt. Intravaskulärer Injektion in neugeborenen Mäusen sollte auch als ein neuartiges Verfahren zur Modellierung systemweite pädiatrische Erkrankungen angesehen werden. Diese Technik hat den großen Tiermodellen 5,21 übersetzt und intravaskuläre Injektion als eine klinisch akzeptable Methode der Bereitstellung von Therapeutika ist bereits vorhanden. Das aktuelle Protokoll beschreibt eine einfache, effiziente Methode der Bereitstellung von Mitteln, um neugeborenen Mäusen durch die temporalis superficialis Gesicht Vene spätestens postnatalen Tag 2. Injektion kann durch eine einzige abgeschlossen werden, praktiziert einzelnen und ist gut von den beiden Jungtieren und die Dämme toleriert. Pups erleben minimal Not und erholen sich schnell. Importantly werden erfolgreiche Injektion in globalen Auslieferung des verabreichten Mittels führen. Dieses Protokoll ist für die Lieferung von viralen Vektoren, pharmazeutische Mittel oder Zellen neugeborener Mäuse geeignet.

<table><tbody><tr><td>Thinpro insulin syringe</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, 3/8&quot; needle, 30 G, 1 per mouse</td></tr><tr><td>Evans blue dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Dilute to 1% with 1x Phosphate Buffered Saline</td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Fiber optic light source</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

intravenous injections in neonatal mice

Die intravenöse Injektion ist eine klinisch anwendbare Weise Therapeutika liefern. Für erwachsene Nager und größere Tiere, sind intravenöse Injektionen technisch möglich und Routine. Jedoch können einige Mausmodellen frühen Ausbruch der Krankheit mit einem schnellen Fortschreiten, die Verabreichung von potentiellen Therapien schwierig macht. Die zeitliche (oder Gesichts) Vene nur an das Ohr Knospe anterioren bei Mäusen und ist eindeutig für die ersten zwei Tage nach der Geburt sichtbar auf beiden Seiten des Kopfes mit einem Binokular. Während diesem Fenster können die zeitliche Vene mit einem Volumen von bis zu 50 &amp; mgr; l injiziert werden. Die Injektion ist sicher und gut durch sowohl den Welpen und der Muttertiere vertragen. Eine typische Injektionsverfahren wird innerhalb von 1-2 min, wonach der Welpe ist mit dem Heimkäfig zurück abgeschlossen. Mit dem dritten Tag nach der Geburt die Vene ist schwierig zu visualisieren und das Einspritzverfahren wird technisch unzuverlässig. Diese Technik ist für die Lieferung von Adeno-assoziierten Virus (AAV) vect verwendetors, die wiederum fast körper breit, stabile Transgenexpression für das Leben des Tieres in Abhängigkeit von dem viralen Serotyp ausgewählt ist.

Während einer richtigen Injektion sollte die Vene vorübergehend drehen klar oder blanchieren. Wenn Injizieren färben die gesamte pup sollte blau innerhalb von Sekunden zu drehen. Wenn eine fehlerhafte Einspritzung stattgefunden hat, gibt es oft eine konzentrierte subkutaner Bolus in den Kopf oder Nacken und Injektionsmittel kann aus der Injektionsstelle zu lecken. Unsachgemäße Injektionen können auch im Erscheinungsbild des Blutergüsse um den Hals führen. Pups, die subkutane Injektionen erhalten (dh die...

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Intravenous Injections in Neonatal Mice

Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens.

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Research

JoVE Journal

Biology

58.4K Aufrufe.  Ohio State University.  Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens. 

Serie: Intravenous Injections in Neonatal Mice

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Forschung

Medizin

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

Verwenden Sie von<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging zur Überwachung der Progression of Experimental Maus Cytomegalovirus-Infektion bei Neugeborenen

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

Immunologie und Infektion

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

Intravenöse und Intra-Fruchtwasser In der Gebärmutter Transplantation in den Mausmodell

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Entwicklungsbiologie

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Neurowissenschaften

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Durchführung einer intrazerebroventrikulären Injektion bei Mäusen mit einem Freihandansatz

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

Autor im Rampenlicht: Erkenntnisse, Innovationen und zukünftige Wege in der reproduktiven Neurokontrolle 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

A Neonatal Rodent Model of Retroorbital Vein Injection

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an important method for compound administration in research, where successful proof-of-concept studies can progress into much-needed neonatal clinical trials. Most intravenous studies in neonatal rodents use the superficial temporal/facial vein. However, retroorbital injection becomes unreliable in neonatal rodents older than 2 days after the skin darkens and the vein is no longer visible. In the present protocol, we describe the retroorbital injection of the venous sinus in both the neonatal mouse and rat at ages when the superficial temporal vein is no longer visible, but the eyes have not opened yet. Eye-opening facilitates retro-orbital injection by enabling the researcher to clearly see that they are not perforating the eye when inserting the needle. We demonstrate that this technique can be performed in a reliable and reproducible manner without adverse effects. Additionally, we show that it can be used in many studies, such as administering compounds to study neonatal brain injury.

This protocol aims to demonstrate a reproducible venous administration route that can be used in rats and mice throughout the neonatal period. This procedure is important for preclinical rodent studies that wish to mirror drug administration in neonatal care units primarily using intravenous administration.

Ein neonatales Nagetiermodell der retroorbitalen Veneninjektion

Intravenous (iv) injection is the most used route of drug administration in neonates in the clinical setting. Therefore, retroorbital vein injection is an ...

Ein umfassendes Protokoll für die Verabreichung von intrathekalen Injektionen bei neugeborenen Mäusen

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

Autor im Rampenlicht: Intrathekale Injektion – Eine effiziente und zuverlässige Verabreichungsmethode zum Testen der Wirksamkeit der Gen-Editierung in neonatalen Mäusegehirnen

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.

Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Zusammenfassung

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Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Verwenden Sie von

Intravenöse und Intra-Fruchtwasser In der Gebärmutter Transplantation in den Mausmodell

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

Ein neonatales Nagetiermodell der retroorbitalen Veneninjektion

Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung