Die Autoren möchten die HealthPartners Institutional Animal Care danken und Verwenden Ausschuss Regionen Hospital.

Ein. Gewöhnung an die Handhabung für intranasaler Gabe zu Awake Mäuse Einführung Mäuse müssen, um die Handhabung während eines Zeitraums von zwei vier Wochen vor dem Beginn der intranasaler Gabe akklimatisiert werden. Gewöhnung an die Behandlung ist wichtig, da es hilft eine korrekte Körperhaltung für maximale Wirksamkeit wach intranasale Drug Delivery. Zusätzlich können Mäuse, die nicht ordnungsgemäß zu diesem Prozess gewöhnt haben eine schwere Angstzustände Reaktion nach der Dosierung. Mäuse sollten etwa 2-3 Tage auf jedem von neun Schritten, bevor der in die nächste Stufe auszugeben, abhängig von dem Tier, um die Handhabung Komfort. Die Maus Stress als Gradmesser des Fortschritts verwendet werden. Dies bedeutet, die Überwachung der Maus die Bewegungen, die Menge / Harndrang, Stuhlgang, Zittern, und Beißen. Wenn eine Maus hat eine hohe Stress-Reaktion, auf die Stufe bleiben, bevor in die nächste, bis die Antwort wird reduziert. Ein Beispiel Akklimatisierung schedule können in Tabelle 1 gesehen werden. Akklimatisierung der Mäuse sollte durch die folgenden einmal-a-day Schritte voran. Die Durchführung dieser Schritte mehr als einmal pro Tag, in einem Versuch, die Akklimatisierung zu beschleunigen, wird nicht empfohlen. <ol><li> Platzieren Sie die Maus in der Handfläche der Hand für einen Zeitraum von zwei bis drei Minuten, nicht mehr als einen Fuß vor den Käfig oben, wie die Tiere häufig während dieser einleitenden Schritt springen. Wenn die Maus versucht zu krabbeln aus der Hand und bis ein Arm, heben Sie einfach die Maus von der Basis des Schwanzes und setzen Sie ihn wieder in der Hand. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Handfläche der Hand für drei Minuten und streicheln das Tier sanft. Haustier der Maus gerichtet vom Kopf bis zum Schwanz, während gleichzeitig das Tier frei bewegen. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der Handfläche der Hand für drei Minuten lang massiert hinter den Ohren (leicht kneifen zusammen die Haut auf der Rückseite des Halses mit dem Daumen und Zeigefinger). </li><li> Halten / lift die Maus durch das Genick des Halses für 30 sec, lassen die Maus ruhen auf dem oberen Käfig für 30 Sek. vor der Wiederholung des Laderaumes erneut. </li><li> Halten Sie die Maus über die intranasale Griff, die in Abschnitt 2 beschrieben, aber nicht invertieren das Tier (komplett bis zu 2,4 Schritt). Halten des Tieres, wie dies für eine Dauer von 30 Sek. und freizugeben zurück zur Oberseite des Käfigs. Wiederholen Sie ein zweites Mal nach einer Minute Ruhezeit. </li><li> Halten Sie die Maus mit der intranasalen Griff wie in Abschnitt 2 beschrieben, einschließlich Umdrehen des Tieres so seine Bauchseite nach oben in Richtung Decke. Stellen Sie sicher, dass das Tier den Hals parallel zum Boden ist. Halten Sie diese Position für 30 Sekunden. Wiederholen Sie diesen Vorgang ein zweites Mal nach einer Minute Ruhezeit. Einige Mäuse widerstehen intranasale Grip mehr als andere, vor allem, wenn zum ersten Mal mit einer Inversion bei diesem Schritt in der Akklimatisierung verwendet. Wenn die Maus befreit sich aus dem Griff, legen Sie die Maus wieder auf den Käfig oben und re-Griff. Wiederholen Sie die re-grip, wenn nötig, Sondern überwachen den Stress der Maus aus und senden es an den Käfig, wenn nötig. Ein weiterer Faktor, der eine Rolle in dem Verlust der Haftung an dieser Stelle in der Akklimatisierung Prozess spielen können, ist Unerfahrenheit der Tierpfleger mit dem intranasale Verabreichung Technik. </li><li> Halten Sie die Maus mit der intranasalen Griff, invertieren, kurz legen Sie eine Pipette mit einem leeren Spitze über jedes Nasenloch, und halten Sie die Tiere Position für 30 Sekunden. Wiederholen Sie diesen Vorgang nach einer ein-minütige Pause. </li><li> Halten Sie die Maus mit der intranasalen Griff, invertieren, und intranasal administrieren 6 ul Kochsalzlösung in den linken und rechten nare, wie in Abschnitt 3 (bis Schritt 3,7) beschrieben. </li><li> Halten Sie die Maus mit der intranasalen Griff, invertieren, und intranasal administrieren 6 ul Kochsalzlösung in den linken und rechten nare zweimal indem das Tier wieder auf den Käfig oben dazwischen, wie in Kapitel 3 beschrieben. </li></ol> 2. Die intranasale Grip zu Awake Mäuse Unbeweglichkeitseffekt <ol><li> Platzieren Sie die Maus on der Käfig oben. </li><li> Mit dem Daumen und Zeigefinger der dominanten Hand, halten Sie die Maus durch den Schwanz. Verwenden Sie Ihre Mittelfinger, Ringfinger und kleinen Finger Finger, leicht Pin den unteren Teil des Körpers, um den Käfig nach oben (Abbildung 1A). Lassen Sie die Maus auf die Stangen zu greifen, wie Sie strecken leicht die Maus aus und besser greifen die scruff. </li><li> Mit dem Daumen und Mittelfinger auf dem nicht-dominanten Hand, kneifen Sie die Maus fest im Genick (überschüssige Haut) hinter dem Nacken und Schultern. Ziehen Sie die lose Haut, um ein Zelt der Haut über den Schulterblättern (Abbildung 1B) zu machen. Nehmen Sie so viel Haut wie möglich, aber seien Sie vorsichtig, nicht zu ziehen up Muskel als dieses Unbehagen an der Maus führt. Vorsicht, um nicht zu viel Druck auf das Tier Brustkorb und Wirbelsäule. Übermäßiger Druck oder Ziehen der Haut kann zu einer Hemmung der Atmung in einigen Fällen führen. </li><li> Schnell stellen Sie den Zeigefinger der nicht-dominanten Hand auf der Maus den Kopf, alsin der Nähe der Nase, wie möglich und ziehen Sie die Haut (1C, 1D). Gleichzeitig schieben den Daumen und Mittelfinger in Richtung des Kopfes zur optimalen Position. Idealerweise sollte die Maus nicht in der Lage, den Kopf vertikal oder horizontal zu bewegen. </li><li> Unter Beibehaltung der Halt auf dem Genick, drehen Sie die Maus auf den Rücken. Die Maus Rücken sollte in der Handfläche von Ihrer Hand. Halten Sie das Mäuseschwanz (in der Nähe des Sockels) gegen Ihre Handfläche mit Ihrem letzten zwei Fingern (Ring-und kleinen Finger), um die Maus zu stabilisieren, oder Sie können Ihre Finger über die untere Körperhälfte (1E, 1F) wickeln. </li><li> An diesem Punkt stellen Sie sicher, dass die Maus den Hals und Kinn flach und parallel zum Boden sind. Das Kinn sollte nahe bei einem 180 °-Winkel mit dem Hals so weit wie möglich mit intranasale Abgabe zu unterstützen. Leichte Veränderungen in Winkel kann das Medikament bis zum Ende in der falschen Stelle. Achten Sie darauf, die Maus ist in der Lage, durch die Beobachtung der Bauch atmen. Die Maus should nicht in der Lage sich zu bewegen, aber sollte bequem sein und keine Schmerzen. Wenn Sie die Maus um den Hals und Kinn, einen &quot;V&quot; zu sehen, dann müssen Sie re-Griff. </li></ol> 3. Intranasale Verabreichung von Drogen an Awake Mäuse Einführung Verwendung der intranasalen Griff, wird jede Maus zweimal gehalten und zurückgehalten mit ihrem Hals parallel zu dem Boden, während ein Volumen von 20 bis 30 ul Flüssigkeit verabreicht wird. Dieses Volumen ist sicher und wirksam für kleine-große Mäuse, wir verwenden in der Regel 24 ul, und das ist in diesem Protokoll beschrieben. Die wach intranasale Methode kann bei Mäusen jeden Alters benutzt werden, zum Beispiel in neugeborene Mäuse für Entwicklungsbiologie neurowissenschaftlichen Forschung. Bei neugeborenen Mäusen, sollte ein kleineres Gesamtvolumen (8 ul) und Tröpfchengröße (1 ul) verwendet, um die kleineren Volumen der Nasenhöhle unterzubringen. Drug wird in der Regel zwei Mäuse in einer Zeit geliefert, abwechselnd Ruhezeiten, um die effizienteste Nutzung der Zeit machen und zu halten on Zeitplan. Set-up wird ein wenig anders, je nachdem ob Sie Dosierungsgruppe untergebracht Mäusen oder einzeln untergebracht Mäusen sein. Mit den einzeln untergebracht Mäuse, ist es hilfreich, alle Ihre Materialien zwischen den Käfigen, Mäuse vor der Kreuzung auf die andere Käfig oben zu verhindern platzieren. Mit der Gruppe gehaltenen Mäusen, die Dosis von diesem Käfig nur. Es ist wichtig, dass jede Maus in einer Gruppe-Käfig untergebracht dieselbe intranasale Behandlung erhält, als Potenzial für eine Kreuzkontamination von zwei unterschiedlichen Behandlungen besteht aufgrund Medikament Austreibevorrichtung in die Luft oder mit Hautkontakt. Es wird dringend empfohlen, dass eine Dosierung Blatt im Voraus gedruckt werden, um Technikern der Behandlung Aufgaben zu erinnern, keine Noten verpasst Tropfen aufzunehmen, um die allgemeine Gesundheit eines jeden Tieres, etc. beachten Treppe <ol><li> Richten Sie Käfigen, in denen sie für die Dosierung sein, und sollte ein Dosierstation (Abbildung 2). </li><li> Entfernen Sie mit der Maus aus dem Käfig und halten auf Käfig oben während der Dosierung. </li><li> Pick-up mit der Maus über die intranasale Griff in Abschnitt 2 beschrieben. </li><li> Mit Ihrer dominanten Hand, laden Sie die Pipette mit 6 ul von Drogen-oder Fahrzeug. Setzen Sie die Spitze des gefüllten Pipette in der Nähe der Maus linke Nasenloch, in der Regel in einem 45-Grad-Winkel (Abb. 1G, 1H). Wenn Sie eine viskose Lösung zu haben, müssen Sie möglicherweise Ihren Winkel bis 90 Grad zu erhöhen, weil das Medikament laufen an der Seite der Pipettenspitze anstatt einen Rückgang. Wenn sehr viskos ist, kann das Abwischen der Pipettenspitze mit einem Taschentuch vor dem Ausstoßen von Flüssigkeit zu helfen. Langsam wirft die Droge ein kleines Tröpfchen mit etwa der Hälfte des Volumens (3 ul) zu bilden. </li><li> Der Tropfen sollte so nah an der Maus das Nasenloch werden, so dass die Maus das Tröpfchen einatmen kann. Unmittelbar nachdem die Maus diesen kleinen Tropfen inhaliert, werfen den Rest der Droge in der Pipettenspitze ein weiteres kleines Tröpfchen für die Maus zu bilden durch das gleiche Nasenloch ca. 2-3 sec später inhalieren. Achten Sie darauf, den Mund zu schauen. Wenn es is jede Flüssigkeit im Mund, hat der Tropfen nicht ganz in die Nase und dies sollte vermerkt werden. </li><li> Halten Sie die Maustaste in dieser Position für 15 Sekunden. Es wird dringend empfohlen, dass ein Timer verwendet, um dieses 15 sec hold standardisieren. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte von 3,3 bis 3,6 für das rechte Nasenloch. Wenn irgendwelche Tropfen geschnupft werden sollte, dass Drop ersetzt und beachtet werden. </li><li> Platzieren Sie die Maus wieder an der Spitze seines Käfigs für 2 min. Wiederholen Sie den gesamten Vorgang ab 2 min. nach Lieferung der ersten Tropfen. Dies gibt die Maus vier Tropfen 6 ul jeder insgesamt 24 ul Lösung. Eine Probe Zeitplan zum Dosieren einer oder zwei Mäuse auf einmal in Tabelle 2 ersichtlich. </li><li> Nachdem die Maus alle Tropfen erhalten hat, zurück mit der Maus in seinen Käfig. </li></ol> 4. Allgemeine Tier Handhabung Techniken zur Akklimatisierung und intranasale Verabreichung von Drogen an Awake Mäuse Nach jedem Akklimatisierung oder intranasale Verabreichung Sitzung sollte Mäusen werden gebenna behandeln, wie eine Cheerio oder geschält Sonnenblumensaat als positive Verstärkung. Leckereien als Belohnung und sie vor Kratzern ihre Nasen abzulenken, was möglicherweise zu Verletzungen selbst gegeben. Bei der Arbeit mit Gruppen gehalten werden Mäuse, sollte genug Leckereien für jede Maus abgelegt werden. Vor der Rückkehr Tiere in ihre Käfige sicher sein, Nester in ihre ursprünglichen Zustände wiederherstellen, um den Stress zu reduzieren. Bei der Dosierung von Gruppen gehalten Tieren müssen Handschuhe zwischen Dosierung von Käfigen, um nicht Duft von Käfig zu Käfig Kolonie Kolonie übertragen, wie sie sein wird gegeneinander aggressive geändert werden.

<ol>
	<li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system:+mechanisms+and+experimental+considerations.">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J. Pharm Sci. 99, 1654-1673 (2010).</li><li>Thorne, R. G., Pronk, G. J., Padmanabhan, V., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+insulin-like+growth+factor-I+to+the+rat+brain+and+spinal+cord+along+olfactory+and+trigeminal+pathways+following+intranasal+administration.">Delivery of insulin-like growth factor-I to the rat brain and spinal cord along olfactory and trigeminal pathways following intranasal administration.</a> Neuroscience. , 127-481 (2004).</li><li>Benedict, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+as+a+therapeutic+option+in+the+treatment+of+cognitive+impairments.">Intranasal insulin as a therapeutic option in the treatment of cognitive impairments.</a> Exp. Gerontol. 46, 112-115 (2011).</li><li>Francis, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+prevents+cognitive+decline,+cerebral+atrophy+and+white+matter+changes+in+murine+type+I+diabetic+encephalopathy.">Intranasal insulin prevents cognitive decline, cerebral atrophy and white matter changes in murine type I diabetic encephalopathy.</a> Brain. 131, 3311-3334 (2008).</li><li>Francis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+ameliorates+experimental+diabetic+neuropathy.">Intranasal insulin ameliorates experimental diabetic neuropathy.</a> Diabetes. 58, 934-945 (2009).</li><li>Marks, D. R., Tucker, K., Cavallin, M. A., Mast, T. G., Fadool, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+intranasal+insulin+delivery+modifies+protein+complexes+and+alters+memory,+anxiety,+and+olfactory+behaviors.">Awake intranasal insulin delivery modifies protein complexes and alters memory, anxiety, and olfactory behaviors.</a> J. Neurosci. 29, 6734-6751 (2009).</li><li>Hanson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+deferoxamine+reduces+spatial+memory+loss+in+APP/PS1+mice.">Intranasal delivery of deferoxamine reduces spatial memory loss in APP/PS1 mice.</a> Drug Delivery and Translational Research. 2, 160-168 (2012).</li><li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+intranasal+losartan+in+the+APP/PS1+transgenic+mouse+model+of+Alzheimer+disease.">Protective effects of intranasal losartan in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer disease.</a> Rejuvenation Research. 13, 195-201 (2010).</li><li>Fine, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+improves+performance+in+radial+arm+water+maze,+stabilizes+HIF-1alpha,+and+phosphorylates+GSK3beta+in+P301L+tau+transgenic+mice.">Intranasal deferoxamine improves performance in radial arm water maze, stabilizes HIF-1alpha, and phosphorylates GSK3beta in P301L tau transgenic mice.</a> Exp. Brain Res. 219, 381-390 (2012).</li><li>Lochhead, J. J., Thorne, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+biologics+to+the+central+nervous+system.">Intranasal delivery of biologics to the central nervous system.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (11), 614-628 (2012).</li><li>Hanson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+provides+increased+brain+exposure+and+significant+protection+in+rat+ischemic+stroke.">Intranasal deferoxamine provides increased brain exposure and significant protection in rat ischemic stroke.</a> J. Pharmacol. Exp Ther. 330, 679-686 (2009).</li><li>Reger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+intranasal+insulin+on+cognition+in+memory-impaired+older+adults:+modulation+by+APOE+genotype.">Effects of intranasal insulin on cognition in memory-impaired older adults: modulation by APOE genotype.</a> Neurobiol. Aging. 27, 451-458 (2006).</li><li>Kim, C. H., Song, H. y. u. n., M, E. u. n. A. h. n., Lee, Y., G, J., Yoon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+hypo-,+iso-+and+hypertonic+saline+irrigation+on+secretory+mucins+and+morphology+of+cultured+human+nasal+epithelial+cells.">Effect of hypo-, iso- and hypertonic saline irrigation on secretory mucins and morphology of cultured human nasal epithelial cells.</a> Acta Otolaryngol. 125, 1296-1300 (2005).</li><li>Greiff, L., Andersson, M., Wollmer, P., Persson, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypertonic+saline+increases+secretory+and+exudative+responsiveness+of+human+nasal+airway+in+vivo.">Hypertonic saline increases secretory and exudative responsiveness of human nasal airway in vivo.</a> Eur. Respir. J. 21, 308-312 (2003).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Dieses Verfahren zeigt, wie Mäusen Dosen von regelmäßigen intranasale Arzneimittel, das Gehirn, ohne den Einsatz von Anästhesie gezielt gegeben werden kann. Intranasale Arzneimittel können zu großen Gruppen von Mäusen über längere Zeit mit minimalem Aufwand verschickt werden. Eine einzelne Gruppe von bis zu 20 Mäuse intranasal von einer einzigen Person in weniger als einer Stunde behandelt werden. Eine Vielzahl von Molekülen, die von kleinen Eisenchelatoren Wachstumsfaktoren mesenchymale Stammzellen, haben na...

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Materials</td>
 <td>Company</td>
 <td>Cat #</td>
 <td>Comment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P20 pipettor set at 6 &mu;l</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gel loading pipette tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Waste receptacle for tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dosing sheet for notes</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pen</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Drug and vehicle</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Container to hold drug vials</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Animals to be dosed</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spare gloves</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paper towels to wipe urine</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3. Materials Needed</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

intranasal administration of cns therapeutics to awake mice

Intranasale Verabreichung ist ein Verfahren zur Abgabe von therapeutischen Agenzien an das zentrale Nervensystem (ZNS). Es ist nicht-invasiv und erlaubt große Moleküle, die nicht über die Blut-Hirn-Schranke den Zugang zu den ZNS. Medikamente werden direkt an das ZNS mit intranasale Abgabe gezielte Verringerung der systemischen Exposition und somit unerwünschten systemischen Nebenwirkungen ein. Lieferung aus der Nase an das ZNS tritt innerhalb weniger Minuten sowohl entlang der olfaktorischen und trigeminalen Nervenbahnen über eine extrazelluläre Route und erfordert keine Drogen zu jeder Rezeptor oder axonalen Transport 2 binden. Intranasale Verabreichung ist ein weithin publizierten Methode und wird derzeit in klinischen Studien am Menschen 3 verwendet. Intranasale Verabreichung von Medikamenten im Tiermodell ermöglicht Erstbewertung der pharmakokinetischen Verteilung und Wirksamkeit. Mit Mäusen, ist es möglich, Medikamente zu erwachen (nicht narkotisierten) Tieren verabreichen regelmäßig unter Verwendung eines speciasiert intranasale Griff. Awake Lieferung ist vorteilhaft, weil es für die langfristige chronische Dosierung ohne Betäubung erlaubt, es weniger Zeit in Anspruch nimmt als bei Anästhesie und kann gelernt und von vielen Menschen durchgeführt werden, so dass die Teams von Technikern dosieren kann eine große Anzahl von Mäusen in kurzen Zeiträumen. Wirksamkeit von Therapeutika intranasal in dieser Weise an Mäuse verabreicht wurde in einer Reihe von Studien einschließlich Insulin bei Diabetes-Mausmodellen 4-6 und Deferoxamin bei Alzheimer-Maus-Modellen nachgewiesen. 7,8 Die intranasale Grip für Mäuse kann gelernt werden, aber ist nicht einfach und erfordert Übung, Geschick und eine präzise Griff effektiv zu liefern Drogen auf das Gehirn und vermeiden Drainage in die Lunge und Magen. Mäuse werden von Hand mit einem modifizierten scruff im nicht-dominanten Hand mit dem Hals gehalten parallel zum Boden, während Arzneimittel mit einem Pipettor mit der dominanten Hand geliefert wird zurückgehalten. Es dauert in der Regel 3-4 Wochen akklimatisieren, um Handhabung vor Mäusenkann mit diesem Griff ohne Stress-Reaktion statt. Wir haben dieses JoVE Video vorbereitet, um diese intranasale Verabreichung Technik mehr zugänglich.

Es gibt mehrere Möglichkeiten, um die Wirksamkeit der Arzneimittelzuführung zu bestimmen. Die erste ist, intranasal verwalten ein Farbstoff wie Tusche oder Methylenblau und um den Farbstoff zu visualisieren nach Euthanasie des Tieres innerhalb des olfaktorischen Epithel und nachdem das Gehirn entnommen wird, die Eingabe der ZNS durch die Siebplatte. Die zweite ist, um das Medikament entweder durch Verwendung einer radioaktiv markierten Tag oder mittels ELISA Nachweis des unmarkierten Molekül geliefert messen. Ein gut...

Watch this Scientific Journal Video about Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice at JoVE.com

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Verfahren zur Verabreichung von Arzneien intranasal zu erwachen Mäusen zum Zwecke der Ausrichtung des Gehirns beschrieben. Diese Methode ermöglicht wiederholten Gabe über einen längeren Zeitraum mit intranasale Verabreichung von Medikamenten ohne Narkose und Nase-zu-Hirn-Lieferung mit minimalen systemischen Exposition.

Intranasale Verabreichung von CNS Therapeutics Awake Mäuse

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

intranasal-administration-of-cns-therapeutics-to-awake-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

58.1K Aufrufe.  HealthPartners Institute for Education and Research. Verfahren zur Verabreichung von Arzneien intranasal zu erwachen Mäusen zum Zwecke der Ausrichtung des Gehirns beschrieben. Diese Methode ermöglicht wiederholten Gabe über einen längeren Zeitraum mit intranasale Verabreichung von Medikamenten ohne Narkose und Nase-zu-Hirn-Lieferung mit minimalen systemischen Exposition.

Serie: Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain barrier1. The barrier selectively excludes molecules from crossing between the blood and the brain based upon their size and charge. This function can impede the delivery of therapeutics for neurological disorders. A number of chemotherapeutic drugs, for example, will not effectively cross the blood-brain barrier to reach tumor cells2. Thus, improving the delivery of drugs across the blood-brain barrier is an area of interest.
The most prevalent methods for enhancing the delivery of drugs to the brain are direct cerebral infusion and blood-brain barrier disruption3. Direct intracerebral infusion guarantees that therapies reach the brain; however, this method has a limited ability to disperse the drug4. Blood-brain barrier disruption (BBBD) allows drugs to flow directly from the circulatory system into the brain and thus more effectively reach dispersed tumor cells. Three methods of barrier disruption include osmotic barrier disruption, pharmacological barrier disruption, and focused ultrasound with microbubbles. Osmotic disruption, pioneered by Neuwelt, uses a hypertonic solution of 25% mannitol that dehydrates the cells of the blood-brain barrier causing them to shrink and disrupt their tight junctions. Barrier disruption can also be accomplished pharmacologically with vasoactive compounds such as histamine5 and bradykinin6. This method, however, is selective primarily for the brain-tumor barrier7. Additionally, RMP-7, an analog of the peptide bradykinin, was found to be inferior when compared head-to-head with osmotic BBBD with 25% mannitol8. Another method, focused ultrasound (FUS) in conjunction with microbubble ultrasound contrast agents, has also been shown to reversibly open the blood-brain barrier9. In comparison to FUS, though, 25% mannitol has a longer history of safety in human patients that makes it a proven tool for translational research10-12.
In order to accomplish BBBD, mannitol must be delivered at a high rate directly into the brain's arterial circulation. In humans, an endovascular catheter is guided to the brain where rapid, direct flow can be accomplished. This protocol models human BBBD as closely as possible. Following a cut-down to the bifurcation of the common carotid artery, a catheter is inserted retrograde into the ECA and used to deliver mannitol directly into the internal carotid artery (ICA) circulation. Propofol and N2O anesthesia are used for their ability to maximize the effectiveness of barrier disruption13. If executed properly, this procedure has the ability to safely, effectively, and reversibly open the blood-brain barrier and improve the delivery of drugs that do not ordinarily reach the brain 8,13,14.

Blood-brain barrier disruption aids the delivery of certain drugs to the brain. Mannitol delivered intra-arterially shrinks cells surrounding blood vessels in order to physically disrupt the barrier.

Rat Modell der Blut-Hirn-Schranke Störung zu Neurovascular Therapeutics Gezielte zulassen

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

Forschung

Medizin

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Non-invasive Assessment of the Efficacy of New Therapeutics for Intestinal Pathologies Using Serial Endoscopic Imaging of Live Mice

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic mechanisms that contribute to the onset and progression of intestinal diseases. The identification of new molecules that promote these pathologies has led to a flurry of activity focused on the development of potential new therapies to inhibit their function. As a result, various pre-clinical mouse models with an intact immune system and stromal microenvironment are now heavily used. Here we describe three experimental protocols to test the efficacy of new therapeutics in pre-clinical models of (1) acute mucosal damage, (2) chronic colitis and/or colitis-associated colon cancer, and (3) sporadic colorectal cancer. We also outline procedures for serial endoscopic examination that can be used to document the therapeutic response of an individual tumor and to monitor the health of individual mice. These protocols provide complementary experimental platforms to test the effectiveness of therapeutic compounds shown to be well tolerated by mice.

We describe methods for longitudinal monitoring of the efficacy of therapeutics for the treatment of colonic pathologies in mice using a rigid endoscope. This protocol can be readily used for the characterization of the therapeutic response of an individual tumor in live mice and also for monitoring potential disease relapse.

Nicht-invasive Beurteilung der Wirksamkeit neuer Therapeutika für Darmpathologien Verwenden der seriellen endoskopische Bildgebung von lebenden Mäusen

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

Eine Ratte Karotis-Ballon-Verletzung Modell Anti-vaskuläre Remodeling Therapeutics zu Test

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Through the Looking Glass: Time-lapse Microscopy and Longitudinal Tracking of Single Cells to Study Anti-cancer Therapeutics

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing factor in the overall outcome. Immunoblotting, flow cytometry and fixed cell experiments are often used to study how cells respond to anti-cancer drugs. These methods are important, but they have several shortcomings. Variability in drug responses between cancer and normal cells, and between cells of different cancer origin, and transient and rare responses are difficult to understand using population averaging assays and without being able to directly track and analyze them longitudinally. The microscope is particularly well suited to image live cells. Advancements in technology enable us to routinely image cells at a resolution that enables not only cell tracking, but also the observation of a variety of cellular responses. We describe an approach in detail that allows for the continuous time-lapse imaging of cells during the drug response for essentially as long as desired, typically up to 96 hr. Using variations of the approach, cells can be monitored for weeks. With the employment of genetically encoded fluorescent biosensors numerous processes, pathways and responses can be followed. We show examples that include tracking and quantification of cell growth and cell cycle progression, chromosome dynamics, DNA damage, and cell death. We also discuss variations of the technique and its flexibility, and highlight some common pitfalls.

Here, we describe a method of long-term time-lapse microscopy to longitudinally track single cells in response to anti-cancer therapeutics.

Durch den Spiegel: Zeitraffer-Mikroskopie und Longitudinal-Tracking von Einzelzellen Anti-Krebs-Therapeutika zu studieren

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

in Längsrichtung<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging des Cerebrovasculature: Bedeutung für ZNS-Erkrankungen

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

Intranasale Abgabe von therapeutischen Stammzellen an Glioblastom in einem Mausmodell

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain barrier. However, there have been few reports regarding not only the quantitative analysis but also optimal administration conditions and dosing regimens for investigations of nose-to-brain delivery. The limited progress in research on nose-to-brain pathway mechanisms using rodents represents a significant impediment in terms of designing nose-to-brain delivery systems for candidate drugs.
To gain some headway in this regard, we developed and evaluated two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia for experimental animals. We also describe a method for the evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radio-labeled [14C]-inulin (molecular weight: 5,000) as a model substrate of water-soluble macromolecules.
Initially, we developed a pipette-based intranasal administration protocol using temporarily openable masks, which enabled us to perform reliable administration to animals under stable anesthesia. Using this system, [14C]-inulin could be delivered to the brain with little experimental error.
We subsequently developed an intranasal administration protocol entailing reverse cannulation from the airway side through the esophagus, which was developed to minimize the effects of mucociliary clearance (MC). This technique led to significantly higher levels of [14C]-inulin, which was quantitatively detected in the olfactory bulb, cerebrum, and medulla oblongata, than the pipette method. This appears to be because retention of the drug solution in the nasal cavity was substantially increased by active administration using a syringe pump in a direction opposite to the MC into the nasal cavity.
In conclusion, the two methods of intranasal administration developed in this study can be expected to be extremely useful techniques for evaluating pharmacokinetics in rodents. The reverse cannulation method, in particular, could be useful for evaluating the full potential of nose-to-brain delivery of drug candidates.

Here, we describe two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia with minimal physical stress for experimental animals. We also describe a method for quantitative evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radiolabeled [14C]-inulin as a model substrate of water-soluble macromolecules.

Neuartige Methoden für intranasale Verabreichung unter Inhalation Anästhesie auszuwertende Nase zu Gehirn Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

Intratrachealadministration der Trockenpulverformulierung bei Mäusen

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...