Diese Arbeit wurde teilweise durch Zuschüsse der Regione Veneto (Ricerca Sanitaria Finalizzata n.292/2008 und Ricerca Sanitaria Finalizzata 2009) unterstützt. Die Autoren danken Dr. C. Griffoni für die 2009/2010 zusammengefasste Daten über die Verwendung von menschlichen Auges Globen.

1. In-situ-Exzision der Hornhaut von Ocular Globes <ol><li> Schalten Sie die laminare Luftströmung Schrank ca. 15 Minuten vor dem Gebrauch. Reinigen Sie die Sterilbank mit 70% Isopropylalkohol. Setzen Sie auf persönliche Schutzkleidung wie OP-Mütze und Maske. Schrubben Sie Hände und Unterarme und trocknen Sie mit einem sterilen Tuch. Trage sterile Handschuhe und Kittel oder Hülsen unter aseptischen Bedingungen. </li><li> Richten Sie den sterilen Bereich, indem ein steriles Instrument Tablett aseptisch. Stellen Sie sicher, dass die Instrumente steril sind. Öffnen Sie die sterile Instrumente und Flip-Pack auf den sterilen Bereich Vermeidung jeglicher Kontamination. </li><li> Positionieren Sie alle sterilen Materialien und Instrumente (Tabelle 2) zusammen mit Flaschen (Auge Gläser) mit Auge Globen, so dass sie neben dem Rand des sterilen Feldes für Benutzerfreundlichkeit sind. </li><li> Beschriften Sie die Flaschen mit vorher vorbereitete Konservierung / Speichermedium wie in Tabelle 3 angegeben und legen Sie diem auf der Oberfläche des laminaren Luftstrom Haube gemeinsam mit I-PVP (Polyvinylpyrrolidon Iod-), Natriumthiosulfat und einer sterilen Kochsalzlösung PBS (phosphatgepufferter Kochsalzlösung). </li><li> Lassen Sie die Augengewebe und Lösungen in den normalen Raumtemperatur erreichen, wie sie in Kühlschränken bei 4 ° C aufbewahrt werden Vermeiden Sie wiederholte Erwärmung / Abkühlung Zyklen. Halten die Deckel der Lösung und das Auge Gläser mit inneren Seite nach oben neben dem entsprechenden Gefäßen. </li><li> Entfernen Gaze und Schwämme aus dem Auge Glas mit einer sterilen Pinzette. Tauchen Sie den Globus in sterilen I-PVP 0,5% für 2 Minuten auf die Augen-Globen zu dekontaminieren. Platzieren Sie die beiden Zangen am Deckel des sterilen Behälter, außerhalb des sterilen Feldes. Übertragen Sie die Welt in Natriumthiosulfat 0,1% für 1 Minute mit einem anderen Paar sterilen Pinzette. Mit den gleichen Zangen, überweisen Sie den Globus, um die Flasche mit steriler Kochsalzlösung (PBS) und lassen Sie ihn, bis er betrieben wird. Wiederholen Sie diesen Vorgang für den anderen Augapfel von ter demselben Spender. </li><li> Arbeiten unter dem Laminar Air Flow Kapuze, wickeln Sie den Globus mit steriler Gaze (Bandagen) Verlassen der Hornhaut und Lederhaut ca. 5 mm von der Hornhaut freigelegt. Das Auge Glühbirne könnte einfach in der Hand Aufrechterhaltung des angemessenen Druck gehalten werden. Das Gewebe sollte feucht gehalten werden während der gesamten Operation. </li><li> Zangen sind zusammen mit einer Schere benutzt, um alle eventuellen Resten der Bindehaut zu entfernen. Halten Sie die Instrumente für die obige Operation getrennt von anderen Instrumenten eingesetzt. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen skleralen Einschnitt von 3-4 mm vom Limbus Region durchzuführen, dann verlängern die Schnitt um 360 °, die Vermeidung, die zugrunde liegende Uvea perforieren oder zu keiner Verformung der Hornhaut des normalen Krümmung. Schneiden Sie vier große Einschnitte Verlassen vier kleine Lücken zu vermeiden die Sekretion des Glaskörpers. Alle vier Lücken geschnitten Gewährleistung keine Entfernung von jedem anderen Gewebe. </li><li> Vorhandensein von kleinen Sklera-Plaques kann das Schneiden behindern, so stellen Sie sicher, compLete die Sklera Exzision mit mikrochirurgischen Schere. Dieser Vorgang sollte ohne Beschädigung der Aderhaut, Netzhaut und des Glaskörpers durchgeführt werden. </li><li> Untersuchen Sie den Einschnitt, um sicherzustellen, es ist vollständig. Wenn der Schnitt ist richtig der Corneo-Sklera-Felge haftet an den Ziliarkörper nur an dem Punkt, in Korrespondenz mit der Hornhaut durchgeführt. </li><li> Stellen Sie den Augapfel nach unten eingewickelt in der Nähe der Mitte des sterilen Feldes. Füllen Sie das Hornhaut-Entfernung mit einer Pinzette, um die Sklerarand stationäre und die Hand zur Exzision verwendet, um den Ziliarkörper-Aderhaut nach unten und weg von der Hornhaut-Sklera-Taste ziehen zu halten. </li><li> Vorsichtig trennen Sie alle verbleibenden Verwachsungen von der Hornhaut-Sklera-Taste. Weder ziehen die Hornhaut-Sklera-Felge in einer Weise, die Cross-Hornhaut Spannungen führen könnten, und vermeiden Sie fallen wieder nach unten auf die vordere Kammer. </li><li> Die Endothelzelldichte der Hornhaut wird anhand eine hypotonische Lösung und die Zellmortalität wird anhand einer Trypsinein Blau-Färbung für etwa 1 min und die Zellen werden dann unter einem optischen Mikroskop gezählt und gemessen, wie Zellen / mm 2. Die Vorderkammer sollte nach den Deckel während der hintere den Boden der Petrischale stellen sollte. Die Endothelzelldichte könnte manuell gezählt werden mit einem Gitter in dem Ziel von 100-facher Vergrößerung. Die mindestens benötigte Zellzahl für die Transplantation in Italien ist 2200 Endothelzellen / mm 2. </li><li> Übertragen der Cornea-Sklerarand Verwendung einer Hornhaut Klaue zuvor hergestellten Hornhaut Speichermedium bei RT (Raumtemperatur), wie in Tabelle 3 gezeigt erhalten. </li><li> Untersuchen Sie die hintere Kammer für einen natürlichen Linse. Wenn die Lederhaut ist bereit, entfernen Sie alle Rückstände von Uvea und Glaskörper aus der ganzen Welt. Vorsichtig auspacken und zurück den verbleibenden hinteren Segment ihrer jeweiligen Auges Glas, unter aseptischen Bedingungen. Wiederholen Sie den Vorgang für die andere Welt mit neuen Instrumenten. Befestigen Sie die Hornhaut Witzh Hornhaut Klaue und bewahren unter den Speichermedien (Organkultur) bei 31 ° C Das herausgeschnittene Hornhaut, wie in Abbildung 1a dargestellt ist, kann dann für Keratoplastik oder Forschung verwendet werden. </li><li> Entsorgen Sie die nicht benötigten Materialien und Bio-gefährlicher Abfälle in geeignete Abfallbehälter. Reinigen Sie den Arbeitsbereich, sobald die Arbeit abgeschlossen ist mit 70% Isopropylalkohol Spray. </li><li> Wenn nach 28 Tagen die Hornhaut behält alle Bewertungsparameter [wie Morphologie, Zellzahl, Transparenz, Dicke und mikrobiologische Tests - Bakterien und Pilzen mit BACTEC 9240 Instrument (Becton Dickinson, Mailand, Italien)], kann es dann zu transportierenden die Krankenhäuser mit dem Transportmedium in Tabelle 4 gezeigt. Die Hornhaut sollte entfernt und platziert aus dem Speicher zu Medium unter Laminar Air Flow Schrank zu transportieren. </li><li> Da während der Lagerung, die Hornhaut dicker als seine übliche Größe für eine Transplantation erforderlich wird, verwenden Auge Banken de-Quellmittel, um Dicke zu reduzieren. Wirnutzen 6% Dextran T500, um die Hornhaut wieder zu seiner normalen Größe in Transportmedium. Obwohl 4-8% Dextran T500 verwendet werden könnte, hat 6% für uns am besten gedient. Dies macht es einfacher für die Chirurgen, um die Hornhaut, sobald sie es empfangen zu transplantieren. </li></ol> 2. Das Ausweiden der Netzhaut von der Augapfel nach dem Herausschneiden der Hornhaut <ol><li> Nach der Exzision wird die Hornhaut für die Transplantation oder Forschung auf der Grundlage seiner Morphologie und Endothelzelldichte ausgewählt ist und in der Aufnahme bzw. Konservierung Medium bei 31 platziert ° C Die verbleibenden des Augapfels wird dann zur weiteren Verwendung wie Sklera Isolierung für chirurgische Zwecke verarbeitet, Netzhaut der Forschung usw. </li><li> Vor der Netzhaut Exzision, stellen Sie sicher, dass der Augapfel intakt und nur die Hornhaut mit einem Teil der Lederhaut entfernt ist. Wenn die gelatinöse Glaskörper absondert heraus, dass es schwierig wird, ein Netzhaut-Gewebe zu entfernen. </li><li> Wenn der Spender ist unter 65 Jahre alt, ist die Lederhauterhalten unter sterilen PBS für chirurgische Zwecke nach serologische Untersuchungen. In diesem Fall wird die Sklera geschnitten, nur die Glaskörper entfernt und die gesamte Sklera erhalten. </li><li> Für retinalen Exzision, mit einem kleinen Schnitt oder Schnitt von der Seite der Hornhaut-Sklera Weg zu den Sehnerv mit einer sterilen Pinzette und Schere zu starten. Halten Sie den Teil der Lederhaut mit einer Pinzette und schneiden mit der Schere direkt in Richtung des Sehnervs Schneiden Teil für Teil Vermeidung von Schäden in den Glaskörper. </li><li> Choroidales Plaques sollten aus der Lederhaut getrennt werden, wie sie aneinander haften. Schneiden Sie die gesamte Lederhaut, die Aderhaut Gewebe freizulegen. Sobald der Lederhaut ganz abgeschnitten ist, trennen Sie die Lederhaut mit dem verbleibenden des Glaskörpers durch Schneiden in der Nähe des Sehnervs. Ein ganzes Knäuel Glaskörper mit Aderhaut gedeckt wird sichtbar, wie in Abbildung 2a dargestellt. </li><li> Mit zwei sterilen Pinzette entfernen Sie die Aderhaut sanft, indem man es mit einemZange und Entfernen mit dem anderen. Alternativ kann die Aderhaut mit einer Schere entfernt werden, aber dies sollte idealerweise vermieden werden, da Schäden an der Netzhaut verursacht werden kann. Entfernen Sie die Aderhaut teilweise und schneiden Sie es, um das Entfernen zu erleichtern. </li><li> Sobald der Aderhaut entfernt wird, wird eine transparente Schicht der Netzhaut deutlich gesehen, wie in Abbildung 2b gezeigt werden. Die Aderhaut eine innere Bruch-Membran, die auch entfernt werden konnten, aber es ist schwierig, sie mit dem bloßen Auge zu erkennen. </li><li> In ähnlicher Weise, verwenden Sie zwei Zangen, um die Netzhaut zu entfernen, wie in Abbildung 2c gezeigt. Es ist einfach, eine hohe Menge von Retina, wenn in der Nähe des Sehnervs ausgeschnitten zu isolieren. Alle Schichten des Auges kann nun zu sehen ist, wie in 2d gezeigt. </li><li> Sobald der retinalen Gewebe entfernt wurde, könnte es für verschiedene Zwecke verwendet werden und daher die nachfolgenden Schritte und Bedingungen für die Konservierung verwendet werden, können entsprechend abweichen. Zum Beispiel,Das Retinagewebe in Röhrchen, die RNA-Stabilisierung Reagenzien (z. B. RNAlater) oder Lyse-Puffer (RNA oder DNA-Extraktion), Dispase / Trypsin (für die Isolierung von Zellen), Fixierlösungen (vor Gewebe in Paraffin eingebettet oder ÜLG gebracht werden Immunhistochemie). </li><li> Alle löschen den Arbeitsbereich und reinigen Sie den Bereich mit 70% Isopropylalkohol Spray. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse Die Hornhaut-Sklera-Felge, wie in Abbildung 1a zu sehen ist ein richtig ausgeschnitten Hornhaut mit erforderliche Menge an Sklerarand und endotheliale Morphologie, diese Art der Hornhaut wird in der Regel für Keratoplastik verwendet. Wenn die vordere Stroma der Hornhaut mit ausgeschnitten Gegenwart von Opazität beschädigt ist, kann die Hornhaut für Endothel Keratoplastik / posterioren lamellären Keratoplastik (Endothel mit einem Teil des Stroma) verwendet werden. Für den Fall der Endothel-Schicht beschädigt ist oder wenn die Endothelzelldichte ist &lt;2200 Zellen / mm 2 (Esalian Standard), könnte die Hornhaut für die vorderen lamellären Keratoplastik (Epithel mit einem Teil des vorderen Stroma) verwendet werden. Wenn die endotheliale Zellen kleiner ist als der Bedarf könnten die Hornhaut für die anteriore lamelläre Keratoplastik oder Forschung verwendet werden, während, wenn die Cornea vollständig beschädigt ist, in der Forschung verwendet werden könnte, wie in 1b, 3b und 3c gezeigt, oder verworfen. Der Schaden könnte eine Ursache für ordnungsgemäßen Umgang mit dem Gewebe sein, vor Kataraktoperationen, die zu Stroma-oder Endothelzellen Descemet Narben, die Entwicklung von Verletzungen während das Leben des Patienten usw. Daher wird es notwendig, jedes Gewebe mit Spaltlampe und überprüfen Sie dann unter dem optischen Mikroskop für feine Narben / Falten / Abteilungen. Die Hornhaut ist in der Regel unter zwei verschiedenen Bedingungen wie Organkultur (ca. 31 ° C) in der Regel in den europäischen Ländern oder Hypothermie verwendet (etwa 4 ° C) in der Regel in den USA verwendet. Erhalten Wir verwenden Organkultur, wie es um den Damm zu regenerieren hilftim Alter von Epithelzellen, neu zu beleben Endothelzellen Scheck mit einer hohen post mortem Zeit, gibt eine Lagerzeit von 4 Wochen, die ausreicht, Fenster gibt für die Planung einer Operation, ausreichend Zeit für die mikrobiologische (Bakterien und Pilze) und serologische Untersuchungen der Hornhaut usw. können auch im Transportmedium für 7 Tage aufbewahrt werden. Die Sklera konnten Stück für Stück eine schonende Entfernung aller choroidalen Plaques geschnitten werden. Der Glaskörper Flüssigkeit ausscheiden kann, wenn der Sehnerv, Netzhaut oder Aderhaut ist scharf wie in Abbildung 4 dargestellt geschnitten. Netzhäute, wenn für die RNA-Analyse ausgeschnitten sollte in RNAlater erhalten, sobald die Gewebe herausgeschnitten sind. In der Regel 1x1 cm der Aderhaut und Netzhaut wird ausgeschnitten und nach halten sie in RNAlater für 24 Stunden bei 4 ° C unter -80 ° C konserviert in frischen Eppendorf-Röhrchen (Safe-Lock Reaktionsgefäße, 2 ml) bis zur Verwendung oder Auslieferung mit einem trockenen Eis. Die Netzhautgewebe sollten exzidiert mit zwei Pinzetten in der Nähe des Sehnervs weg von Iris werdenoder Ciliarrande um eine Kontamination mit anderen pigmentierte Strukturen zu vermeiden und sollte auf die Erhaltung Behälter überführt werden sofort als RNA instabil wird beim Abrufen der Netzhaut. <img src="/files/ftp_upload/3765/3765fig1.jpg" alt="1" /> Abbildung 1: Vergleich zwischen einer guten und einer schlechten Qualität Hornhaut:. A) Ein richtig ausgeschnitten Hornhaut. Eine solche Hornhaut ist in der Regel unter Organkultur 4 Wochen lang aufbewahrt. Mikrobiologische (BACTEC 9240 mit Instrument) und morphologischen (Färbung der Zellen mit Trypanblau für Zellmortalität Bestimmung und Beobachtung von Zellen unter einem optischen Mikroskop mit 100facher Vergrößerung) Prüfung wird vor dem Transport ins Krankenhaus (Abbildung 3a) durchgeführt, b) eine gebogene Hornhaut , die schließlich führt zu Abstoßungsreaktionen durch hohe Descemet-Falten und hohe Endothelzellschäden unter Verwendung eines Spaltlampenmikroskop. Eine solche Hornhaut ist in der Regel für res verwendetcrystal oder verworfen wird. <img src="/files/ftp_upload/3765/3765fig2.jpg" alt="2" /> Abbildung 2. Methode verwendet, um eine genaue Exzision des retinalen Gewebes sicherzustellen. A) Grundlagen zur Lederhaut aus dem Augapfel mit 24mm Klinge mit 95 mm gebogen oder stumpfen Ende einer sterilen Schere und 100 mm 11x2 von 0,70 mm Zähne sterilen Pinzette regiert. Die Sklera sollte, indem die eine Seite mit der Pinzette Schneiden Sie ihn gerade zum Sehnerv hin mit Hilfe der Schere geschnitten werden. Die Aderhaut wird nun leicht gesehen werden, b) Verwendung von zwei 100 mm 11x2 von 0,70 mm Zähne sterilen Pinzette ausgeschlossen, Aderhaut wird durch Abreißen entfernt, das zeigt die zugrunde liegenden transparenten Schicht der Netzhaut, c) Transparente Schicht der Netzhaut wird sehr sorgfältig in der Nähe exzidiert der Sehnerv ohne Ausscheidung von Glaskörperfluid mit den gleichen Zange. Sowohl die Zange halten sollte jede Seite der Netzhaut, und das Gewebe sollte vorsichtig entfernt werden starting in der Nähe des Sehnervs Weg zu der Hornhaut, um eine gute Menge von Netzhaut-Gewebe zu erhalten. Das Gewebe könnte in verschiedenen Größen geschnitten werden und für die Analyse Versuche, d) verschiedene Schichten des Auges nach Entfernen der Hornhaut kann in dieser Figur gesehen werden. Die Choroidea Körper entfernten ersten gefolgt von Retina ohne Beschädigung der anderen Teile des Auges. <img src="/files/ftp_upload/3765/3765fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> 3. Vergleich der verschiedenen Zelltypen Dichte und Morphologie unter 100-facher Vergrößerung eines optischen Mikroskop betrachtet. A) Gute Endothelzelldichte (&gt; 2200 Zellen / mm 2) und Morphologie (weniger Polymorphismus niedrigen Degeneration, keine Dystrophie und 0% Mortalität) in einer Hornhaut, die für eine Transplantation geeignet ist, b) Mangelhaft Endothelzellen Dichte (etwa 1200 bis 1400 Zellen / mm 2) und Morphologie (sehr hohen Polymorphismus und DegenerationZusammenarbeit von Zellen) zusammen mit etwa 30-40% Gesamtmortalität Nach Trypanblau-Färbung beobachtet, c) Ein Teil der endothelialen Zellen geschädigt werden durch Lösen eines Endothelzellen Folie beim Abrufen der Hornhaut von Augapfel. Dies wird durch Beobachtung der Mortalität der Zellen in der Region durch Trypanblau gefärbt bestätigt, d) die Descemetsche Falten aufgrund falscher Handhabung der Hornhaut durch Biegen, wodurch Querschnitt Hornhaut Spannung unter Verwendung von Instrumenten stark usw. an die Exzision ausgebildet. Die Abbildung zeigt die dicke entwickelten iatrogene Falten zwischen Peripherie und optischen Zone der Hornhaut gefunden. <img src="/files/ftp_upload/3765/3765fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Schäden an der Aderhaut und Netzhaut-Gewebe während Exzision der Hornhaut führt schließlich zu einer Ausscheidung von Glaskörperfluid. Die Netzhaut wird im Glaskörper verwickelt macht es schwierig, eine gute Qualität Verbrauchsteuern Gewebe wiThout Kontamination. <img src="/files/ftp_upload/3765/3765table1.jpg" alt="Tabelle 1" /> Tabelle 1. Zusammenfassung der Reihe von Aktivitäten durchgeführt, unter Verwendung von humanen okulären Globen Jahren 2009 und 2010 der Fondazione Banca degli Occhi (Venezia, Italien). Etwa 60% der Gewebe wurden zur Transplantation verwendet, womit eine hohe Anzahl von Augen-Kugeln (ca. 40%) für wissenschaftliche und medizinische Forschung. <img src="/files/ftp_upload/3765/3765fig1sup.jpg" alt="Ergänzende Abbildung 1" /> Ergänzende Abbildung 1. Anatomie des menschlichen Auges 5. Verschiedene Teile des menschlichen Auges in dieser Figur gezeigt ist, verwendet, um die genaue Position der Gewebe folgen.

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Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt.

Sowohl richtige Exzision und Haltbarmachung von Hornhaut und Netzhaut-Gewebe sind kritisch, da kleinere Mängel wie endotheliale Schäden oder hohe Anzahl von Descemet-Falten können Transplantatversagen der Hornhaut während Temperaturänderungen oder falscher Handhabung kann die Integrität der retinalen Gewebe Kompromittierung führen. Das Ziel dieser Arbeit ist es zu zeigen, wie Hornhaut und Netzhaut-Gewebe optimal isoliert werden kann, ohne Schäden oder Veränderungen zu induzieren, die ihre Verwendung zur Transpl...

Materialien für die Exzision der Hornhaut und Netzhaut. <table border="1"><tbody><tr><td> Produktbeschreibung </td><td> Größe </td><td> Unternehmen / Institut </td></tr><tr><td> Bewachter Einweg-Skalpell </td><td> Blade-Größe 15 </td><td> Swann-Morton </td></tr><tr><td> Sterile Bandagen </td><td> 5 cm x 5 cm, 8 geschichteten, 5 Stück </td><td> Artsana </td></tr><tr><td> Sterile medizinische Einwegprodukte Handtuch </td><td> 35 x 50 cm </td><td> U.Jet </td></tr><tr><td> Einer sterilen Schere </td><td> Klingen 24 mm / Gesamtlänge. 95 mm gebogen, stumpf </td><td> e.janach </td></tr><tr><td> Einer sterilen Pinzette </td><td> Edelstahl -100 mm 11 x 2 von 0,70 mm Zähne ausgeschlossen </td><td> e.janach </td></tr><tr><td> Hornhaut-Kralle - medizinische Einwegprodukte </td><td></td><td> NIIOS (Hippocratech) </td></tr&gt; <tr><td></td><td> Die Vorbereitungen </td><td></td></tr><tr><td> PBS </td><td> 100 ml PBS [10x] in 900 ml D / W (destilliertes Wasser) </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr><tr><td> Na-Thiosulfat </td><td> 1 g Na-Thiosulfat in 1 Liter PBS [1x] </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr><tr><td> I-PVP </td><td> 5 g I-PVP in 1-Liter D / W </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Die Tabelle beschreibt die Materialien für die Exzision der Hornhaut und der Netzhaut und die Firma erhielt sie aus verwendet werden. Materialien für Speichermedium (2000 ml). <table border="1"><tbody><tr><td> Komponenten </td><td> Lieferant </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Konzentration </td><td> Menge </td></tr><tr><td> MEM(1X) Flüssigkeit </td><td> Invitrogen </td><td> 32360-034 </td><td></td><td> 1900 ml </td></tr><tr><td> Natriumpyruvat </td><td> Invitrogen </td><td> 11360-039 </td><td> 1 mM (10 ml / l) </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> L-Glutamin </td><td> Invitrogen </td><td> 25030-032 </td><td> 2 mM (10 ml / l) </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> Antibiotikum / Antimykotikum </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A5955-20ML </td><td> 10 ml / l </td><td> 20 ml </td></tr><tr><td> Serum von neugeborenen Kälbern </td><td> Invitrogen </td><td> 26010-74 </td><td> 2% (20 ml / l) </td><td> 40 ml </td></tr></tbody></table> Tabelle 3. Materialien für Speichermedium. Herstellung von Speichermedium Alle Zutaten mit den spezifischen Konzentrationen wie oben in ein Glas gegeben und gut mischen. Filtern siemit Porengröße von 0,2 Mikron-Filter (Millipore, Mailand, Italien) mit Hilfe einer Schlauchpumpe. Bewahren Sie das Medium in den Flaschen bei RT. Materialien für die Transportmittel (2000 ml). <table border="1"><tbody><tr><td> Komponenten </td><td> Lieferant </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Konzentration </td><td> Menge </td></tr><tr><td> MEM (1X) Flüssigkeit </td><td> Invitrogen </td><td> 32360-034 </td><td></td><td> 1800 ml </td></tr><tr><td> Natriumpyruvat </td><td> Invitrogen </td><td> 11360-039 </td><td> 1 mM (10 ml / l) </td><td> 20ml </td></tr><tr><td> L-Glutamin </td><td> Invitrogen </td><td> 25030-032 </td><td> 2 mM (10 ml / l) </td><td> 20ml </td></tr><tr><td> Serum von neugeborenen Kälbern </td><td> Invitrogen </td><td> 26010-74 </td><td> 2% (20 ml / l) </td&gt; <td> 40 ml </td></tr><tr><td> Dextran T500 </td><td> Pharmacosmos </td><td> 551005004007 </td><td> 6% (60 g / l) </td><td> 120 g / l </td></tr></tbody></table> Tabelle 4. Material für Transportmedium. Vorbereitung der Transportmedium Fügen Sie Dextran 6% in ~ 1,5 Liter MEM und lassen es über Nacht. Fügen Sie die restlichen Zutaten in den Medien und Filter mit 0,2-Mikrometer-Filter (Millipore, Mailand, Italien) mit einer Vakuumpumpe. Bewahren Sie das Medium in den Flaschen bei RT.

a simplified technique for in situ excision of cornea and evisceration of retinal tissue from human ocular globe

Enukleation ist der Prozess, das Abrufen des Augapfels aus einer Leichenspender Verlassen der Rest der Welt ungestört. Exzision bezieht sich auf den Abruf von Augengewebe, insbesondere Hornhaut, indem er getrennt von dem Augapfel. Ausweiden ist der Prozess des Entfernens der inneren Organe hier genannten Netzhaut. Der Augapfel besteht aus der Hornhaut, der Lederhaut, den Glaskörper, die Linse, der Iris, der Netzhaut, der Aderhaut, Muskeln etc. (Suppl. Abbildung 1). Wenn ein Patient aus Hornhautschäden leiden, muss die Hornhaut entfernt werden und ein gesundes muss man durch keratoplastischer Operationen transplantiert werden. Genetische Störungen oder Defekte in der Netzhaut-Funktion kann beeinträchtigt Vision. Menschliche Auge Globen kann für verschiedene chirurgische Verfahren wie Augen-Banking, Transplantation menschlicher Hornhaut oder Lederhaut und Forschung auf Augengeweben verwendet werden. Allerdings gibt es wenig Informationen über die menschliche Hornhaut und Netzhaut-Exzision, wahrscheinlich aufgrund der limited Zugang zu menschlichen Geweben. Die meisten Studien beschreiben ähnliche Verfahren an Tiermodellen durchgeführt. Forscher verlassen sich auf die Verfügbarkeit von gut präpariert und gut erhaltenen Augengeweben um das Wissen über menschliche Auge Entwicklung, Homöostase und Funktion zu verlängern. Da wir hohe Menge an okularen Globen, aus denen ca. 40% erhalten (Tabelle 1) von ihnen zu Forschungszwecken verwendet werden, sind wir in der Lage, sehr große Menge von Experimenten an diesen Geweben führen, definieren Techniken, um Verbrauchsteuern und bewahren Sie sie regelmäßig. Die Hornhaut ist eine avaskuläre Gewebe, das die Übertragung von Licht auf die Netzhaut ermöglicht und zu diesem Zweck sollte immer ein gutes Maß an Transparenz. Innerhalb der Hornhaut, hilft der Limbus Region, die ein Reservoir der Stammzellen ist, den Wiederaufbau von Epithelzellen und beschränkt die Wucherung der Bindehaut Aufrechterhaltung Hornhaut Transparenz und Klarheit. Die Größe und th<html> ickness der Hornhaut sind entscheidend für die klare Vision, wie Änderungen in einer von ihnen ablenken, unklare Vision führen könnte. Die Hornhaut besteht aus 5 Schichten: a) Epithel, b) Bowman-Schicht, c) Stroma, d) Descemetschen Membran und e) Endothel. Alle Schichten sollten einwandfrei funktionieren, um sicherzustellen, klare Vision 4,5,6. Die Aderhaut ist die Zwischenschicht zwischen der Tunika Sklera und der Retina, auf der Innenseite durch die Bruch-Membran begrenzt und ist verantwortlich für den Blutfluss in die Augen. Die Choroidea hilft auch, um die Temperatur und liefert Nahrung zu den äußeren Schichten der Netzhaut 5,6 zu regeln. Die Retina ist eine Schicht von Nervengewebe, das die Rückseite des Augapfels (Suppl. 1) umfasst und besteht aus zwei Teilen: einem lichtempfindlichen Teil und einen nicht-empfänglichen Teil. Die Netzhaut hilft, das Licht von der Hornhaut und der Linse zu erhalten und wandelt sie in der chemischen Energie schließlich an das Gehirn mit Hilfe des Sehnervs 5,6 übertragen. ove_content &quot;&gt; Das Ziel dieses Papiers ist es, ein Protokoll für die Präparation des Hornhaut-und Netzhaut-Gewebe aus menschlichen Auges Globen stellen. Vermeidung von Kreuzkontaminationen in das umgebende Gewebe und die Erhaltung RNA-Integrität ist von fundamentaler Bedeutung als solche Gewebe zu Forschungszwecken ausgerichtet sind unverzichtbar an (i) die Charakterisierung der Transkriptom der Augengewebe, (ii) Isolierung von Stammzellen für die regenerative Medizin-Projekte, und (iii) Bewertung der histologischen Unterschiede zwischen den Geweben von normal / den betroffenen Fächern. In diesem Beitrag beschreiben wir die Technik, die wir derzeit zur Entfernung Die Hornhaut, die Aderhaut und Netzhaut-Gewebe aus einem Augapfel. Hier bieten wir Ihnen ein detailliertes Protokoll für das Sezieren des menschlichen Augapfels und der Entfernung der Hornhaut und Netzhaut-Gewebe. Das dazugehörige Video wird den Forschern helfen, eine geeignete Technik für den Abruf lernen von kostbaren menschlichen Geweben, die schwer zu finden sind regelmäßig.

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A Simplified Technique for In situ Excision of Cornea and Evisceration of Retinal Tissue from Human Ocular Globe

Das Papier beschreibt ein vereinfachtes Verfahren zur Hornhaut-und Verbrauchssteuern zu retinalen Gewebe aus dem Augapfel von menschlichen Leichen Spendern auszuhöhlen. Die hier beschriebene Technik wird verbrauchsteuerpflichtige guter Qualität zu Geweben zur Transplantation oder chirurgische Zwecke oder Forschungszwecke ohne Beschädigung anderer Gewebe des Augapfels verwendet werden zu helfen.

Ein vereinfachtes Verfahren für<em&gt; In-situ</em&gt; Exzision der Hornhaut und der Netzhaut Ausweiden von Gewebe aus menschlichen Augapfel

Enucleation is the process of retrieving the ocular globe from a cadaveric donor leaving the rest of the globe undisturbed. Excision refers to the ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

A Simplified Technique for In situ Excision of Cornea and Evisceration of Retinal Tissue from Human Ocular Globe

20.7K Aufrufe.  Fondazione Banca Degli Occhi del Veneto O.N.L.U.S.. Das Papier beschreibt ein vereinfachtes Verfahren zur Hornhaut-und Verbrauchssteuern zu retinalen Gewebe aus dem Augapfel von menschlichen Leichen Spendern auszuhöhlen. Die hier beschriebene Technik wird verbrauchsteuerpflichtige guter Qualität zu Geweben zur Transplantation oder chirurgische Zwecke oder Forschungszwecke ohne Beschädigung anderer Gewebe des Augapfels verwendet werden zu helfen.

Serie: A Simplified Technique for In situ Excision of Cornea and Evisceration of Retinal Tissue from Human Ocular Globe

Technique to Collect Fungiform (Taste) Papillae from Human Tongue

The sense of taste is critical for human life. It informs the body about the quality of food that will be potentially ingested and stimulates metabolic processes that prepare the alimentary canal for digestion. Steady progress is being made towards understanding the early biochemical and molecular events underlying taste transduction (for a review, Breslin and Spector, 20081). However, progress to date has largely resulted from animal models. Yet, since marked differences in receptor specificity and receptor density vary among species, human taste transduction will only be understood by using human taste tissue. Here we describe a biopsy technique to collect human fungiform papillae, visible as rounded pink anterior structures, about 0.5 mm in diameter that contain taste buds. These biopsied papillae are used for several purposes including the isolation of viable taste bud cells, in situ hybridization, immunohistochemistry and, through techniques of molecular biology, the identification of taste-specific novel proteins.

Technique to Collect Fungiform Taste Papillae from Human Tongue

Knowledge of molecular mechanisms underlying gustatory transduction has recently enjoyed significant advances, largely due to using animal models. However, the wide diversity in taste sensitivity and specificity among mammals warrants studies in human tissue. We describe a biopsy technique to collect living taste cells from the papillae on human tongue.

Technik zu pilzförmigen (Taste) Papillen aus menschlichen Zunge sammeln

The sense of taste is critical for human life. It informs the body about the quality of food that will be potentially ingested and stimulates metabolic ...

Forschung

Medizin

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Eine vereinfachte Methode zur Herstellung eines ischämischen Wundmodell

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Multi-electrode Array Recordings of Human Epileptic Postoperative Cortical Tissue

Epilepsy, affecting about 1% of the population, comprises a group of neurological disorders characterized by the periodic occurrence of seizures, which disrupt normal brain function. Despite treatment with currently available antiepileptic drugs targeting neuronal functions, one third of patients with epilepsy are pharmacoresistant. In this condition, surgical resection of the brain area generating seizures remains the only alternative treatment. Studying human epileptic tissues has contributed to understand new epileptogenic mechanisms during the last 10 years. Indeed, these tissues generate spontaneous interictal epileptic discharges as well as pharmacologically-induced ictal events which can be recorded with classical electrophysiology techniques. Remarkably, multi-electrode arrays (MEAs), which are microfabricated devices embedding an array of spatially arranged microelectrodes, provide the unique opportunity to simultaneously stimulate and record field potentials, as well as action potentials of multiple neurons from different areas of the tissue. Thus MEAs recordings offer an excellent approach to study the spatio-temporal patterns of spontaneous interictal and evoked seizure-like events and the mechanisms underlying seizure onset and propagation. Here we describe how to prepare human cortical slices from surgically resected tissue and to record with MEAs interictal and ictal-like events ex vivo.

We here describe how to perform multi-electrode array recordings of human epileptic cortical tissue. Epileptic tissue resection, slice preparation and multi-electrode array recordings of interictal and ictal events are demonstrated in detail.

Multi-Elektroden-Array Recordings of Human Epileptische Postoperative Rindengewebe

Epilepsy, affecting about 1% of the population, comprises a group of neurological disorders characterized by the periodic occurrence of seizures, which ...

Isolation and Excision of Murine Aorta; A Versatile Technique in the Study of Cardiovascular Disease

Cardiovascular disease is a broad term describing disease of the heart and/or blood vessels. The main blood vessel supplying the body with oxygenated blood is the aorta. The aorta may become affected in diseases such as atherosclerosis and aneurysm. Researchers investigating these diseases would benefit from direct observation of the aorta to characterize disease progression as well as to evaluate efficacy of potential therapeutics. The goal of this protocol is to describe proper isolation and excision of the aorta to aid investigators researching cardiovascular disease. Isolation and excision of the aorta allows investigators to look at gross morphometric changes as wells as allowing them to preserve and stain the tissue to look at histologic changes if desired. The aorta may be used for molecular studies to evaluate protein and gene expression to discover targets of interest and mechanisms of action. This technique is superior to imaging modalities as they have inherent limitations in technology and cost. Additionally, primary isolated cells from a freshly isolated and excised aorta can allowing researchers to perform further in situ and in vitro assays. The isolation and excision of the aorta has the limitation of having to sacrifice the animal however, in this case the benefits outweigh the harm as it is the most versatile technique in the study of aortic disease.

Pathology of the aorta can lead to severe morbidity and mortality, therefore research of disease progression and potential therapies is warranted. Here, we present a protocol to isolate and excise the murine aorta to aid researchers in their investigation of cardiovascular disease.

Isolierung und Exzision Murine Aorta; Eine vielseitige Technik in das Studium der Herz-Kreislauf-Krankheit

Cardiovascular disease is a broad term describing disease of the heart and/or blood vessels. The main blood vessel supplying the body with oxygenated ...

Establishment of Human Epithelial Enteroids and Colonoids from Whole Tissue and Biopsy

The epithelium of the gastrointestinal tract is constantly renewed as it turns over. This process is triggered by the proliferation of intestinal stem cells (ISCs) and progeny that progressively migrate and differentiate toward the tip of the villi. These processes, essential for gastrointestinal homeostasis, have been extensively studied using multiple approaches. Ex vivo technologies, especially primary cell cultures have proven to be promising for understanding intestinal epithelial functions. A long-term primary culture system for mouse intestinal crypts has been established to generate 3-dimensional epithelial organoids. These epithelial structures contain crypt- and villus-like domains reminiscent of normal gut epithelium. Commonly, termed &#8220;enteroids&#8221; when derived from small intestine and &#8220;colonoids&#8221; when derived from colon, they are different from organoids that also contain mesenchyme tissue. Additionally, these enteroids/colonoids continuously produce all cell types found normally within the intestinal epithelium. This in vitro organ-like culture system is rapidly becoming the new gold standard for investigation of intestinal stem cell biology and epithelial cell physiology. This technology has been recently transferred to the study of human gut. The establishment of human derived epithelial enteroids and colonoids from small intestine and colon has been possible through the utilization of specific culture media that allow their growth and maintenance over time. Here, we describe a method to establish a small intestinal and colon crypt-derived system from human whole tissue or biopsies. We emphasize the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

We describe a method to establish human enteroids from small intestinal crypts and colonoids from colon crypts collected from both surgical tissue and biopsies. In this methodological article, we present the culture modalities that are essential for the successful growth and maintenance of human enteroids and colonoids.

Gründung des Menschen Epithelial Enteroids und Colonoids von Whole Gewebe und Biopsie

The epithelium of the gastrointestinal tract is constantly renewed as it turns over. This process is triggered by the proliferation of intestinal stem ...

Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to injury. In fact, the most common type of eye injury found in clinic is a corneal abrasion. Here, we utilize an ocular burr to induce an abrasion resulting in removal of the corneal epithelium in vivo on anesthetized mice. This method allows for targeted and reproducible epithelial disruption, leaving other areas intact. In addition, we describe the visualization of the abraded epithelium with fluorescein staining and provide concrete advice on how to visualize the abraded cornea. Then, we follow the timeline of wound healing 0, 18, and 72 h after abrasion, until the wound is re-epithelialized. The epithelial abrasion model of corneal injury is ideal for studies on epithelial cell proliferation, migration and re-epithelialization of the corneal layers. However, this method is not optimal to study stromal activation during wound healing, because the ocular burr does not penetrate to the stromal cell layers. This method is also suitable for clinical applications, for example, pre-clinical test of drug effectiveness.

This protocol describes a method to inflict an abrasion to the ocular surface of the mouse, and to follow the wound healing process thereafter. The protocol takes advantage of an ocular burr to partially remove the surface epithelium of the eye in anaesthetized mice.

Epitheliale Korneaabnutzung mit okulärer Burr als Modell für die Hornhaut Wundheilung

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to ...

Effect of Artificial Tear Formulations on the Metabolic Activity of Human Corneal Epithelial Cells after Exposure to Desiccation

Artificial lipid-containing tear formulations are developed to reduce tear evaporation by the restoration of a deficient tear lipid layer. Artificial tear formulations that prevent cell desiccation will result in ocular surface protection and the maintenance of cell metabolic activity. During dehydration, cells undergo the process of loss of metabolic activity and subsequently cell death. This work describes a method for assessing the efficacy of artificial tear formulations. The metabolic dye (i.e., alamarBlue) changes from a low fluorescent molecule resazurin to a fluorescent molecule resorufin in viable cells. The biological performance of an artificial tear formulation is measured as the ability of the formulation to (a) maintain cell viability and (b) provide cell protection from desiccation. Growth media and saline are used as controls for the cell viability/desiccation tests. Cells are incubated with test solutions for 30 min and then desiccated for 0 or 5 min at 37 &#176;C and 45% relative humidity. Cell metabolic activity after initial exposure and after cell desiccation is then determined. The results show the comparative effects of eye drop formulations on cell metabolic activity and desiccation protection. This method can be used to test dry eye formulations that are designed to treat individuals with evaporative dry eye.

The purpose of this protocol is to evaluate if different artificial tear formulations can protect human corneal epithelial cells from desiccation using an in vitro model. After exposure to artificial tear formulations and desiccation, human corneal epithelial cells are assessed for metabolic activity.

Wirkung künstlicher Tränenformulierungen auf die Metabolische Aktivität menschlicher Hornhautepithelzellen nach Exposition gegenüber Dericcation

Artificial lipid-containing tear formulations are developed to reduce tear evaporation by the restoration of a deficient tear lipid layer. Artificial tear ...

Characterization of a Novel Human Organotypic Retinal Culture Technique

Previous human organotypic retinal culture (HORC) models have utilized detached retinas; however, without the structural support conferred by retinal pigment epithelium-choroid (RPE-choroid) and sclera, the integrity of the fragile retina can easily be compromised. The aim of this study was to develop a novel HORC model that contains the retina, RPE-choroid and sclera to maintain retinal integrity when culturing retinal explants.
After cutting circumferentially along the limbus to remove iris and lens, four deep incisions were made to flatten the eyecup. In contrast to previous HORC protocols, a trephine was used to cut through not only the retina but also the RPE-choroid and sclera. The resultant triple-layered explants were cultured for 72 h. Hematoxylin and Eosin staining (H&#38;E) was used to assess anatomical structures and retinal explants were further characterized by immunohistochemistry (IHC) for apoptosis, M&#252;ller cell integrity and retinal inflammation. To confirm the possibility of disease induction, explants were exposed to high glucose (HG) and pro-inflammatory cytokines (Cyt), to mimic diabetic retinopathy (DR). The Luminex magnetic bead assay was used to measure DR-related cytokines released into the culture medium.
H&#38;E staining revealed distinct retinal lamellae and compact nuclei in retinal explants with the underlying RPE-choroid and sclera, while retinas without the underlying structures exhibited reduced thickness and severe nuclei loss. IHC results indicated absence of apoptosis and retinal inflammation as well as preserved M&#252;ller cell integrity. The Luminex&#160;assays showed significantly increased secretion of DR-associated pro-inflammatory cytokines in retinal explants exposed to HG + Cyt relative to baseline levels at 24 h.
We successfully developed and characterized a novel HORC protocol in which retinal integrity was preserved without apoptosis or retinal inflammation. Moreover, the induced secretion of DR-associated pro-inflammatory biomarkers when exposing retinal explants to HG + Cyt suggests that this model could be used for clinically translatable retinal disease studies.

This study aims to develop a novel human organotypic retinal culture (HORC) model that prevents compromising retinal integrity during explant handling. This is achieved by culturing the retina with the overlying vitreous and the underlying retinal pigment&#160;epithelium-choroid (RPE-choroid) and sclera.

Charakterisierung einer neuartigen humanen organotypischen Netzhautkulturtechnik

Previous human organotypic retinal culture (HORC) models have utilized detached retinas; however, without the structural support conferred by retinal ...

Retinal Organoid Induction System for Derivation of 3D Retinal Tissues from Human Pluripotent Stem Cells

Retinal degenerative diseases are the main causes of irreversible blindness without effective treatment. Pluripotent stem cells that have the potential to differentiate into all types of retinal cells, even mini-retinal tissues, hold huge promises for patients with these diseases and many opportunities in disease modeling and drug screening. However, the induction process from hPSCs to retinal cells is complicated and time-consuming. Here, we describe an optimized retinal induction protocol to generate retinal tissues with high reproducibility and efficiency, suitable for various human pluripotent stem cells. This protocol is performed without the addition of retinoic acid, which benefits the enrichment of cone photoreceptors. The advantage of this protocol is the quantification of EB size and plating density to significantly enhance the efficiency and repeatability of retinal induction. With this method, all major retinal cells sequentially appear and recapitulate the main steps of retinal development. It will facilitate downstream applications, such as disease modeling and cell therapy.

Here we describe an optimized retinal organoid induction system, which is suitable for various human pluripotent stem cell lines to generate retinal tissues with high reproducibility and efficiency.

Retinale Organoid-Induktionssystem zur Ableitung von 3D-Netzhautgewebe aus humanen pluripotenten Stammzellen

Retinal degenerative diseases are the main causes of irreversible blindness without effective treatment. Pluripotent stem cells that have the potential to ...

Human Subcutaneous Adipose Tissue Sampling Using a Mini-Liposuction Technique

Studies on adipose tissue are useful in understanding metabolic and other conditions. Human subcutaneous adipose tissue is accessible. With appropriate training and strict adherence to aseptic technique, subcutaneous adipose samples can be safely and efficiently obtained in a non-clinical setting by researchers. Following the administration of local anesthetic lateral to the umbilicus, a 14 G needle attached to a 5 or 10 mL syringe is inserted through the skin into the subcutaneous tissue. Under suction, the syringe is moved in a reciprocating, slicing motion to isolate fragments of adipose tissue. Withdrawing the plunger is enough to ensure that adipose tissue fragments are aspirated through the needle into the syringe. A single biopsy can collect about 200 mg of tissue. This biopsy technique is very safe for both participants and research staff. Following the biopsy, participants can resume most everyday activities, although they should avoid swimming and overly strenuous activities for 48 h to avoid excessive bleeding. Participants can safely undergo 2 biopsies within a single day, meaning that the technique can be applied in before-after acute intervention studies.

The manuscript and associated video demonstrate a percutaneous biopsy technique to obtain samples of subcutaneous adipose tissue from areas surrounding the umbilicus. This method is a low-risk and efficient way to investigate a range of parameters (e.g., gene or protein expression, enzyme activity, lipid content) within adipose tissue.

Probenahme von subkutanem Fettgewebe beim Menschen mit einer Mini-Fettabsaugungstechnik

Studies on adipose tissue are useful in understanding metabolic and other conditions. Human subcutaneous adipose tissue is accessible. With appropriate ...