Wir möchten bestätigen, dass diese Technik wurde ursprünglich von Sparta et al., 2012 beschrieben und wurde leicht für den Einsatz im Labor geeignet.

* Alle Materialien zusammen mit den jeweiligen Herstellern und / oder Lieferanten sind unter dem Protokoll aufgeführt. Ein. Montage von Implant <ol><li> Vorbereitung einer Mischung aus wärmehärtbaren faseroptischen Epoxid durch Zugabe von 100 mg Härter zu 1 g Harz. </li><li> Zuschneiden und etwa 35 mm von 125 um mit Faseroptik 100 um Kern durch erziehlt sie mit einer keilförmigen Spitze Carbid Schreiber. Positionieren Sie den Schreiber senkrecht zur Glasfaser-und Gäste in einem einzigen, unidirektionale Bewegung. Schneiden der Faser komplett beschädigen den Faserkern. </li><li> Legen Sie eine LC Keramikring mit einem 127 um trugen in den Schraubstock, wies konvexen Seite nach unten. </li><li> Legen Sie die Glasfaser in die Zwinge. Faseroptischer sollte ohne größeren Kraftaufwand und geringfügig über die konvexe Ende der Hülse (1a) abstehen. </li><li> Einen Tropfen wärmehärtbaren Glasfaser Epoxy dem flachen Ende und Wärme mit Heißluftpistole bis Epoxy schwarz wird. Das Epoxid solltefüllen die Ferrule, wie es erhitzt wird und vor der Härtung. Das Epoxidharz sollte innerhalb von ~ 1 min konstanter Wärmezufuhr zu heilen. </li><li> Entfernen jeglicher Epoxy entlang den Seiten der Hülse, so wird es Schnittstellenvorrichtung mit dem Kuppler zu behindern. </li><li> Polieren der konvexen Ende der Hülse unter Verwendung eines LC faseroptischen Polierscheibe (FOPD) auf Aluminiumoxid Polieren Blätter auf dem Polierkissen (Abb. 1b). Stellen kreisförmige Rotation Muster und polieren auf vier Noten in der folgenden Reihenfolge: 5, 3, 1 0,3 um Korn. </li><li> Ausschneiden des faseroptischen am flachen Ende auf die entsprechende Länge, dass sie die Region von Interesse zielt. Die Länge kann mit dem stereotaktischen Atlas sein. </li><li> Testen des Implantats durch den Anschluss an den Laser über den Koppler Schnur unten beschrieben. Die polierte Ende des Implantats in die Hülse des Kopplers eingesetzt und sollte direkten Kontakt mit der gegenüberliegenden Hülse zu machen. Das Implantat sollte in der Lage sein zu 10 mW Lichtleistung beizubehalten, gemessen an der Spitze des the Implantat Faser. Eine schlechte Implantat wird eine schwache Brennpunkt nahe der Spitze des faseroptischen. </li><li> Bewahren Sie die fertigen Implantate (Abbildung 1c) in Schaum bis zur Verwendung. </li></ol> 2. Versammlung der Fiber Optic Coupler Cord <ol><li> Vorbereitung einer Mischung aus wärmehärtbaren faseroptischen Epoxy wie oben. </li><li> Zuschneiden und eine geeignete Länge von 220 um mit Faseroptik 200 um Kern durch erziehlt sie mit einer keilförmigen Spitze Carbid Schreiber. Die Länge der Faser sollte es der Maus frei bewegen um das Gehäuse zu ermöglichen, aber nicht die Maus durch die Faser zu kauen. </li><li> Legen des faseroptischen in eine Länge von Schlauch Furkation etwas länger als die faseroptischen Länge. Der Schlauch sollte einen Innendurchmesser wenig größer als der Glasfaser. </li><li> Streifen ~ 25mm an einem Ende des LWL und legen Sie sie in das Metall Ende eines Multimode FC MM Ferrulenmontage mit 230 um Bohrung bis zum Anschlag. Der LWL sollte ragen durch die ferrule Ende (Abbildung 2a). </li><li> Sichern Sie die Verbindung mit Cyanacrylat (Sekundenkleber) an der Metall Ende. Decken Sie die Verbindung mit einem Anschluss-Boot und polieren Sie die Aderendhülse mit einem FC FOPD. Stellen kreisförmige Rotation Muster und Politur auf vier Klassen in der folgenden Reihenfolge: 5, 3, 1, 0,3 um grit (Abbildung 2b). </li><li> Streifen und stecken Sie das andere Ende des LWL in einem LC Keramikring (230 um id Bohrung) mit der konvexen distalen Ende. Geben Sie einen Tropfen Epoxy dem flachen Ende und erhitzen, bis geheilt. </li><li> Polieren der konvexen Ende der Hülse unter Verwendung eines FC FOPD auf Aluminiumoxid Polieren Blatt wie oben beschrieben. </li><li> Schieben eines LC Ferrule Hülse über dem konvexen Ende der Hülse bis zum Mittelpunkt der Hülse. </li><li> Ort Schrumpfschlauch über die Furkation Schlauch und Muffe und Wärme zu sichern und schützen die Verbindung (Abbildung 2c). </li><li> Testen des Kopplers durch Anschließen an der Laserquelle und Messen des Lichts output durch den Koppler mit einem Spektralphotometer. Der Lichtverlust zwischen dem Laserausgangssignal und dem gemessenen Kopplerausgang sollte 30% nicht übersteigen. </li></ol> 3. Chirurgische Implantation * Dies ist ein Spitzen-only Verfahren. Instrumente sind steril aber Handschuhe müssen nicht sein, aufgrund der ständigen Manipulation zwischen den Instrumenten und Geräten. <ol><li> Anästhesieren die Maus mit einer intraperitonealen Injektion Ketamin / Xylazin Gemisch 100 und 10 mg / kg unter Verwendung eines 30-Gauge-Nadel. </li><li> Rasur der Kopfhaut mit Klipper. Wischen Sie die Kopfhaut mit 70% igem Alkohol Betasept wischen (4% Chlorhexidin-Lösung) für zwei Minuten und wiederholte einmal gefolgt. </li><li> Platzieren Sie die Maus in der sterotaxic rig und sichern den Kopf, so dass der Schädel Ebene ist. Bewerben Augensalbe die Augen zu Trockenheit und postoperative Schmerzen zu verhindern. Aufrechterhaltung der Narkose mit Isofluran verflüchtigten (1-3% mit Sauerstoff abhängig vom physiologischen Zustand des mou verdünntse, die kontinuierlich durch Reaktion auf ein Schwanz Pinch überwacht werden sollten). </li><li> Machen Sie einen Schnitt durch die Mittellinie der Kopfhaut, Aussetzen des Schädels aus den Augenhöhlen Lambda. Beiseite schieben Bindegewebes wie nötig. </li><li> Verwenden Serafin Klammern zurück zu halten die Haut und pflegen einen Zugriff auf den Schädel (Abb. 3a). </li><li> Ätzen eines karierten Muster über der Oberfläche des Schädels mit einem Zahnstocher. Waschen Sie Schmutz weg mit steriler Kochsalzlösung. Gründlich trocknen. </li><li> Bewerben Wasserstoffperoxid (3%) der exponierten Schädel mit einem Wattestäbchen für ~ 2-3 Sek. Mikroporen zu schaffen. Waschen mehrfach und gründlich trocknen. Alternativ können Anker in das Kranium eingeschraubt werden, wie in Sparta et al. (2012). </li><li> Auch waschen etch ein kariertes Muster über den Schädel mit einem Zahnstocher und weg Schmutz mit Kochsalzlösung. Gründlich trocknen. </li><li> Verwendung eines rotierenden Werkzeugs, einen kleinen Bohrlochring Kraniotomie (&lt;1 mm Durchmesser) mit einer sterilen Bohrkrone(Autoklaviert) über dem Bereich von Interesse von der stereotaktischen Atlas kalibriert Bregma und Lambda ermittelt. Achten Sie darauf, die Dura Bruch oder Beschädigung jedes Gewebe. Abwaschen Schutt und gründlich trocknen. </li><li> Legen Sie die LWL-Ferrule (Implantat) in den Sondenhalter und eine Verbindung zum stereotaktischen Arm. </li><li> Positionieren Sie das Implantat an Ort und Stelle direkt über der Region von Interesse mit der stereotaktischen Arm (Abbildung 3b). Wenn Einführen der optischen Faser in das Hirngewebe, sollte die Faser langsam mit einer Geschwindigkeit von ~ 2 mm / min vorangetrieben. Die Zwinge sollte auf den verbleibenden Schädel ruhen. </li><li> Bereiten Sie eine Mischung von Zahnzement. Die Mischung sollte eine ausreichend niedrige Viskosität, um bequem über die Schädeldecke anzuwenden. Mischung wird nutzbar für 2-4 min. </li><li> Verwendung einer sterilen Zahnstocher, eine dünne, gleichmäßige Schicht Dentalzement über den Schädel und auf das untere Teil des Implantats. Die Basisschicht der Dentalzement sollte so viel Fläche auf dem Schädel abzudecken, wiemöglich. Lassen Sie die zahnärztliche Zement in Kontakt mit der Haut der Maus stammen. Dies führt zu einer erhöhten Schwierigkeiten bei der Vernähung sowie Reizungen der Maus führen. Wenn der Dentalzement in Kontakt mit der Haut in Berührung kommen wird, damit sie teilweise zu trocknen, so dass die gesamte Schicht von Zement off-Einstellung kann vor geschält werden. </li><li> Lassen Sie es vollständig trocknen. </li><li> Gelten auch Schichten von Zahnzement, um einen kleinen Hügel über dem Schädel und um das Implantat zu bilden, so dass jede Schicht vollständig trocknen (Abbildung 3c). Lassen ~ 3-5 mm der konvexen Ende der Hülse frei von Zement für eine glatte, ungehinderte Verbindung zu ermöglichen. </li><li> Naht der Kopfhaut über die Hügel von Zahnzement und um das Implantat mit sterilen Einweg-Seide geflochtene Nahtmaterial (6-0) mit einem C22 Nadel. Entfernen Sie nach 7 Tagen. Optional: Verwenden Vet Bond für zusätzliche Bindung nach Naht. Achten Sie darauf, minimal Vet Bond verwenden. Excess kann zu schweren Hautschäden durch Kratzen führen. </li><li> SOFORTy nach der Operation sollte Maus subkutan mit Ketprophen (5 mg / kg) injiziert werden, um postoperative Schmerzen verringern. Dies sollte 24 Stunden später wiederholt werden. Anwenden topischen Analgetika (Bupivacain) und Antibiotika (Neosporin) an die Haut angenäht und um die Basis des Implantats. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einem Käfig über eine Heizdecke für die Wiederherstellung aus der Narkose. Platzieren Sie die Maus in einem sterilen, postoperative Erholung Käfig. Die Erholung Käfig sollte enthalten keine Betten, um die Temperatur zu halten und zu vermeiden Ersticken. Die Maus kann zur ursprünglichen Käfig oder einen neuen Käfig einmal wach zurückzusenden. </li></ol> Ordnungsgemäßen Montage des faseroptischen Kopplers Implantat und führt zu einer minimalen Verlust Photonen zwischen der Lichtquelle und dem Ende des Faseroptik in der Region des Interesses. Gut polierten Lichtwellenleiter sollte Licht in einem einheitlichen, konzentrischen Kreis (Abbildung 2d) zu übertragen. Bei sorgfältiger Implantation und Nähen, verursacht das Implantat keinen sichtbaren Irritationendie Maus und kann anstelle für Langzeituntersuchungen (Abbildung 3d,&gt; 1 Monat, unveröffentlichte Beobachtungen) bleiben ohne nennenswerte Degradation des LWL oder die Menge des übertragenen Lichts. Unsachgemäße Implantation oder Nähen kann Reizungen und kann in der Maus Verkratzen durch seine Kopfhaut führen, Aussetzen der Dentalzement oder Bruch der Hülse aus der Dentalzement aufgrund einer persistierenden Manipulation. Eine schematische Darstellung des zusammengefügten Systems kann in 4 gesehen werden. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig1.jpg" /> Abbildung 1. Montage von implantierbaren Faseroptik. (A) Der LWL in die Hülse eingesetzt ist, geringfügig überragt dem konvexen Ende durch die Pfeilspitze angezeigt. (B) Die konvexe Ende der Ferrule poliert wird unter Verwendung eines auf FOPD zunehmend feineren Qualitäten von Polieren Blatt. (C) Die fertige implantierbare Faser optic. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50004/50004fig1large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig2.jpg" /> Abbildung 2. Montage der LWL-Koppler verwendet werden, um das Halteseil Faseroptische Drehverbindung mit dem Implantat. (A) LWL Kleben durch die Ferrulenbaugruppe. (B) Die Ferrule Seite der Anordnung in die FOPD und poliert mit zunehmend feineren Qualitäten von Papier Polieren eingefügt. (C) Die Ferrule Hülse über die Ferrule eingepasst und befestigt mit Schrumpfschlauch. (D) Das fertige LWL-Koppler sollte einen konzentrischen Licht mit minimalem Verlust Photon. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig3.jpg" /> Abbildung 3. Chirurgische Implantation der Faseroptik. (A) Die gesamte Oberfläche des Cranium ausgesetzt ist und Bindegewebe gelöscht wird. (B) Der faseroptische Implantat in Position mit dem stereotaktischen Arm gehalten. (C) Dentalzement aufgebracht Befestigen des faseroptischen Implantat zum Schädel. (D)&gt; 1 Monat nach der Implantation ist die Haut rund um das Implantat verheilt und es gibt keine Anzeichen von Irritation. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig4.jpg" /> Abbildung 4. Schematische Darstellung des funktionalen Systems

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	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neuronal+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neuronal activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Trangenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Trangenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54, 205-218 (2007).</li><li>Gradinaru, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+approaches+for+diversifying+and+extending+optogenetics.">Molecular and cellular approaches for diversifying and extending optogenetics.</a> Cell. 141, 165-16 (2010).</li><li>Luo, L., Callaway, E. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+neural+circuits.">Genetic dissection of neural circuits.</a> Neuron. 57, 634-660 (2008).</li><li>Arenkiel, B. R., Ehlers, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+genetic+and+imaging+technologies+for+circuit+based+neuroanatomy.">Molecular genetic and imaging technologies for circuit based neuroanatomy.</a> Nature. 461, 900-907 (2009).</li><li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+interrogation+of+neural+circuits:+technology+for+probing+mammalian+brain+structures.">Optogenetic interrogation of neural circuits: technology for probing mammalian brain structures.</a> Nat. Protoc. 5, 439-456 (2010).</li><li>Adamantidis, A. R., Zhang, F., Aravanis, A. M., Deisseroth, K., de Lecea, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+substrates+of+awakening+probed+with+optogenetic+control+of+hypocretin+neurons.">Neural substrates of awakening probed with optogenetic control of hypocretin neurons.</a> Nature. 450, 420-424 (2007).</li><li>Sparta, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+implantable+optical+fibers+for+long-term+optogenetic+manipulation+of+neural+circuits.">Construction of implantable optical fibers for long-term optogenetic manipulation of neural circuits.</a> Nature Protocols. 7, 12-23 (2012).</li><li>Stuber, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+transmission+from+the+amygdala+to+nucleus+accumbens+facilitates+reward+seeking.">Excitatory transmission from the amygdala to nucleus accumbens facilitates reward seeking.</a> Nature. 475, 377-380 (2011).</li><li>Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+a+hippocampal+engram+activates+fear+memory+recall.">Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall.</a> Nature. 484, 381-385 (2012).</li></ol>

Optogenetik ist eine leistungsstarke neue Technik, die eine beispiellose Kontrolle über spezifische neuronale Subtypen ermöglicht. Dies kann ausgenutzt werden, um modulieren neuronalen Schaltkreise mit anatomischen und zeitliche Präzision werden, unter Vermeidung der Zelltyp wahllosen und invasive Wirkung elektrischer Stimulation durch eine Elektrode. Implantation von Lichtwellenleitern ermöglicht eine konsistente, chronische Stimulation von neuronalen Schaltkreisen über mehrere Sitzungen an wachen, verhalten Mäus...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz oder Equipment </td><td> Firma </td><td> Katalog # </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> LC Ferrule Sleeve </td><td> Precision Fiber Products (PFP) </td><td> SM-CS125S </td><td> 1,25 mm ID </td></tr><tr><td> FC MM vormontierten Stecker </td><td> PFP </td><td> MM-CON2004-2300 </td><td> 230 um Ferrule </td></tr><tr><td> Miller FOPD-LC Disc </td><td> PFP </td><td> M1-80.754 </td><td> Für LC Aderendhülsen </td></tr><tr><td> Furcation Schlauch </td><td> PFP </td><td> FF9-250 </td><td> 900 um od, 250 um id </td></tr><tr><td> MM LC-Stick Ferrule 1,25 mm </td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-1270 </td><td> 127 um ID Bohrung </td></tr><tr><td> MM LC-Stick Ferrule 1,25 mm </td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-2300 </td><td> 230 umID Bohrung </td></tr><tr><td> Hitzehärtbaren Epoxidharz, Härter und Harz </td><td> PFP </td><td> ET-353ND-16OZ </td><td></td></tr><tr><td> FC / PC und SC / PC Stecker Polierscheibe </td><td> Thorlabs </td><td> D50-FC </td><td> Für FC Aderendhülsen </td></tr><tr><td> Digitale optische Leistung und Energiemessgerät </td><td> Thorlabs </td><td> PM100D </td><td> Spektrophotometer </td></tr><tr><td> Polierschwamm </td><td> Thorlabs </td><td> NRS913 </td><td> 9 &quot;x 13&quot; 50 Durometer </td></tr><tr><td> Aluminiumoxid Läppen (Polieren) Sheets: 0,3, 1, 3, 5 mm Körnung </td><td> Thorlabs </td><td> LFG03P, LFG1P, LFG3P, LFG5P </td><td></td></tr><tr><td> Standard Hard Cladding Multimode Fiber </td><td> Thorlabs </td><td> BFL37-200 </td><td> Low OH, 200 &amp;mgr; Core, 0,37 NA </td></tr><tr><td> Fiber Stripping Tool </td><td> Thorlabs </td><td> T10S13 </td><td> Clad / Coan: 200 um / 300 um </td></tr><tr><td> Quarz / Quarz-Optical Fiber </td><td> Polymicro Technologies </td><td> FVP100110125 </td><td> High-OH, UV Enhanced, 0,22 NA </td></tr><tr><td> 1x1 Fiberoptic Rotary Joint </td><td> doric Objektive </td><td> FRJ_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> Mono Fiberoptic Patchkabel </td><td> doric Objektive </td><td> MFP_200/230/900-0.37_2m_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> Schrumpfschlauch, 1/8 Zoll </td><td> Allied Electronics </td><td> 689-0267 </td><td></td></tr><tr><td> Heißluftgebläse </td><td> Allied Electronics </td><td> 972-6966 </td><td> 250 W; 750-800 ° F </td></tr><tr><td> Wattestäbchen Applikatoren </td><td> Puritan Medical Products Company </td><td> 806-WC </td><td></td></tr><tr><td> VetBond Gewebekleber </td><td> Fischer Scientific </td><td> 19-027136 </td><td></td></tr><tr><td> Flash-Prothesenkunststoff </td><td> Yates Motloid </td><td> ColdPourPowder + Liq </td><td></td></tr><tr><td> BONN Miniature Irisschere </td><td> Integra Miltex </td><td> 18-1392 </td><td> 3-1/2 &quot;(8,9 cm), gerade, 15 mm Klingen </td></tr><tr><td> Johns Hopkins Bulldog Clamp </td><td> Integra Miltex </td><td> 7-290 </td><td> 1-1/2 &quot;(3,8 cm), gebogen </td></tr><tr><td> MEGA-Torque Elektro Lab Motor </td><td> Vektor </td><td> EL-S </td><td></td></tr><tr><td> Panther Burs-Ball Nr. 1 </td><td> Clarkson Laboratory </td><td> 77,1006 </td><td></td></tr><tr><td> Violet Blue Laser System </td><td> CrystaLaser </td><td> CK473-050-O </td><td> Wellenlänge: 473 nm </td></tr><tr><td> Laser Power Supply </td><td> CrystaLaser </td><td> CL-2005 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont Nr. 2 Laminektomie Pinzetten </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11223-20 </td><td></td></tr><tr><td> Sonde </td><td> Fine Science Tools </td><td> 10140-02 </td><td></td></tr><tr><td> 5 &quot;Straight Hemostat </td><td> EXCELTA </td><td> 35-PH </td><td></td></tr><tr><td> Vise mit gewichteten Basis </td><td> Altex Electronics </td><td> PAN381 </td><td></td></tr></tbody></table>

fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue

Aufklärung Muster neuronaler Konnektivität ist eine Herausforderung sowohl für Grundlagenforschung und der klinischen Neurowissenschaften. Elektrophysiologie ist der Goldstandard für die Analyse von Mustern der synaptischen Verbindungen, aber gepaart elektrophysiologischen Aufnahmen können sowohl umständlich und experimentell begrenzen. Die Entwicklung Optogenetik eine elegante Methode, um Neuronen anzuregen und Schaltungen eingeführt, sowohl in vitro als auch in vivo ein 2,3. Durch Ausnutzung zelltypspezifisch Promotoraktivität zu Opsin Expression in diskreten neuronale Populationen anzutreiben, kann man exakt stimulieren genetisch definierten neuronalen Subtypen in verschiedenen Schaltungen 4-6. Nun beschriebenen Methoden zu Neuronen, einschließlich elektrischer Stimulation und / oder pharmakologische Manipulationen, stimulieren sind oft Zelltyp wahllosen, invasiv und kann das umgebende Gewebe zu beschädigen. Diese Einschränkungen verändern könnten normale synaptische Funktion und / oder Schaltung Verhalten. Darüber hinaus wird durchdie Art der Manipulation sind die derzeitigen Methoden oft akuten und Terminal. Optogenetik bietet die Möglichkeit, Nervenzellen in einer relativ harmlosen Weise zu stimulieren, und bei genetisch gezielt Neuronen. Die Mehrzahl der in vivo Studien an Optogenetik derzeit eine optische Faser durch eine Kanüle implantiert 6,7 geführt, jedoch enthalten Beschränkungen dieses Verfahrens geschädigt Hirngewebe mit wiederholten Einführen einer optischen Faser, und potentielle Bruch der Faser in der Kanüle. Angesichts der wachsenden Gebiet der Optogenetik, ist eine zuverlässige Methode der chronische Stimulation notwendig Langzeitstudien mit minimalen Sicherheiten Gewebeschäden zu erleichtern. Hier stellen wir unseren modifizierten Protokoll als Video Artikel, das Verfahren wirksam und elegant in Sparta et al ergänzen. 8 für die Herstellung eines faseroptischen Implantats und dessen dauerhafte Befestigung auf dem Schädel narkotisierten Mäusen, sowie die Montage der FaserKoppler Verbinden des Implantats an einer Lichtquelle. Das Implantat, mit optischen Fasern, um eine Festkörper-Laser verbunden ist, ermöglicht eine effiziente Methode, um chronisch photostimulate funktionelle neuronale Schaltkreis mit weniger Gewebeschädigung 9 mit kleinen abnehmbaren, Haltegurte. Dauerhafte Fixierung der LWL-Implantate sorgt für konsistente, langfristige in vivo optogenetische Studien neuronaler Schaltkreise in wach, verhalten Mäusen 10 mit minimaler Gewebeschädigung.

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Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Die Entwicklung Optogenetik bietet nun die Mittel zur Stimulierung genau genetisch definierten Neuronen und Schaltungen, sowohl<em&gt; In vitro</em&gt; Und<em&gt; In vivo</em&gt;. Hier beschreiben wir die Montage und Implantation eines faseroptischen für chronische Fotoanregung des Hirngewebes.

LWL-Implantation für chronische optogenetische Stimulation des Hirngewebes

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

fiber-optic-implantation-for-chronic-optogenetic-stimulation-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

44.4K Aufrufe.  Baylor College of Medicine (BCM). Die Entwicklung Optogenetik bietet nun die Mittel zur Stimulierung genau genetisch definierten Neuronen und Schaltungen, sowohl In vitro Und In vivo. Hier beschreiben wir die Montage und Implantation eines faseroptischen für chronische Fotoanregung des Hirngewebes.

Serie: Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Combining Transcranial Magnetic Stimulation and fMRI to Examine the Default Mode Network

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful rest."1,2,3 It is thought the default mode network corresponds to self-referential or "internal mentation".2,3
It has been hypothesized that, in humans, activity within the default mode network is correlated with certain pathologies (for instance, hyper-activation has been linked to schizophrenia 4,5,6 and autism spectrum disorders 7 whilst hypo-activation of the network has been linked to Alzheimer's and other neurodegenerative diseases 8). As such, noninvasive modulation of this network may represent a potential therapeutic intervention for a number of neurological and psychiatric pathologies linked to abnormal network activation. One possible tool to effect this modulation is Transcranial Magnetic Stimulation: a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.9
In order to explore the default mode network's propensity towards and tolerance of modulation, we will be combining TMS (to the left inferior parietal lobe) with functional magnetic resonance imaging (fMRI). Through this article, we will examine the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools.

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the combination of TMS and fMRI to examine the effects of brain stimulation on the default network.

Die Kombination TMS und fMRT dem Standard-Modus Netzwerk Untersuchen

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful ...

Forschung

Neurowissenschaften

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Mit dem Theta-Burst-Protokoll zu Mechasnism der Plastizität in Individuen sich mit Fragile X-Syndrom und Autismus

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

State-Dependency Auswirkungen auf TMS: Ein Blick auf Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

Die Neurostar TMS Device: Die Durchführung der FDA genehmigten Protokoll für die Behandlung von Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

Optogenetische Stimulation des Hörnervs

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

Ex Vivo optogenetische Dissection of Fear Schaltkreise in Hirnschnitten

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...