Diese Arbeit wurde von einem Stanford Deans Fellowship (SEJdV), einem National Institutes of Health Director der Pioneer Award (TRC DP0035350), ein McKnight Foundation Scholar Award (TRC) und R01 EY022638 (TRC) finanziert.

Ein. Generieren Channelrhodopsin Flies <ol><li> Kreuz UAS-ChR2 Fliegen mit dem Gal4-Treiber Ihrer Wahl, verwenden wir G105-Gal4, die in Foma-1 Neuronen in der optischen Loben exprimiert wird. </li><li> Um die Möglichkeit einer visuellen Antwort auf das blaue Licht Stimulation zu eliminieren, sind beide Leitungen in Fliege aw + norpA Hintergrund. </li><li> End Ergebnis: w + norpA; G105-Gal4/UAS-ChR2 + </li><li> Nach erwachsenen Fliegen schlüpfen, legen ausgewählten Weibchen auf frische Lebensmittel, mit 10 uM all-trans-Retinal (ein Co-Faktor für ChR2 erforderlich) und vor Licht geschützt ergänzt, für 3 Tage vor der Durchführung des Verhaltens Assay. </li></ol> 2. Machen Sie 10 uM All-trans-Retinal Verbesserte Lebensmittel <ol><li> Man löst 100 mg des all-trans-Retinal in 17,6 ml 95% Ethanol, um 20 mM Retinal. All-trans-Retinal aus Licht halten zu allen Zeiten geschützt. </li><li> Melt-Standard Maismehl essen fliegen in der Mikrowelle und abkühlen lassen, bis warm an. </li><li> Mix 50 ul 20 mMall-trans-Retinal in Fläschchen von 10 ml essen fliegen. </li><li> Lassen Fläschchen abkühlen und halten vor Licht geschützt. </li></ol> 3. Ausrüstung <ol><li> Pipettenspitzen: Standard 1.000 ul Pipettenspitzen sind in der Nähe der Spitze geschnitten, wodurch ein Porendurchmesser von ~ 2,25 mm. </li><li> Platform (siehe Abbildung 1). <ol><li> Ein Delrin Base wurde 17 cm X 25 cm, mit Gewindebohrungen an jeder Ecke zu ¼ &quot;NPT Kühlmittelschlauch Stecker passen gebaut. </li><li> Eine vertikale Halterung aus Delrin hergestellt, ist mit dem Zentrum der Basis befestigt. Die Abmessungen sind 25 mm X 40 mm X 65 mm (Breite x Tiefe x Höhe). Eine 10 mm breite Rille läuft über die Länge des Halters, mit einer Flügelschraube an der Unterseite. Eine Plattform ist an der Oberseite des Halters befestigt ist, 25 mm x 40 mm x 10 mm, mit einer 3,5 mm Bohrung mit der Nut in dem Halter ausgerichtet ist. </li></ol></li><li> LED-Arrays (siehe Abbildung 1). <ol><li> Vier Arme Kühlmittelschlauch, ~ 18 cm lang, sind mit der Plattform angebracht base mit dem Wasserschlauch anschließen. Kühlflüssigkeitsleitung wird nur als Strukturträger verwendet und nicht für Kühlzwecke. </li><li> Richtig beabstandeten Rillen sind in das letzte Stück des Kühlmittels Abspritzen von jedem Arm für die Anbringung eines Wärmeschilds mit dem Ende jedes Armes abgeschnitten. </li><li> Eine blaue LED Rebel Tri-Stars wird jeder Kühlkörper mit pre-cut thermische Klebeband befestigt. A Carclo 18 ° Tri-Objektiv ist auf jeden Tri-Star angebracht. </li><li> LED Tri-Sterne sind an den DC BuckPuck Treiber und einer Energieversorgung wie angegeben verdrahtet. Wir haben unser Set-up mit jedem BuckPuck Speisung von zwei Tri-Stars in Reihe angeordnet. </li><li> Beleuchtung aller vier LED Tri-Stars bei 700 mA ergab eine Bestrahlungsstärke von 713 W / m 2 auf unserer Plattform. </li></ol></li><li> Kamera: Die Kamera wird auf einem kleinen Stativ montiert und konzentrierte sich auf die Oberseite der Plattform. </li></ol> 4. Behavioral Assay <ol><li> Kurz betäuben Fliegen auf Eis. </li><li> Zeigen einzelnen Fliegen in Pipettenspitzen, mit Klebeband zu schließenbeide Enden der Spitze. </li><li> Nachdem die Fliegen geweckt haben und aktiv erkunden die Pipettenspitze, entfernen Sie das Klebeband und legen Sie eine Pipette in die Nut in der vertikalen Halterung. Die Flügelschraube wird die Pipettenspitze zu befestigen und um die Unterseite der Spitze zu schließen. </li><li> Wie die Fliege erforscht die Pipettenspitze (typischerweise 30 bis 60 sec), starten Sie die Kamera die Aufnahme kurz vor der Fliege von der Spitze auf die Plattform entsteht. </li><li> Nachdem die Fliege auf der Plattform entstanden ist, warten 1-2 seco, und schalten Sie auf den blauen LEDs. Verwenden Sie einen Timer manuell messen die Zeit, bis die Fliege initiiert Flug. </li></ol>

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	<li>Venken, K., Simpson, J., Bellen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulations+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulations of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Gordon, M., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+control+in+a+Drosophila+taste+circuit.">Motor control in a Drosophila taste circuit.</a> Neuron. 61, 373-384 (2009).</li><li>Suh, G. S. 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Keine Interessenskonflikte erklärt.

<html> Wir haben optogenetische Stimulation der Flucht Verhaltensweisen durch Baden frei zu Fuß Fliegen in helles blaues Licht gezeigt. Dies kann leicht angepasst werden, um andere Verhaltensweisen in frei zu Fuß Fliegen zu untersuchen, und können zu größeren Plattformen, indem Sie einfach Tiling die LED-Arrays wir über eine größere Fläche verwendet skaliert werden. Verwenden Sie entweder die kostengünstige Kamera, die wir beschreiben, oder andere verfügbare Kamera-Systeme, kann der Anwender individuell die Bi...

Eine wachsende Arsenal von genetisch kodierte Werkzeuge wurden entwickelt, um neuronale Aktivität in bestimmten Zellen in Drosophila melanogaster 1 manipulieren. Diese Werkzeuge ermöglichen die nichtinvasive Aktivierung oder Inaktivierung von bestimmten Nervenzellen im intakten und sich frei bewegenden Tier. Unter diesen greifen Channelrhodopsin2 (ChR2), ein Licht-aktivierter Kationen-Kanal, entscheidende Vorteile, da sie zeitlich gesteuert werden können und schnell induziert. Wenn Neuronen, die ausdrückliche ChR2 zu hellen Blau (470 nm) Licht, das sie schnell depolarisiert und weisen erhöhte Feuerrate 3-5 ausgesetzt sind. Solche gezielten Aktivierung von spezifischen Neuronen in sich frei bewegenden Tieren hat die Angemessenheit bestimmter Neuronen für Verhaltensweisen wie CO 2-Vermeidung 3, Rüssel-Erweiterung 2,4 und Riesen-Faser vermittelten erschrecken Antworten 4 enthüllt. Da jedoch die intensive Lichtquellen notwendig ChR2 stimulieren stimulieren auch Photorezeptoren, die Anwendung optogenetic Techniken, um das visuelle System begrenzt wurde. Durch die Kombination eines optogenetische Ansatz mit einer Mutation, die Phototransduktion beeinträchtigt haben wir gezeigt, dass die Aktivierung einer bestimmten Gruppe von Neuronen in der Fliege optischen Loben können die Escape-Verhalten verwendet, um eine Kollision zu vermeiden 6 fahren. Die meisten, wenn nicht alle, weisen eine visuelle Tieren Fluchtverhalten um Kollisionen mit entgegenkommenden Objekten zu vermeiden. Wandern oder stationär fliegt, wenn sie mit einer drohenden Kollision vorgestellt, Take-off in die Flucht, weg von der entgegenkommenden Kollision 7-9. Diese take-offs sind durch erhöhte Flügeln vor Take-off und einer instabilen Flugbahn 10,11 gekennzeichnet. Diese Antwort unterscheidet sich von dem Riesen-Faser-vermittelten Schreckreaktion, Sprünge, die nicht durch erhöhte Flügel voraus, und in der Regel in einem frei fallenden Wäschetrockner 4,9 führen. Nachdem eine bestimmte Cluster von Webstuhl sensiblen Neuronen in der optischen Loben, Foma-1 Neuronen, die uniqu sindely abgestimmt auf sich nähernde Objekte kodieren, haben wir versucht, ihre Beteiligung an der Fliege loom Fluchtverhalten sondieren. Hier zeigen wir die Verwendung von Optogenetik selektiv zu aktivieren diese Neuronen und entlocken der Fliege Flucht Verhalten. Wir verwenden die Gal4-UAS-Transkriptionsaktivator System, um die Expression in den ChR2 Foma-1 Neuronen anzutreiben. ChR2 erfordert die Cofaktor all-trans-Retinal und da dies in geringen Mengen in der Drosophila zentralen Nervensystems gefunden wird, muss in der Fliegen &quot;Ernährung ergänzt werden. 3,4 Als helles Licht verwendet wird, um ChR2 aktivieren und Fliegen zeigen eine starke phototaktischen Verhaltensweisen 12, versuchten wir, die Möglichkeit einer visuellen Antwort auf den Reiz zu eliminieren. Dazu verwendeten wir Tiere, die homozygot mutierte für eine Null-Allel des norpA Gen, das eine kritische Komponente des Phototransduktionsprozess, Phospholipase C-β kodiert waren. Photorezeptoren in solchen mutierten Fliegen sind keine Verantwortungd ans Licht 13. Um die optogenetische Stimulation der Flucht Reaktion zu testen, müssen wir eine Fliege zu isolieren und baden sie in helles blaues Licht. Um dies zu tun, legen wir individuelle Fliegen in Pipettenspitzen. Eine Pipettenspitze in einer benutzerdefinierten Halters, so dass die Fliege wird geotactically Fuß bis die Spitze und hinaus auf einer rechteckigen Plattform gesetzt. Die Fliege ist in der Lage, sich frei herumlaufen auf der Oberseite dieser Plattform. Die Plattform wird von vier blaue LED-Arrays mit jeweils 3 LEDs, auf der Oberseite der Plattform ausgerichtet umgeben. Nachdem die Fliege ist auf der Plattform sind die LEDs beleuchtet, und die Fliege Reaktion wird mittels eines High-Speed-Kamera 6.

<table border="1"><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reagens </td></tr><tr><td> All-trans Retinal </td><td> Voraus Scientific &amp; Chemical Inc </td><td> R3041 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Ausrüstung </td></tr><tr><td> Kühlkörper 9,2 K / W </td><td> Luxeonstar </td><td> LPD30-30B </td><td> 30 mm Vierkant X 30 mm hoch </td></tr><tr><td> Carclo 18 ° Tri-Lens </td><td> Luxeonstar </td><td> 10507 </td><td></td></tr><tr><td> Blau Rebel am Tri-Star Base LED </td><td> Luxeonstar </td><td> MR-B0030-20T </td><td> 470 nm, 174 lm @ 700 mA. </td></tr><tr><td> 700 mA BuckPuck DC Treiber </td><td> Luxeonstar </td><td> 3021-DE-700 </td><td></td></tr><tr><td> Kabelbaum für BuckPuck Treiber </td><td> Luxeonstar </td><td> 3021-HE </td><td></td></tr><tr><td> Pre-cut thermische Klebeband </td><td> Luxeonstar </td><td> LXT-S-12 </td><td> 20 mm Hex Basis </td></tr><tr><td> Snap-Loc Coolant Hose, ¼ &quot;ID </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5307K49 </td><td></td></tr><tr><td> Snap-Loc Coolant Schlauchverbinder </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5307K39 </td><td> ¼ &quot;NPT </td></tr><tr><td> Laboratory Grade Switching Mode Programmierbare DC Power Supply </td><td> BK Precision </td><td> 1698 </td><td></td></tr><tr><td> Exilim Kamera </td><td> Casio </td><td> EX-FH20 </td><td></td></tr></tbody></table>

optogenetic stimulation of escape behavior in drosophila melanogaster

Eine wachsende Zahl von genetisch kodierte Werkzeuge sind immer zur Verfügung, dass auch nicht-invasive Manipulation der neuronalen Aktivität bestimmter Neuronen in Drosophila melanogaster 1. Chef unter diesen sind optogenetische Werkzeuge, die die Aktivierung oder Inaktivierung von bestimmten Nervenzellen im intakten und sich frei bewegenden Tieren mit hellem Licht zu ermöglichen. Channelrhodopsin (ChR2) ist ein Licht-aktivierten Kationen-Kanal, die, wenn sie von blauem Licht aktiviert, verursacht Depolarisation von Neuronen, sie auszudrücken. ChR2 wurde zur Identifizierung Neuronen entscheidend für bestimmte Verhaltensweisen, wie z. B. CO 2-Vermeidung, Rüssel Erweiterung und Riesen-Faser-vermittelten Schreckreaktion 2-4 wirksam. Da jedoch die intensive Lichtquellen verwendet werden, um ChR2 auch stimulieren stimulieren Photorezeptoren haben diese optogenetische Techniken bisher nicht in das visuelle System verwendet worden. Hier bündeln wir eine optogenetische Ansatz mit einer Mutation, die Phototransduktion beeinträchtigt die Demonstrate dass die Aktivierung von einem Cluster von Webstuhl-Neurone im Fliegenhirn Optik Lappens Foma-1 Neuronen, fahren kann ein Entweichen Verhalten verwendet, um eine Kollision zu vermeiden. Wir verwendeten ein Null-Allel von einer kritischen Komponente des Phototransduktionskaskade, an Phospholipase C-β, durch das Gen kodierte norpA, machen die Fliegen blinde und auch mit dem Gal4-UAS-Transkriptionsaktivator System zur Expression von ChR2 im Foma-1 fahren Neuronen. Individuelle Fliegen werden auf einer kleinen Plattform durch blaue LEDs umgeben ist. Wenn die LEDs beleuchtet werden, die schnell fliegt Abheben in Flug, in einer ähnlichen Weise, um visuell angetriebenen Webmaschine Fluchtverhalten. Wir glauben, dass diese Technik kann leicht angepasst werden, um andere Verhaltensweisen in sich frei bewegenden entfernt untersuchen.

Blind fliegt, die entweder ChR2 oder das G105 Fahrer allein zeigen eine niedrige Rate von take-off nach ihrer Beleuchtung mit strahlend blauem Licht. Blind fliegt zeigte die gleiche Rate von take-off unabhängig von Beleuchtung (Abb. 2), was darauf hindeutet, dass diese take-offs spontane waren eher als durch die Beleuchtung mit blauem Licht. Wenn die ChR2 in den Foma1 Neuronen exprimiert wird, jedoch löst Beleuchtung mit blauem Licht die Flucht Antwort. Über 50% der Fliegen getestet zog innerhalb von...

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Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetisch kodierte optogenetische Tools ermöglichen invasiven Manipulation von spezifischen Neuronen in der<em&gt; Drosophila</em&gt; Brain. Solche Tools identifizieren können Neuronen, deren Aktivierung ist ausreichend, um zu entlocken oder unterdrücken bestimmte Verhaltensweisen. Hier präsentieren wir ein Verfahren zur Aktivierung Channelrhodopsin2, die in gezielten Neuronen in frei zu Fuß Fliegen ausgedrückt wird.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

optogenetic-stimulation-of-escape-behavior-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

17.3K Aufrufe.  Stanford University. Genetisch kodierte optogenetische Tools ermöglichen invasiven Manipulation von spezifischen Neuronen in der Drosophila Brain. Solche Tools identifizieren können Neuronen, deren Aktivierung ist ausreichend, um zu entlocken oder unterdrücken bestimmte Verhaltensweisen. Hier präsentieren wir ein Verfahren zur Aktivierung Channelrhodopsin2, die in gezielten Neuronen in frei zu Fuß Fliegen ausgedrückt wird.

Serie: Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

Optogenetische Stimulation des Hörnervs

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...