Diese Arbeit wurde durch NIH R01 GM50322, um PM Kane unterstützt. Die Autoren danken Dr. Rajini Rao, Johns Hopkins University für die Bereitstellung der Hefe-pHluorin Plasmiden und für Erfahrungsberichte zu ratiometrische pH-Messungen, und Dr. Gloria A. Martinez Munoz für das Arbeiten out diese Protokolle für unsere lab.

Ein. Messung von pH Vacuolar In Vivo Mit BCECF-AM <ol><li> Grow a 50 ml Flüssigkeit Kultur der Hefestamm in der gewünschten Medium gemessen über Nacht werden. Ziel ist es, Zellen in der mittleren logarithmischen Phase haben (OD600 (optische Dichte bei 600 nm) Messung von ca. 0,8 für die Suspension). </li><li> Pellet die Hefezellen durch Zentrifugation. Das Pellet in 0,6 ml Wachstumsmedium und Transfer zu einem Mikrozentrifugenröhrchen, die gewogen hat vorher. Pellet die Zellen wieder in einer Mikrozentrifuge bei 2.000 xg für 60 sec. Entfernen Sie den Überstand so vollständig wie möglich und dann wiegen das Zellpellet. Das Pellet auf eine endgültige Dichte von 0,5 g / ml (w / v), einer Kultur dieses Bandes wird ein Zellpellet von etwa 200 mg und 200 ul Puffer geben würde hinzugefügt, um ein Endvolumen von 400 ul zu ergeben. </li><li> In BCECF-AM zu der Zellsuspension in einer Endkonzentration von 50 mM aus einer 12 mM Stammlösung in DMSO hergestellt. Gut mischen und dann incUbate die Zellen bei 30 ° C für 30 min. auf einem Schaukelstuhl Plattform oder Bandage. </li><li> Während die Zellen Inkubation, bereiten Kalibrierpuffern. Die Kalibrierung Puffer enthält 50 mM MES (2 - (N-Morpholino) ethansulfonsäure), 50 mM HEPES (4 - (2-hydroxyethyl)-1-piperazinethansulfonsäure), 50 mM KCl, 50 mM NaCl, 0,2 M Ammoniumacetat, 10 mM Natriumazid und 10 mM 2-deoxyglucose, und ist der pH-eingestellten Werte für Ihre Kalibrierbereich mit NaOH oder HCl. (Vorsicht: Natriumazid ist sehr giftig und sollte mit Sorgfalt behandelt werden.) Für die Messung des pH-Wertes in Wildtyp-Zellen, würden wir mehrere Mischungen Kalibrierung bei pH 5,5 bis 6,5 zubereiten, aber für Mutanten erwartet, dass eine mehr alkalische pH vacuolar haben ( vma-Mutanten), würden wir uns vorbereiten zusätzliche, höhere pH-Puffer. </li><li> Aliquot 2 ml Puffer Kalibrierung für jede pH in 15 ml konische Röhrchen, und fügen Monensin (15 mM stock) und Nigericin (2 mM Lager), um Endkonzentrationen von 110 pM und 15 pM Monensin Nigericin, r gebenespectively. Mischen Sie gut auf einem Vortex-Mischer. (Achtung: Sowohl Monensin und Nigericin sind giftig und sollten mit Vorsicht behandelt werden.) </li><li> Wenn die BCECF-AM Inkubationszeit abgeschlossen ist, Pellet die Zellsuspension durch Zentrifugation für 30 sec bei 2.000 xg in einer Mikrozentrifuge. Resuspendieren der Zellen 1 ml Wachstumsmedium Glucose mangelt und zentrifugiert wie oben. Wiederholen Sie diesen Waschschritt einmal, und dann das Pellet in 200 ul Wachstumsmedium ohne Glucose. Platz auf dem Eis. </li><li> In 20 ul der Zellsuspension jedem pH Kalibrierungsröhre oben hergestellt. Inkubation bei 30 ° C für 30-60 min. auf einer Bandage. </li><li> Stellen Sie die Fluorimeter abwechselnd bei Anregungswellenlängen 450 nm und 490 nm, jeweils mit einer Emissionswellenlänge von 535 nm zu messen. Stellen Sie den Probenraum Temperatur auf 30 ° C. Alle Messungen unter ständigem Rühren der Mischung in die Küvette. </li><li> In 1,96 ml 1 mM MES (eingestellt auf pH 5 oder 7 in Abhängigkeit vom pH-Wert der Zellen Wachstumsmedium einernd das experimentelle Design). In 20 ul Zellsuspension in der Küvette. Initiieren Fluoreszenzmessungen. Wir sammeln sowohl kontinuierliche kinetische und Zeit-Punkt-Daten in verschiedenen Experimenten. Zur kontinuierlichen kinetischen Daten wir Messungen alle 6 Sekunden für 5 min, dann addieren Glucose zu einer endgültigen Konzentration von Glucose 50 mM und weiterhin Messung für 5-10 min. Für einzelne Zeit-Punkt-Messungen, nehmen wir grundsätzlich Messungen bei 1 und 5 min. nach Zugabe von Zellen in die Küvette, fügen Glucose als in den kinetischen Messungen, und dann eine weitere Messung 5 min. nach Glukose hinaus. Diese Zusätze können variiert werden, und zusätzliche Komponenten (Inhibitoren usw.) können ebenfalls zugegeben werden. </li><li> Nachdem die experimentellen Messungen abgeschlossen sind, entfernen Sie die Kalibrierung Rohre aus dem 30 ° C Inkubation und übertragen das gesamte Volumen von 2 ml für jede der Fluorimeters Küvette. Messen der Fluoreszenz bei den gleichen Einstellungen (siehe 1.8) alle 5 Sek. über insgesamt 30 sec für jede Probe. </li><li>Exportieren Fluoreszenz Daten in Microsoft Excel. (Für unsere Fluorimeters erfordert dies den Export von Daten als Text in durch Tabulatoren getrennte Form und Import in Excel.) Gewinne eine Eichkurve, indem das Verhältnis der Fluoreszenz bei 490 nm bis 450 nm für jede Kalibrierung Mischung. Die Fluoreszenz-Verhältnis wird dann gegen pH aufgetragen, um eine Eichkurve zu erhalten. </li><li> Konvertieren Sie die experimentellen Daten zur Fluoreszenz-Verhältnis und pH berechnen anhand der Standardkurve bestimmt. Vacuolar pH-Wert kann dann gegen die Zeit aufgetragen (Kinetik der pH-Änderungen) oder im Vergleich unter verschiedenen Bedingungen (Abbildung 1) oder in verschiedenen Mutanten. </li></ol> 2. Die Messung der cytosolischen pH In Vivo Mit Hefe pHluorin <ol><li> Verwandeln Sie den gewünschten Hefestamm mit der Hefe pHluorin Plasmid durch Standardprotokolle, und wählen Sie für die Transformanten auf Minimalmedium ergänzt ohne Uracil (SC-Uracil). </li><li> Grow a 50 ml Flüssigkeit Kultur der transformierten Zellen in SC-Uracil bis zur mittleren logarithmischen Phase (OD <sub&gt; 600 = 0,8 oder niedriger). </li><li> Kalibrierstandards für vacuolar pH, sondern Puffer auf einen pH-Bereich geeignet cytosolischen pH-Messungen, in der Regel pH 6-8 beschrieben. Aliquot 2 ml Puffer Kalibrierung auf den gewünschten pH-Wert in mehrere 15 ml konischen Röhrchen eingestellt. In Monensin und Nigericin wie oben (1.4) beschrieben und gut mischen. </li><li> Ernten der Zellen durch Zentrifugation wie oben beschrieben, und das Pellet in 600 ul des Wachstumsmediums. Transfer zu einem gewogen Mikrozentrifugenröhrchens und Pellet-Zellen durch Zentrifugation bei 5.000 rpm für 30 sec. Resuspendieren des Pellets in 1 ml Wachstumsmedium ohne Glucose (SC-Uracil-glucose), Pellet-Zellen und wiederholen. Nach der letzten Zentrifugation den Überstand so gründlich wie möglich und wiegen das Zellpellet. Die Zellen auf eine endgültige Dichte von 0,5 g / ml in SC-Uracil ohne Glucose. </li><li> In 20 ul Zellsuspension in jedes Röhrchen der Kalibrierung Puffer und gut mischen auf einem Vortex-Mischer. Inkubation bei 30 ° C auf einer sich drehenden Trommel Rotor für 60 min. </li><li> Richten Sie die Fluorimeters zur Anregung bei Wellenlängen 405 und 485 nm und einer Emissionswellenlänge von 508 nm auf. Fahren Sie mit dem einzigen Zeitpunkt oder kinetische Messungen und Zugabe von Glucose, wie oben für BCECF Messung beschrieben. </li><li> Messen Fluoreszenz Kalibrierproben und kann eine Kalibrationskurve für BCECF (siehe 1,10-1,11). Eine Auftragung der Fluoreszenz gegen pH Verhältnis linear über den Bereich der am cytosolischen pH-Messungen (pH 6,0-8,0) 9 sind so experimentellen Fluoreszenzverhältnis einfache Messung pH umgewandelt. </li></ol>

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	<li>Casey, J. R., Grinstein, S., Orlowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensors+and+regulators+of+intracellular+pH.">Sensors and regulators of intracellular pH.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11, 50-61 (2010).</li><li>Orij, R., Brul, S., Smits, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+pH+is+a+tightly+controlled+signal+in+yeast.">Intracellular pH is a tightly controlled signal in yeast.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1810, 933-944 (2011).</li><li>Diakov, T. T., Kane, P. 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Biochem. 204, 65-71 (1992).</li><li>Dechant, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytosolic+pH+is+a+second+messenger+for+glucose+and+regulates+the+PKA+pathway+through+V-ATPase.">Cytosolic pH is a second messenger for glucose and regulates the PKA pathway through V-ATPase.</a> Embo J. 29, 2515-2526 (2010).</li><li>Gustavsson, M., Barmark, G., Larsson, J., Muren, E., Ronne, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+genomics+of+monensin+sensitivity+in+yeast:+implications+for+post-Golgi+traffic+and+vacuolar+H+-ATPase+function.">Functional genomics of monensin sensitivity in yeast: implications for post-Golgi traffic and vacuolar H+-ATPase function.</a> Mol. Genet. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+inhibitors+of+vacuolar+proton-translocating+ATPase+pumps+in+yeast+by+high-throughput+screening+flow+cytometry.">Identification of inhibitors of vacuolar proton-translocating ATPase pumps in yeast by high-throughput screening flow cytometry.</a> Anal. Biochem. 398, 203-211 (2010).</li></ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offen zu legen.

Wir haben diese Protokolle verwendet, um eine Reihe von Aspekten der pH-Homöostase adressieren. Zum Beispiel haben wir cytosolischen pH und Antworten von Wildtyp-und V-ATPase-defizienten mutierten Zellen 4,5 verglichen. Wir haben auch die Auswirkungen von Veränderungen der Wachstumsbedingungen, insbesondere extrazellulären pH auf pH vacuolar Reaktion auf Glukose 3 untersucht. Wichtig ist, dass die Antworten, die wir beobachten, sowohl im Einklang mit anderen Methoden der quantitativen pH-Messung...

pH-Homöostase ist ein dynamisches und stark regulierten Prozess in allen Organismen 1,2. Biochemische Prozesse sind eng durch pH-reguliert und intrazellulären Umgebungen zu engen pH-Bereich abgestimmt, um eine optimale Wirkung der Enzyme Bewohner zu ermöglichen. Allerdings kann intrazelluläre pH-Homöostase durch schnelle Änderungen der Umweltbedingungen pH-, Stoffwechsel-Verschiebungen und bestimmte Signalwege angefochten werden. Darüber hinaus können intrazelluläre pH selbst als ein wichtiges Signal dienen. Schließlich führen viele Organellen luminalen pH-Werten, die sich von der umgebenden Cytosol und wichtig für organellspezifisch Funktionen sind. Die Hefe Saccharomyces cerevisiae Aktien eine Reihe von pH-Homöostase Mechanismen mit höheren Eukaryoten 2. In den sauren Organellen der endozytischen / lysosomalen Weg wird vor allem durch den pH-Wert hoch konserviert vacuolar Protonen-Translokation ATPase (V-ATPase) gesteuert wird, in Abstimmung mit den vielen exchangers abhängig vom pH-Gradienten. Alle eukaryotischen Zellen haben auch Protonen-Export-Mechanismen. In Pilzen und Pflanzen, eine zweite, deutlich Protonenpumpenhemmer an der Plasmamembran, PMA1 Exporte metabolische Protonen und ist vermutlich die wichtigste Determinante der cytosolischen pH-und Plasma-Membran Potenzial. Die genetische Flexibilität S. cerevisiae und seine wirtschaftliche Bedeutung, haben es ein sehr interessantes und wichtiges Modell für die Untersuchung pH 2 Homöostase. Abgesehen davon, dass die primären Treiber der Organellen Versauerung, sind V-ATPasen hoch Enzyme reguliert und wird in unserem Labor zu verstehen Mechanismen der V-ATPase Regulierung interessiert. Mit diesem Ziel haben wir in vivo Messungen von pH Vakuole und cytosolischen pH wurde mit: 1), um Antworten auf veränderte extrazelluläre Bedingungen, wie Glukose Deprivation und Neuansatz, 2) zu überwachen, um die Auswirkungen von Mutationen, dass ein Kompromiss V-ATPase-Aktivität zu untersuchen, und 3) zur Erkundung der Koorrung der Organellen und Plasmamembran Protonenpumpen 3-5. Diese Experimente wurden erst durch die Entwicklung von robusten ratiometrischen pH-Indikatoren zugänglich in Hefezellen nutzen möglich. . Pflanze et al zeigten erstmals, dass BCECF (2&#39;7&#39;-Bis-(2-Carboxyethyl) -5 - (und 6)-Carboxyfluorescein), das verwendet wurde, weitgehend auf cytosolischen pH in Säugetierzellen zu messen, in der Hefe Vakuole akkumuliert anstatt das Cytosol 6. Dieser Unterschied in der BCECF Lokalisierung hat der vielen hydrolytischen Enzymen in die Vakuole, die geeignet sind, die für die Spaltung der Acetoxy-Methylester aus BCECF-AM (Acetoxymethylester BCECF) und Vakuolen Retention 6 zurückgeführt. Ali et al. 7 weiterentwickelt vacuolar pH-Messung mit BCECF und angepasst diese Messungen mit einem Fluoreszenz-Reader Format. Brett et al. Eingeführt Hefe pHluorin als Mittel zur Messung der cytosolischen pH in Hefe durch Expression einer Plasmid-borne ratiometric pH-sensitive GFP 8 unter der Kontrolle eines Hefe-Promotors 9. Die Anregungsspektren sowohl BCECF und Hefe pHluorin sind pH-empfindlich, so dass sie als ratiometrische pH-Indikatoren, wobei das Verhältnis der Fluoreszenz bei zwei Anregungswellenlängen, in einer einzigen Emissionswellenlänge gemessen, ein Maß von pH 8,10 verwendet. Diese Hefe Vakuole und cytosolischen pH-Sensoren sind sowohl für Single-Cell-und bevölkerungsbezogenen Messungen verwendet worden. Einzel-Zell-Messungen 6,11 werden durch Fluoreszenz-Mikroskopie und Bildanalyse durchgeführt. Vacuolar oder cytosolische Fluoreszenz bei den beiden Wellenlängen für jede Zelle gemessen. Die Bevölkerung-basierten Messungen werden entweder in einem Mikroplatten-Reader mit entsprechenden Fluoreszenz-Funktionen oder in einem Fluorimeter durchgeführt. Wir haben unsere Messungen im Allgemeinen in einem Fluorimeter durchgeführt, weil sie einen einfachen Zugang für die Zugabe von Komponenten, wie Glucose während con bietetkontinuierlichen kinetischen Messungen. Unsere aktuellen Labor-Protokolle für die Messung der Vakuole und cytosolischen pH sind unten aufgeführt, beide sind auch leicht zu Mikrotiterplatten-Assays angepasst.

<table><tbody><tr><td>Spectrofluorometer</td><td>Horiba Jobin Yvon</td><td>Model Fluoromax-4</td><td>Temperature control and stirring capability are desirable.</td></tr><tr><td>BCECF-AM</td><td>Invitrogen/Molecular Probes</td><td>B1150</td><td>Prepare a 12 mM stock in dry DMSO, store as aliquots at -20 &amp;deg;C </td></tr><tr><td>monensin</td><td>Sigma</td><td>M5273</td><td>Toxic. </td></tr><tr><td>nigericin</td><td>Sigma</td><td>N7143</td><td>Toxic. </td></tr><tr><td>MES</td><td>Sigma</td><td>M8250</td><td></td></tr></tbody></table>

measurement of vacuolar and cytosolic ph in vivo in yeast cell suspensions

Vacuolar und cytosolischen pH sind hoch in Hefezellen reguliert und nehmen eine zentrale Rolle in der Gesamtstrategie pH-Homöostase. Wir beschreiben Protokolle für ratiometrischen Messung von pH in vivo mit pH-sensitiven Fluorophoren lokalisiert zur Vakuole oder Cytosol. Vacuolar pH wird unter Verwendung BCECF, die in der Vakuole lokalisiert, wenn sie in Hefe-Zellen in ihrer Acetoxymethylester Form eingeführt. Cytosolischen pH-Wert mit einem pH-sensitive GFP unter Kontrolle eines Hefe-Promotors, Hefe pHluorin ausgedrückt gemessen. Verfahren zur Messung der Fluoreszenz-Verhältnisse in Hefe Zellsuspensionen in einem Fluorimeter beschrieben. Durch diese Protokolle haben einzigen Zeitpunkt Messungen des pH unter verschiedenen Bedingungen oder in verschiedenen Hefe-Mutanten verglichen und Veränderungen im pH im Laufe der Zeit wurden überwacht. Diese Methoden haben auch zu einem Fluoreszenz-Reader-Format für High-Throughput-Experimente angepasst. Vorteile von ratiometrischen pH-Messungen im Vergleich zu anderen apAnsätze derzeit im Einsatz, mögliche experimentelle Probleme und Lösungen und Perspektiven für die zukünftige Verwendung dieser Techniken werden ebenfalls beschrieben.

Abbildung 1 zeigt vacuolar pH Daten auf Wildtyp-Hefezellen in reiche Medium (Hefeextrakt-Pepton-Dextran; YEPD) erhalten, gepuffert auf pH 5 mit 50 mM MES. Oft werden die Zellen in einer gepufferten Medium, weil der pH-Wert des Mediums dramatisch ändern kann während dem Wachstum über Nacht, insbesondere für Minimalmedium, und wir haben festgestellt, dass der pH-Wert des Nährmediums kann sich vacuolar pH 3 Reaktionen. Es ist jedoch auch annehmbar, für viele Experimente, um die Zellen in u...

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Measurement of Vacuolar and Cytosolic pH In Vivo in Yeast Cell Suspensions

Vacuolar und cytosolischen pH-Wert kann in lebende Hefe gemessen werden (<em&gt; S. cerevisiae</em&gt;)-Zellen unter Verwendung ratiometrische Fluoreszenzfarbstoffe lokalisiert spezifischen zellulären Kompartimenten. Wir beschreiben Methoden zur Messung des pH-Wertes mit Vakuolen BCECF-AM, die der Vakuole lokalisiert in Hefe und cytosolischen pH mit einer zytosolischen ratiometrische pH-sensitive GFP (Hefe pHluorin).

Messung von pH Vacuolar und Cytosolic<em&gt; In Vivo</em&gt; In Hefe Zellsuspensionen

Vacuolar and  cytosolic pH are highly regulated in yeast cells and occupy a central role in  overall pH homeostasis. We describe  protocols for ...

measurement-vacuolar-cytosolic-ph-vivo-yeast-cell

Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Vacuolar and Cytosolic pH In Vivo in Yeast Cell Suspensions

19.8K Aufrufe.  SUNY Upstate Medical University. Vacuolar und cytosolischen pH-Wert kann in lebende Hefe gemessen werden ( S. cerevisiae)-Zellen unter Verwendung ratiometrische Fluoreszenzfarbstoffe lokalisiert spezifischen zellulären Kompartimenten. Wir beschreiben Methoden zur Messung des pH-Wertes mit Vakuolen BCECF-AM, die der Vakuole lokalisiert in Hefe und cytosolischen pH mit einer zytosolischen ratiometrische pH-sensitive GFP (Hefe pHluorin).

Serie: Measurement of Vacuolar and Cytosolic pH In Vivo in Yeast Cell Suspensions

Radiolabeling and Quantification of Cellular Levels of Phosphoinositides by High Performance Liquid Chromatography-coupled Flow Scintillation

Phosphoinositides (PtdInsPs) are essential signaling lipids responsible for recruiting specific effectors and conferring organelles with molecular identity and function. Each of the seven PtdInsPs varies in their distribution and abundance, which are tightly regulated by specific kinases and phosphatases. The abundance of PtdInsPs can change abruptly in response to various signaling events or disturbance of the regulatory machinery. To understand how these events lead to changes in the amount of PtdInsPs and their resulting impact, it is important to quantify PtdInsP levels before and after a signaling event or between control and abnormal conditions. However, due to their low abundance and similarity, quantifying the relative amounts of each PtdInsP can be challenging. This article describes a method for quantifying PtdInsP levels by metabolically labeling cells with 3H-myo-inositol, which is incorporated into PtdInsPs. Phospholipids are then precipitated and deacylated. The resulting soluble 3H-glycero-inositides are further extracted, separated by high-performance liquid chromatography (HPLC), and detected by flow scintillation. The labeling and processing of yeast samples is described in detail, as well as the instrumental setup for the HPLC and flow scintillator. Despite losing structural information regarding acyl chain content, this method is sensitive and can be optimized to concurrently quantify all seven PtdInsPs in cells.

Phosphoinositides are signaling lipids whose relative abundance rapidly changes in response to various stimuli. This article describes a method to measure the abundance of phosphoinositides by metabolically labeling cells with 3H-myo-inositol, followed by extraction and deacylation. Extracted glycero-inositides are then separated by high-performance liquid chromatography and quantified by flow scintillation.

Radiomarkierung und Quantifizierung von Cellular Ebenen Phosphoinositide von High Performance Liquid Chromatography-gekoppelten Durchflussscintilla

Phosphoinositides (PtdInsPs) are essential signaling lipids responsible for recruiting specific effectors and conferring organelles with molecular ...

Forschung

Chemie

In vitro Monitoring of Extracellular pH in Real-Time

Early accumulation of neutrophils (PMN) is a hallmark of acute intestinal inflammation. This acute inflammation is either resolved or progresses to chronic inflammation. Without efficient PMN clearance at sites of infiltration, PMN can accumulate and contribute to chronic inflammatory conditions, including the intestinal diseases ulcerative colitis (UC) and Crohn's Disease (CD). The pH in the distal colon in individuals with active UC can range between a pH of 5 and 6, whereas healthy individuals maintain colonic pH in the range of 6.8-7.4. Extracellular pH has been shown to influence both intestinal epithelial cells and the infiltrating immune cells. More specifically, extracellular acidosis significantly impacts PMN. At pH below 6.5, there are increases in the production of H2O2, inhibition of apoptosis, and increases in the functional lifespan of PMN. Given the significant presence of PMN and extracellular acidification at sites of inflammation, we developed a novel model that allows for the monitoring of extracellular pH during PMN transepithelial migration in real time. Here, we describe this model and how it can be utilized to measure both the apical and basal pH during PMN trafficking. This model can be utilized to monitor extracellular pH under a wide range of conditions; including, hypoxia, PMN transepithelial migration, and for extended periods of time.

In vitro Monitoring of Extracellular pH in Real-Time

This article represents a useful in vitro assay to measure changes in extracellular pH during neutrophil (PMN) transepithelial migration (TEM)

Early accumulation of neutrophils (PMN) is a hallmark of acute intestinal inflammation. This acute inflammation is either resolved or progresses to ...

Biochemie

Quantification of Cytosolic vs. Vacuolar Salmonella in Primary Macrophages by Differential Permeabilization

Intracellular bacterial pathogens can replicate in the cytosol or in specialized pathogen-containing vacuoles (PCVs). To reach the cytosol, bacteria like Shigella flexneri and Francisella novicida need to induce the rupture of the phagosome. In contrast, Salmonella typhimurium replicates in a vacuolar compartment, known as Salmonella-containing vacuole (SCV). However certain mutants of Salmonella fail to maintain SCV integrity and are thus released into the cytosol. The percentage of cytosolic vs. vacuolar bacteria on the level of single bacteria can be measured by differential permeabilization, also known as phagosome-protection assay. The approach makes use of the property of detergent digitonin to selectively bind cholesterol. Since the plasma membrane contains more cholesterol than other cellular membranes, digitonin can be used to selectively permeabilize the plasma membrane while leaving intracellular membranes intact. In brief, following infection with the pathogen expressing a fluorescent marker protein (e.g. mCherry among others), the plasma membrane of host cells is permeabilized with a short incubation in digitonin containing buffer. Cells are then washed and incubated with a primary antibody (coupled to a fluorophore of choice) directed against the bacterium of choice (e.g. anti-Salmonella-FITC) and washed again. If unmarked bacteria are used, an additional step can be done, in which all membranes are permeabilized and all bacteria stained with a corresponding antibody. Following the staining, the percentage of vacuolar and cytosolic bacteria can be quantified by FACS or microscopy by counting single or double-positive events. Here we provide experimental details for use of this technique with the bacterium Salmonella typhimurium. The advantage of this assay is that, in contrast to other assay, it provides a quantification on the level of single bacteria, and if analyzed by microscopy provides the exact number of cytosolic and vacuolar bacteria in a given cell.

Quantification of Cytosolic vs. Vacuolar Salmonella in Primary Macrophages by Differential Permeabilization

We describe the quantification of cytosolic and vacuolar Salmonella typhimurium in bone-marrow derived macrophages using differential digitonin permeabilization.

Die Quantifizierung der Cytosolic vs. Vacuolar<em&gt; Salmonellen</em&gt; In Primäre Makrophagen durch Differential Permeabilisierung

Intracellular bacterial pathogens can replicate in the cytosol or in specialized pathogen-containing vacuoles (PCVs). To reach the cytosol, bacteria like ...

Immunologie und Infektion

Measuring Phagosome pH by Ratiometric Fluorescence Microscopy

Phagocytosis is a fundamental process through which innate immune cells engulf bacteria, apoptotic cells or other foreign particles in order to kill or neutralize the ingested material, or to present it as antigens and initiate adaptive immune responses. The pH of phagosomes is a critical parameter regulating fission or fusion with endomembranes and activation of proteolytic enzymes, events that allow the phagocytic vacuole to mature into a degradative organelle. In addition, translocation of H+ is required for the production of high levels of reactive oxygen species (ROS), which are essential for efficient killing and signaling to other host tissues. Many intracellular pathogens subvert phagocytic killing by limiting phagosomal acidification, highlighting the importance of pH in phagosome biology. Here we describe a ratiometric method for measuring phagosomal pH in neutrophils using fluorescein isothiocyanate (FITC)-labeled zymosan as phagocytic targets, and live-cell imaging. The assay is based on the fluorescence properties of FITC, which is quenched by acidic pH when excited at 490 nm but not when excited at 440 nm, allowing quantification of a pH-dependent ratio, rather than absolute fluorescence, of a single dye. A detailed protocol for performing in situ dye calibration and conversion of ratio to real pH values is also provided. Single-dye ratiometric methods are generally considered superior to single wavelength or dual-dye pseudo-ratiometric protocols, as they are less sensitive to perturbations such as bleaching, focus changes, laser variations, and uneven labeling, which distort the measured signal. This method can be easily modified to measure pH in other phagocytic cell types, and zymosan can be replaced by any other amine-containing particle, from inert beads to living microorganisms. Finally, this method can be adapted to make use of other fluorescent probes sensitive to different pH ranges or other phagosomal activities, making it a generalized protocol for the functional imaging of phagosomes.

Phagosomal pH influences phagosome maturation, oxidant production, phagosomal killing as well as antigen presentation. Here we describe a ratiometric method for measuring time-course and endpoint pH changes in individual phagosomes in living phagocytes using fluorescence microscopy.

Mess Phagosomen pH durch ratiometrische Fluoreszenzmikroskopie

Phagocytosis is a fundamental process through which innate immune cells engulf bacteria, apoptotic cells or other foreign particles in order to kill or ...

FRET-Analyse der strukturellen Sensitivität von IDR zur Untersuchung von hyperosmotischem Stress in Hefe

Estimation of Structural Sensitivity of Intrinsically Disordered Regions in Response to Hyperosmotic Stress in Living Cells Using FRET

Intrinsically disordered regions (IDRs) are protein domains that participate in crucial cellular processes. During stress conditions, the physicochemical properties of the cellular environment change, directly impacting the conformational ensemble of IDRs. IDRs are inherently sensitive to environmental perturbations. Studying how the physicochemical properties of the cell regulate the conformational ensemble of IDRs is essential for understanding the environmental control of their function. Here, we describe a step-by-step method for measuring the structural sensitivity of IDRs in living Saccharomyces cerevisiae cells in response to hyperosmotic stress conditions. We present the use of ensemble fluorescence resonance energy transfer (FRET) to estimate how the global dimensions of IDRs change during a progressive increase of hyperosmotic stress imposed on cells with any osmolyte. In addition, we provide a script for processing fluorescence measurements and comparing structural sensitivity for different IDRs. By following this method, researchers can obtain valuable insights into the conformational changes that IDRs undergo in the complex intracellular milieu upon changing environments.

Autor im Rampenlicht: Die Welt der intrinsisch ungeordneten Regionen mit zellulärer Sensorik und Reaktionen erschließen

Intrinsically disordered regions (IDRs) are flexible protein domains that modify their conformation in response to environmental changes. Ensemble fluorescence resonance energy transfer (FRET) can estimate protein dimensions under different conditions. We present a FRET approach to assess IDR structural sensitivity in living Saccharomyces cerevisiae cells under hyperosmotic stress.

Abschätzung der strukturellen Empfindlichkeit von intrinsisch ungeordneten Regionen als Reaktion auf hyperosmotischen Stress in lebenden Zellen mit FRET

Intrinsically disordered regions (IDRs) are protein domains that participate in crucial cellular processes. During stress conditions, the physicochemical ...

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a quality control mechanism that can target and selectively degrade cellular material including organelles1-4. For example, damaged or redundant mitochondria (Fig. 1), not disposed of by autophagy, can represent a threat to cellular homeostasis and cell survival. In the yeast, Saccharomyces cerevisiae, nutrient deprivation (e.g., nitrogen starvation) or damage can promote selective turnover of mitochondria by autophagy in a process termed mitophagy 5-9.
We describe a simple fluorescence microscopy approach to assess autophagy. For clarity we restrict our description here to show how the approach can be used to monitor mitophagy in yeast cells. The assay makes use of a fluorescent reporter, Rosella, which is a dual-emission biosensor comprising a relatively pH-stable red fluorescent protein linked to a pH-sensitive green fluorescent protein. The operation of this reporter relies on differences in pH between the vacuole (pH ~ 5.0-5.5) and mitochondria (pH ~ 8.2) in living cells. Under growing conditions, wild type cells exhibit both red and green fluorescence distributed in a manner characteristic of the mitochondria. Fluorescence emission is not associated with the vacuole. When subjected to nitrogen starvation, a condition which induces mitophagy, in addition to red and green fluorescence labeling the mitochondria, cells exhibit the accumulation of red, but not green fluorescence, in the acidic vacuolar lumen representing the delivery of mitochondria to the vacuole. Scoring cells with red, but not green fluorescent vacuoles can be used as a measure of mitophagic activity in cells5,10-12.

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

A robust approach to monitor the delivery of organelles to the acidic lumen of the yeast vacuole for degradation and recycling is described. The method relies on the specific labeling of target organelles with a genetically encoded dual-emission fluorescence pH-biosensor, and visualization of individual cells using fluorescence microscopy.

Eine Fluoreszenz-Mikroskopie Assay zur Überwachung Mitophagy in der Hefe Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a ...

Biologie

Measuring Yeast Mitochondrial Respiration While Maintaining Cellular Context

Mitochondrial Respiration Quantification in Yeast Whole Cells

Metabolism is mainly coordinated by cellular energy availability and environmental conditions. Assays for knowing how cells adapt energetic metabolism to different nutritional and environmental conditions give valuable information to elucidate molecular mechanisms. Oxidative phosphorylation is the primary source of ATP in most cells, and mitochondrial respiration activity is a key component of oxidative phosphorylation, maintaining mitochondrial membrane potential for ATP synthesis. Mitochondrial respiration is often studied in isolated mitochondria that are missing the cellular context. Here, we present a method for quantifying mitochondrial respiration in yeast-intact cells. This method applies to any yeast species, although it has been generally used for Saccharomyces cerevisiae cells. First, the yeast growth in specific conditions is tested. Then, cells are washed and resuspended in deionized water with a 1:1 ratio (w/v). Cells are then placed in an oximeter chamber with constant stirring, and a Clark electrode is used to quantify oxygen consumption. Some molecules are sequentially placed into the chamber and selected according to this effect on the electron transport chain or ATP synthesis. ATPase inhibitor oligomycin is first added to measure respiration coupled to ATP synthesis. Afterward, an uncoupler is used to measure the maximal respiratory capacity. Finally, a mix of electron transport chain inhibitors is added to discard oxygen consumption unrelated to mitochondrial respiration. Data are analyzed using a linear regression to obtain the slope, representing the oxygen consumption rate. The advantage of this method is that it is specific for yeast mitochondrial respiration, maintaining the cellular context. It is essential to highlight that inhibitors used in mitochondrial respiration quantification could vary between yeast species.

Mitochondrial respiration in yeast whole cells is a valuable indicator of cell bioenergetics. Here, we present a protocol to quantify this phenotype applicable to different yeast species.

Metabolism is mainly coordinated by cellular energy availability and environmental conditions. Assays for knowing how cells adapt energetic metabolism to ...

Simultaneous pH Measurement in Endocytic and Cytosolic Compartments in Living Cells using Confocal Microscopy

Intracellular pH is tightly regulated and differences in pH between the cytoplasm and organelles have been reported1. Regulation of cellular pH is crucial for homeostatic control of physiological processes that include: protein, DNA and RNA synthesis, vesicular trafficking, cell growth and cell division. Alterations in cellular pH homeostasis can lead to detrimental functional changes and promote progression of various diseases2. Various methods are available for measuring intracellular pH but very few of these allow simultaneous measurement of pH in the cytoplasm and in organelles. Here, we describe in detail a rapid and accurate method for the simultaneous measurement of cytoplasmic and organellar pH by using confocal microscopy on living cells3. This goal is achieved with the use of two pH-sensing ratiometric dyes that possess selective cellular compartment partitioning. For instance, SNARF-1 is compartmentalized inside the cytoplasm whereas HPTS is compartmentalized inside endosomal/lysosomal organelles. Although HPTS is commonly used as a cytoplasmic pH indicator, this dye can specifically label vesicles along the endosomal-lysosomal pathway after being taken up by pinocytosis3,4. Using these pH-sensing probes, it is possible to simultaneously measure pH within the endocytic and cytoplasmic compartments. The optimal excitation wavelength of HPTS varies depending on the pH while for SNARF-1, it is the optimal emission wavelength that varies. Following loading with SNARF-1 and HPTS, cells are cultured in different pH-calibrated solutions to construct a pH standard curve for each probe. Cell imaging by confocal microscopy allows elimination of artifacts and background noise. Because of the spectral properties of HPTS, this probe is better suited for measurement of the mildly acidic endosomal compartment or to demonstrate alkalinization of the endosomal/lysosomal organelles. This method simplifies data analysis, improves accuracy of pH measurements and can be used to address fundamental questions related to pH modulation during cell responses to external challenges.

Several methods are available for measuring intracellular pH but very few of these allow simultaneous measurement of cytoplasmic and organellar pH. Here, we describe in detail a rapid and accurate methodology to simultaneously measure cytoplasmic and vesicular pH by ratiometric imaging of living cells.

Gleichzeitige pH-Messung in endozytischen und Cytosolic Fächer in lebenden Zellen mittels konfokaler Mikroskopie

Intracellular pH is tightly regulated and differences in pH between the cytoplasm and organelles have been reported1. Regulation of cellular pH is crucial ...

Messung von pH Vacuolar und Cytosolic

Zusammenfassung

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Radiomarkierung und Quantifizierung von Cellular Ebenen Phosphoinositide von High Performance Liquid Chromatography-gekoppelten Durchflussscintilla

In vitro Monitoring of Extracellular pH in Real-Time

Die Quantifizierung der Cytosolic vs. Vacuolar

Mess Phagosomen pH durch ratiometrische Fluoreszenzmikroskopie

Abschätzung der strukturellen Empfindlichkeit von intrinsisch ungeordneten Regionen als Reaktion auf hyperosmotischen Stress in lebenden Zellen mit FRET

Abschätzung der strukturellen Empfindlichkeit von intrinsisch ungeordneten Regionen als Reaktion auf hyperosmotischen Stress in lebenden Zellen mit FRET

Abschätzung der strukturellen Empfindlichkeit von intrinsisch ungeordneten Regionen als Reaktion auf hyperosmotischen Stress in lebenden Zellen mit FRET

Eine Fluoreszenz-Mikroskopie Assay zur Überwachung Mitophagy in der Hefe Saccharomyces cerevisiae

Mitochondrial Respiration Quantification in Yeast Whole Cells

Gleichzeitige pH-Messung in endozytischen und Cytosolic Fächer in lebenden Zellen mittels konfokaler Mikroskopie