Diese Arbeit wurde vom Australian Research Council unter Linkage Projektstipendium LP120100264 unterstützt.

1. Kultur von Spiral Ganglionneuronen <ol><li> Sterilisieren kleinen runden (z. B. 10 mm Durchmesser) Deckgläschen und gebogenen Pinzette in einem Autoklaven. Übertragen Sie die sterilisierten Deckgläschen in einzelne Vertiefungen einer sterilen 4-Ring 35 mm Petrischale oder 4-Well-Platte mit den sterilisierten Pinzette. Bewerben 150 ul von Poly-L-Ornithin (500 ug / ml) und Mauslaminin (0,01 mg / ml) auf die Oberseite des Deckglases und in einen Inkubator (37 ° C) für bis zu 48 Stunden. Stellen Sie sicher, dass die Deckgläser schwimmen nicht weg von dem Boden des Bohrlochs. </li><li> Planen 50 ml sterile Neurobasal Medien (NBM) für jedes neuronale Kultur: 47,5 ml Neurobasalmedium A, 0,5 ml N 2 Supplement 1 ml B27 Supplement, 0,5 ml L-Glutamin und 0,5 ml Penicillin-Streptomycin. Hinweis: Supplements eingefroren werden kann, bei -20 ° C gelagert und zu den Medien am Tag erforderlich. </li><li> Dissociate Spiralganglienzellen Neuronen aus postnatalen Tag 4-7 Rattenjungen wie zuvor 20,21 beschrieben, unsING sowohl enzymatische (0,025% Trypsin und 0,001% DNase I) und mechanischen Techniken. Siehe Whitlon et al. 22 und Vieira et al. 23 für detaillierte Verfahren der Spiralganglienzellen Neuron Kultur oder Parker et al. 24 für eine Demonstration Modiolus Isolation. </li><li> Saugen Sie alle verbleibenden poly-L-ornithine/laminin Lösung von den Deckgläsern und waschen kurz mit NBM. </li><li> In 150-200 ul des dissoziierten Spiralganglienzellen Neuron Suspension auf die Deckgläser und Ort in einen Inkubator (37 ° C, 10% CO 2). Hinweis: bis zu 20 Deckgläser kann von einem durchschnittlichen Wurf von 8 Rattenjungen hergestellt werden. </li><li> Vier Stunden nach dem Ausplattieren Neuronen absaugen Lösung um Zelltrümmer zu entfernen und ersetzen mit 150-200 ul erwärmte frische NBM. Hinweis: Medien können täglich Nachschub benötigen, um Austrocknung zu vermeiden. </li><li> Zurück Deckgläser in den Inkubator bis zur elektrophysiologischen Ableitungen erforderlich. Hinweis: dissoziierten SpiraleGanglion Neuronenkulturen können elektrophysiologischen Experimenten Stunden nach der Dissoziation und für bis zu zwei Tagen danach verwendet werden. Zeit in vitro zu berücksichtigen bei der Analyse der Ergebnisse berücksichtigt werden. Tanken NBM jede 24-48 Std. </li></ol> 2. Vorbereitung für die Patch-Clamp-Recordings <ol><li> Bereiten Lösungen <ol><li> Intrazelluläre (Mikropipette) Lösung: 115 mM K-Gluconat, 7 mM KCl, 10 mM HEPES, 0.05 mM EGTA, 2 mM Na 2 ATP, 2 mM MgATP, 0,5 mM Na 2 GTP (auf pH 7,3 mit KOH; einstellen bis 295 mOsmol / kg mit Saccharose). Übergeben Sie die Lösung durch ein Sterilfilter (0,2 um) und teilen sich in 200 ul Aliquots bei -20 ° C bis zum Tag der Aufnahme gespeichert werden. </li><li> Extrazelluläre (Badewanne) Lösung: 137 mM NaCl, 5 mM KCl, 2 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2, 10 mM HEPES, 10 mM Glucose (auf pH 7,4 mit NaOH; anzupassen 300-310 mosmol / kg mit Saccharose) . Diese Lösung wird am Tag der Aufzeichnung gemacht. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Aufnahme Pipetten mit einem Widerstand von 2-6 MOhm. Wir verwenden ein CO 2-Laser-Abzieher (P-2000; Sutter Instruments) und Borosilikatglas (1,0 mm Außendurchmesser, 0,58 mm Innendurchmesser, 75 mm Länge). </li><li> Bereiten Sie den Laser. Dieses Protokoll wird für die Verwendung mit einem fasergekoppelter Laser, wie die 1.870 nm Infrarot-Nerv-Stimulator aus OptoTech P / L. bestimmt Die optische Faser für leichte Lieferwagen in unseren Experimenten verwendet wird, ist ein 200/220 um Kern / Mantel Durchmesser Silica-Faser mit einer numerischen Apertur von 0,22 und FC-PC-Steckern an beiden Enden (AFW Technologies MM1-FC2-200/220-5-C -0.22). Die Patchkabel wurden in zwei Hälften geschnitten, um zwei Faserpigtails (dh an einem Ende mit Steckverbindern und gespalten auf der anderen) zu produzieren. Die Auswirkungen Faserkerndurchmesser und die numerische Apertur auf laserinduzierten Temperaturänderungen im Detail von Thompson et al. 25 <ol><li> Cleave die Spitze des Lichts Lieferung Faser unter Verwendung von Standardverfahrenund dass die sich ergebende Spitze von hoher Qualität ist durch Beobachtung mit einem optischen Mikroskop (dh die Spitze sollte senkrecht zu der Faserachse und erscheinen bei Sichtprüfung flach). Schließen Sie das Licht Lieferung Faser auf die Faser-gekoppelten Ausgang der Stimulation mit einem geeigneten Laser-Through-Anschluss (zB Thorlabs ADAFC2). </li><li> Messen Sie den Ausgang Laserleistung von der gespaltenen Spitze des Lichts Lieferung Faser mit einem geeigneten Instrument (zB Coherent FieldMate mit LM-3-Detektor Kopf). Es wird empfohlen zu prüfen, die Laserleistung jedes Mal das Licht Lieferung Faser gespalten wird oder eine signifikante Anpassung wird mit dem Laser gemacht (z. B. Transport von einem Labor zum anderen). </li><li> Legen leichte Lieferfahrzeuge Faser in einer Faser Futter oder einer gleichwertigen Einrichtung und bringen das Futter an die entsprechende Mikropositionierer. Es ist wichtig, dass eine genaue Bestimmung der Winkel θ, dass die optische Faser mit dem Deckglas macht. Diese angle können, indem sie ein Foto von der experimentellen Anordnung und mit Bildverarbeitungssoftware (zB ImageJ), um den Winkel zu erhalten, gemessen werden. Insbesondere dem Mikroskop - Der Winkel θ (oder einen Bereich von möglichen Winkeln) wird vor allem durch räumliche Einschränkungen der Versuchsanordnung eingeschränkt. Typische Werte von θ in unseren Experimenten (basierend auf einem aufrechten Mikroskop) sind um 36 °, aber die optimalen Winkel können sich erheblich für alternative Setups (zB solche mit einem inversen Mikroskop). </li><li> Stellen Sie die Verbindungen zwischen dem Laser und der Patch-Clamp-Datenerfassungssystem (zB Digidata 1440A, Molecular Devices), wie in Abbildung 2 dargestellt. Die digitale Ausgabe aus dem Patch-Clamp-Datenerfassungssystem sollte der Laser über einen externen Funktionsgenerator verbunden werden, wodurch es möglich Pulsparametern unabhängig von dem Datenerfassungssystem angeben. Alternativ kann dieser Ausgang direkt angeschlossen werdender Laser-Treiber (erfordert die Pulsdauer und Wiederholrate durch die Datenerfassungs-Software eingestellt werden). In jedem Fall sollte das Signal verwendet wird, um den Laser auslösen zu einem Eingang der Datenerfassungs-System angeschlossen werden, um sicherzustellen, dass der Zeitpunkt und die Dauer der Laserpulse gleichzeitig mit der elektrophysiologischen Signal aufgezeichnet werden. </li></ol></li></ol> 3. Patch-Clamp-Aufnahmen zur Untersuchung von INS <ol><li> Füllen Sie den entsprechenden Container der Perfusion mit extrazellulären Lösung und stellen Sie den Durchfluss, um die Perfusion des Bades mit einer Geschwindigkeit von 1-2 ml / min liefern. Wir verwenden eine Schwerkraft-System (Saugflasche, Quetschventils und PE-Schlauch) mit einem Durchlauferhitzer zu schnelle Erwärmung der Lösung und eine peristaltische Pumpe verbrauchten Lösung durch Absaugen entfernen können. </li><li> Legen Sie ein Deckglas mit kultivierten Zellen in die Aufnahme Kammer (Badewanne) von einem aufrechten Mikroskop. Mit einer hohen Vergrößerung Wasser-Immersions-Objektiv (e. G. 40X) und Phasen-Kontrast (zB Differential-Interferenz-Kontrast oder Dodt Gradienten Kontrast), visuell lokalisieren die Spiralganglienzellen Neuronen in der Kultur. Ein typisches Spiralganglienzellen Neuron Phase-hell, rund und etwa 15 &amp;mgr; m im Durchmesser mit einem prominenten Kern, wie in Abbildung 1a gezeigt. </li><li> Sobald ein Neuron lokalisiert worden ist, auf eine niedrigere Vergrößerung Ziel (z. B. 10X) wechseln und suchen Sie die Zielneuron innerhalb des Gesichtsfeldes. </li><li> Bewegen Sie das Licht Lieferung Lichtwellenleiter in Position mit dem folgenden Verfahren (oder gleichwertig): <ol><li> Über die Mikropositioniereinrichtung die Ausgangsfaser zu bewegen, bis die Spitze in der Nähe der Ziel-Neuron in der horizontalen und vertikalen Ebenen. Die vertikale Position der Faserspitze kann durch Bewegung des Objektivs auf und ab (Scannen des Fokus) überprüft werden. </li><li> Wechseln Sie zurück zu dem Ziel hoher Vergrößerung und Positionierung der Spitze der optischen Faser in ihrer vorgesehenen Position neben ter Neuron (siehe Abbildung 2 Einschub). Beim Einstellen der vertikalen Position der Faser, ist es wichtig, dass der untere Rand der Faser ist (dh gerade berührt) des Deckglases ruht, zu Unsicherheiten in der Position der Faser zu minimieren. Optimale Ausrichtung in der horizontalen Ebene wird von dem Winkel θ abhängt, dass die Faser mit dem Deckglas und dem Radius der Faser r macht. Um die Faser so zu positionieren, dass das Zentrum der Zielneuron liegt entlang der Faserachse, sollte der horizontale Abstand zwischen der Oberkante der Faser und der Zielzelle Δ target = r (θ cosec - 2 sin θ), wobei negative Werte anzeigen, dass die optische Faser Überhänge die Zelle. Beim Ausrichten der Faser kann ein Abstand von Δ Ziel zwischen dem oberen Rand der Faser und dem Mittelpunkt des Neurons etwa durch visuelle Inspektion erreicht werden. Allerdings Δ Ziel ist so konzipiert,dienen als grobe Richtwerte. Positionierung der Faser, so daß der tatsächliche Abstand Δ zwischen der Oberkante der Faser und dem Mittelpunkt des Neurons meßbar unterscheidet sich von Δ Ziel (wie in 1) einen Einblick in die Wirkung von sowohl radialen Verschiebung (dh vom und zum Zentrum der beam) und axiale Verschiebung (dh entlang der Faser-Achse) des Strahls relativ zu der Ziel-Nervenzelle. Wenn Sie z. B. Δ ≈ 0 zu erwarten, dass die lokale Temperatur in der Umgebung der Zelle zu erhöhen - also seit das Strahlprofil für typische Multimode-Fasern ist gut mit einem Hut Verteilung 26, der Rückgang in lokal absorbierte Energie (Temperatur) angenähert durch Verschiebung von der Mitte des Strahls minimal ist im Vergleich zu dem Anstieg der absorbierten Energie von Bewegung der Faserenden näher an der Zelle. Während sollte darauf geachtet werden, um die Faser so genau und reproduzierbar zu positionieren als possible Verwendung visuelle Hinweise, präzise Messung der Faser Stelle relativ zum Zielneuron (zB Δ) ist von größerer Bedeutung als Positionierung in einem vorbestimmten Abstand. Δ bestimmt werden kann (mit einem geschätzten maximalen Unsicherheit von ± 3 um) durch Bildanalyse werden, wie in Schritt 3.8.2 des Protokolls beschrieben. In einigen Experimenten 5,8 haben weiße Lichtquellen durch die Faser gekoppelt ist, um die gewünschte Zelle zielen. Dieser Ansatz wurde festgestellt, dass in der aufrechten Mikroskopaufbau wirksam, da die Intensität von Licht, das von der Zielregion verteilt war relativ niedrig an diesen flachen Winkeln (θ). </li><li> Sobald die Faser in Position ist, verschieben Sie sie durch eine bekannte Menge an einfachen Positionierung der Mikropipette aktivieren. Die Faser kann dann in die ursprüngliche Position, wenn ein neuronales Aufnahme erreicht wird zurückgegeben. </li></ol></li><li> Füllen Sie die Mikropipette mit intrazellulären Lösung und sicher einrastet passen auf den Köpfentage des Verstärkers (zB Multiclamp 700B, Molecular Devices). Mit Hilfe von Schläuchen, die an der Seite des Halters Mikroelektrode, eine kleine Menge eines Überdrucks zu einer Verstopfung der Mikropipette zu verhindern. </li><li> Mit einem Mikromanipulator, bewegen Sie die Mikropipette in Position knapp über dem Zielneuron. </li><li> Protokoll für die ganze Zelle Aufnahmen: <ol><li> Tragen Sie eine 10 ms, +10 mV Rechteckimpuls (z. B. Seal Test) in Voltage-Clamp-Modus des Verstärkers und stellen Sie die Mikropipette Potential (Pipette Offset) von der Baseline-Signal auf 0 nA. Die Dichtung Test sollte auch festgestellt werden, ob der Widerstand der Mikroelektrode in dem gewünschten Bereich (z. B. 2 - 6 MQ) befindet. </li><li> Bei der Überwachung des Widerstandes, verwenden Feineinstellungen der Mikromanipulator leicht positionieren der Mikropipette auf die Oberfläche des Targets Neurons. Wenn die Mikropipette in Kontakt mit dem Neuron ist, wird der Widerstand zu erhöhen (von ~ 0,5 bis 1 MQ). Inmittelbar nach den Widerstand zu erhöhen, entfernen Sie den Fluidüberdruck und eine kleine Unterdruck. Ist die Beständigkeit 10 geführt - 20 MOhm, beheben das Membranpotential einer Holding-Ebene (z. B. um -60 mV). </li><li> Die Elektrode Widerstand sollte weiter ansteigen, bis sie 1 G überschreitet, was bedeutet, dass eine wirksame Dichtung (genannt &quot;Giga&quot;) zwischen der Zellmembran und Mikropipette gebildet wurde. An diesem Punkt, entfernen Sie alle Flüssigkeitsdruck aus der Pipette. </li><li> Sobald die Gigaseal gebildet worden ist, verwenden Sie kurze Stromimpulse (25 bis 100 us; +1 V) oder kurze Impulse Fluidunterdruck zum Bruch der Zellmembran und erreichen Ganzzellkonfiguration. </li><li> Notieren der Membran Kapazität Serienwiderstand und Eingangswiderstand ab der Exponentialkurve versehen sind, die während der aktuellen Dichtung Testimpuls bestimmt. Minimieren Sie die Kapazität durch die Anpassung der Transienten CpFast und CpSlow Steuerelemente auf dem Verstärker, dann switch der Verstärker in Ganzzell-Modus und kompensieren Kapazität und Widerstand bis zu einem flachen Strom wird während der Dichtheitsprüfung beobachtet. Bewerben Vorwiderstand Entschädigung (~ 70% Korrektur; 70% Vorhersage), die Anpassung Kapazität und Widerstand Kontrollen, um eine flache Prüfsiegel Reaktion aufrecht zu erhalten. </li><li> Wechseln Sie zu Current-Clamp-Modus in den Verstärker. Beachten Sie die Ruhemembranpotenzial (in Abwesenheit der Stromeinspeisung). Stellen Sie einen Haltestrom an das Membranpotential auf dem gewünschten Niveau (zB -60 mV) zu stabilisieren. Neutralisieren Sie die Pipette Kapazität und stellen Sie die Balance Brücke, um den Spannungsabfall auszugleichen. </li><li> Überprüfen Sie die Zündung Eigenschaften des Neurons durch die Stimulierung mit depolarisierenden Strom (10-200 pA in +10 pA Schritten, 300 ms Dauer). </li></ol></li><li><ol><li> Bewegen Sie den Lichtwellenleiter zurück in Position neben dem Neuron. Mit Bildverarbeitungs-Software, die mit einer CCD-Kamera, die Aufnahmen der Position der Faser mit Bezug auf die Soll neuron, die sich auf der Ebene des Neurons zunächst und dann an der oberen Kante der optischen Faser (siehe Abbildung 1). </li><li> Durch anschließende Analyse der resultierenden Bilder (z. B. Fig. 1b und 1c) ist es möglich, genau zu bestimmen, Δ (die Position des oberen Randes der optischen Faser relativ zu der Mitte des Zielneuron). Wenn Δ bekannt ist, können Parameter, wie der Abstand von der Faserendfläche der Zielneuron (entlang der Faserachse) z und der radialen Verschiebung des Neurons aus dem Zentrum des Strahls δ r unter Verwendung einfacher trigonometrischer Beziehungen werden: z = r sin 2θ + Δ cos θ δ r = ((r cos 2θ - Δ sin θ) 2 + Ay 2) 1/2, wobei ∂ y der Abstand zwischen der Faserachse und dem Mittelpunkt des Neurons von oben gesehen wird (zB SEe Abbildung 1). Analyse zu berücksichtigen Lageabweichungen von Zelle zu Zelle zu nehmen, da die genaue Kenntnis dieser Lage Parameter erforderlich, um mögliche Unterschiede zwischen Stimulation Prozesse 25 zu lösen. </li></ol></li></ol> 4. INS Experimente <ol><li> Während der Aufzeichnung elektrophysiologische Daten entweder Stromzange oder Voltage-Clamp-Konfigurationen laufen die Stimulation Laser an den gewünschten Parameter (zB Leistung, Pulsdauer, Pulsfrequenz etc.). Mit Laser wird die optische Energie über einen direkten Eingang zu dem Lasertreiber gesteuert und wird manuell vor jeder Aufzeichnung spezifiziert. Pulsdauer und Pulsfrequenz kann entweder durch ein externes Signal Generators oder der Datenerfassungs-Software (wie in Schritt 2.3.4 beschrieben) gesteuert werden. Sicherstellen, dass die Daten sowohl von der Patch-Clamp-Kanal und dem Laser-Trigger-Kanal aufgezeichnet. </li></ol> Laserpulse mit Längenvon etwa 500 &amp;mgr; s bis 15 ms und Energien von ~ 0,25-5 mJ pro Impuls liefern typischerweise messbaren elektrischen Antworten. Einstellen der Wiederholungsrate der Laserpulse auf 1 Hz oder weniger sein kann für den ersten Experimenten nützlich, da sie die Wirkung dieser Parameter zu minimieren. Typische Ergebnisse, die die Änderung in dem aufgezeichneten Signal werden im folgenden Abschnitt dargestellt.

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Opt. 18, 035004-0310 (2013).</li><li>Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+temperature+jump+by+infrared+diode+laser+irradiation+for+patch-clamp+studies.">Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies.</a> Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Mit den Protokollen vorliegenden Ausführungen ist es möglich, zu extrahieren und Kultur Spiralganglienzellen Neuronen und Laser-evozierte elektrische Aktivität durch Ausführen Ganzzell Patch-Clamp-Experimenten untersucht. Bei in vitro verwendet werden, bietet der Patch-Clamp-Verfahren eine Stufe der Kontrolle über die experimentellen Parameter, die nicht in vivo zu erreichen ist. Laser Stimulationsparameter wie Wellenlänge, Pulsenergie, Pulslänge, Pulsform und Impulsfolgefrequenz Sequenzen könn...

Die Felder der Neurophysiologie und medizinischen Bionik verlassen sich stark auf Techniken, die steuerbare elektrische Stimulation der Antworten in Nervengewebe zu ermöglichen. Während elektrische Stimulation bleibt der Goldstandard in der neuronalen Erregung, leidet es an einer Reihe von Nachteilen wie das Vorhandensein der Stimulation Artefakte bei der Aufzeichnung neuronalen Antworten und einen Mangel an Stimulation Spezifität aufgrund der Ausbreitung von Strom in das umliegende Gewebe ein. Die letzten zwei Jahrzehnte haben die Entwicklung von optisch vermittelten Stimulation Techniken 2 zu sehen. Einige dieser Techniken ist eine Änderung des Zielgewebes, entweder durch Zugabe eines bestimmten Moleküls (zB Käfig Moleküle) 3 oder irgendeine Form der genetischen Manipulation (z. B. optogenetics) 4, die beide nicht leicht außerhalb eines Forschungssetting gelten. Von besonderem Interesse ist daher Infrarot Nervenstimulation (INS), whereby Nervengewebe durch gepulste Infrarot-Laserlicht angeregt. INS hat das Potenzial, viele der Mängel der elektrischen Stimulation, indem du hochspezifische, berührungslose Stimulation von Nervengewebe 2 überwinden. Während jedoch INS wurde erfolgreich in einer Vielzahl von Einstellungen in vivo gezeigt, bleibt der genaue Mechanismus der Anregung unsicher. Einige neuere Veröffentlichungen haben Fortschritte bei der Aufdeckung der Mechanismus hinter INS 5-7 gezeigt. Schnelle Erwärmung durch Absorption des Laserlichts durch Wasser scheint eine wichtige Rolle zu spielen. Doch jenseits dieser Konsens ist noch nicht erreicht. Shapiro et al. 7 schlagen eine sehr allgemeine Mechanismus, durch schnelle Erwärmung verursacht eine Störung in der Verteilung der geladenen Partikel angrenzend an die Zellmembran, was zu einer Änderung der Kapazität der Zellmembran und nachfolgende Depolarisation. Darüber hinaus Albert et al. 5 behaupten, dass laser induzierte Erwärmung aktiviert eine spezifische Klasse von temperaturempfindlichen Ionenkanälen (transient receptor potential vanilloid Kanäle), so dass Ionen durch die Zellmembran passieren. Zu diesem Zeitpunkt ist es unklar, wie diese Mechanismen zu kombinieren, oder auch, ob es weitere Faktoren, die noch identifiziert werden. Obwohl eine kleine Anzahl von Publikationen (Referenzen 5,7-9) INS in vitro untersucht haben, hat sich die überwiegende Mehrheit der Arbeiten in diesem Bereich veröffentlicht wurden in vivo durchgeführt (zB Referenzen 1,6,10-18). Infrarot Stimulation der akustischen Neuronen hat eine Fläche von besonderem Interesse, wegen der möglichen Anwendungen in Cochlea-Implantaten 10,14-18. Während in vivo Experimente sind wichtig, um die Wirksamkeit der Technik in verschiedenen Einstellungen, die erhöhte Maß an Kontrolle gewährt durch in-vitro-Studien wird erwartet, dass eine genauere Verständnis der mech führen überprüfenmus verantwortlich für INS. Dieser Bericht beschreibt die Herstellung von kultivierten Neuronen Spiralganglienzellen für Patch-Clamp-Untersuchungen, da diese verwendet werden, um grundlegende Mechanismen zu studieren, während auch die Verknüpfung der großen Körper der vorhandenen Daten aus dem auditorischen System werden. Die Patch-Clamp-Technik ist ein ausgezeichnetes Werkzeug für die Untersuchung von elektrophysiologischen Phänomene, ein Mittel zur Aufzeichnung der elektrischen Aktivität in einzelnen Zellen und der Untersuchung der Beteiligung der einzelnen zugrunde liegenden Strömungen 19. Wenn diese Technik zu einer stabilen in vitro Herstellung von primären Neuronen, wie kultivierten Neuronen Spiralganglienzellen angewendet, bietet es die Möglichkeit, in die Tiefe, durch welche Mechanismen neuronaler Aktivität gesteuert und manipuliert wird, zu studieren. Die Protokolle in dieser Arbeit Umriss Methoden zur Untersuchung der Wirkung von Laser-Stimulation auf die elektrischen Eigenschaften der Spirale Ganglionneuronen angegeben durch Patch-Clamp-Aufnahmen. Der Ansatz basiert auf einer Faser-gekoppelte Laser anstelle eines Freiraum-Laser basiert, ermöglicht einen sicheren Betrieb sowie einfacher und wiederholbare Ausrichtung ohne die Notwendigkeit, die Standard-Mikroskop-Konfiguration ändern. Auf der Grundlage dieser Protokolle, sollte es möglich sein, eine breite Palette von Experimenten durchzuführen, um mehr eindeutig zu bestimmen, den Mechanismus oder Mechanismen INS.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Cell culture materials and equipment </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass coverslips</td>
 <td>Lomb Scientific</td>
 <td>CSC 10 1 GP</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4-ring cell culture dish </td>
 <td>VWR International</td>
 <td>82050-542</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-L-ornithine solution</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4957</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Laminin</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>23017-015</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Curved forceps</td>
 <td>WPI</td>
 <td>14101</td>
 <td>Dumont #5 tweezers (45&deg; angle tip)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CO2 Incubator</td>
 <td>ThermoScientific</td>
 <td>Heracell 150i</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 1. Cell culture materials and equipment.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Neurobasal media</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Neurobasal A</td>
 <td>Gibco</td>
 <td>10888-022</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>N-2 supplement</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17502-048</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>B27 serum-free supplement</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17504-044</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Penicillin-Streptomycin</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>15140-148</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>L-Glutamine</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>25030-149</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Intracellular solution</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H4034</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium D-gluconate</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G4500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EGTA</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>E3889</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Na2ATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A2383</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MgATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A9187</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NaGTP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G8877</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium hydroxide</td>
 <td>LabServ</td>
 <td>BSPPL738.500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sucrose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>S8501</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Extracellular solution </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>310166</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H4034</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Calcium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>383147</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Magnesium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>M8266</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>D-Glucose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G8270</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium hydroxide</td>
 <td>LabServ</td>
 <td>BSPSL740.500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sucrose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>S8501</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 2. Solutions for cell culture and patch clamp. a) Neurobasal media. b) Intracellular solution. c) Extracellular solution.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Upright microscope</td>
 <td>Zeiss </td>
 <td>AxioExaminerD1</td>
 <td>Equipped with Dodt contrast </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Water-immersion objective</td>
 <td>Zeiss</td>
 <td>W Plan-APOCHROMAT 40x/0.75</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Platform and X-Y stage </td>
 <td>ThorLabs</td>
 <td>Burleigh Gibraltar</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Recording chamber</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>RC-26G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vibration isolation table</td>
 <td>TMC</td>
 <td>Micro-g 63-532</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CCD Camera</td>
 <td>Diagnostic Instruments</td>
 <td>RT1200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Camera software</td>
 <td>Diagnostic Instruments</td>
 <td>SPOT Basic</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>In-line solution heater</td>
 <td>Warner</td>
 <td>SH-27B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Temperature controller</td>
 <td>Warner</td>
 <td>TC-324B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Patch clamp amplifier</td>
 <td>Molecular Devices</td>
 <td>Multiclamp 700B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Patch clamp data acquisition system</td>
 <td>Molecular Devices</td>
 <td>Digidata 1440A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micromanipulator</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>MPC-325</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette glass</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>GBF100-58-15</td>
 <td>Borosilicate glass with filament</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette Puller</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>P2000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Recording Software</td>
 <td>AxoGraph</td>
 <td></td>
 <td>Lab pack and electrophysiology tools</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aspirator bottle</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>CLS12201L</td>
 <td>1 L Pyrex aspirator bottle, with outlet for tubing</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PE Tubing</td>
 <td>Harvard</td>
 <td>PolyE #340</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Masterflex peristaltic pump</td>
 <td>Cole-Parmer</td>
 <td>HV-07554-85</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3.Patch clamp equipment.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1,870 nm laser diode</td>
 <td>Optotech</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>200/220 &mu;m diameter multimode optical fiber patch cord (FC/PC)</td>
 <td>AFW Technologies</td>
 <td>MM1-FC2-200/220-5-C-0.22</td>
 <td>Light delivery optical fiber, silica core and cladding, 0.22 NA</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber through connector (FC/PC)</td>
 <td>Thorlabs</td>
 <td>ADAFC2</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber cleaver</td>
 <td>EREM</td>
 <td>FO1 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber stripping tool (0.25 - 0.6 mm) </td>
 <td>Siemens</td>
 <td></td>
 <td>For removing optical fiber jacket</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber stripping tool (0.6 - 1.0 mm)</td>
 <td>Siemens</td>
 <td></td>
 <td>For removing outer coating of patch cord</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Signal generator</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Any signal generator that can output the necessary pulse shapes and is capable of being externally triggered</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber positioner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Custom made positioner. Could substitute with standard micropositioner used for patch clamp experiments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber chuck</td>
 <td>Newport</td>
 <td>FPH-DJ</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Laser power meter and detector head</td>
 <td>Coherent</td>
 <td>FieldMate (power meter) with LM-3 (detector head)</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 4. Laser equipment.</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

whole cell patch clamp for investigating the mechanisms of infrared neural stimulation

Es hat sich in den letzten Jahren gezeigt, dass gepulste Infrarot-Laserlicht verwendet werden, um elektrische Reaktionen in neuronalen Gewebe hervorzurufen, unabhängig von einer weiteren Abwandlung der Zielgewebe. Infrarot neuronale Stimulation in einer Vielzahl von peripheren und sensorischen neuronalen Gewebe wurde in vivo angegeben, wobei besonderes Interesse an der Stimulation der Nervenzellen im auditorischen Nervenzellen gezeigt. Während jedoch INS gezeigt wurde, dass in diesen Einstellungen funktionieren, ist der Mechanismus (oder Mechanismen), durch die Infrarot-Licht bewirkt neuronalen Erregung momentan nicht gut verstanden. Das Protokoll hier beschreibt eine ganze Zelle Patch-Clamp-Methode entwickelt, um die Untersuchung von Infrarot neuronale Stimulation in kultivierten primären auditorischen Neuronen zu erleichtern. Durch gründliches Charakterisierung der Reaktion dieser Zellen auf Infrarot-Laserbelichtung in vitro unter kontrollierten Bedingungen kann es möglich sein, ein verbessertes Verständnis der grundlegenden Physica gewinnenl und biochemischen Prozessen zugrunde liegenden neuronalen Infrarot-Stimulation.

Spiral Ganglionneuronen auf Laserbeleuchtung reagieren mit wiederholbaren Wellenformen sowohl Voltage-Clamp-und Strom-Clamp-Aufnahme-Konfigurationen. 3a zeigt typische Änderungen des Stromflusses durch eine Zellmembran in Antwort auf eine 2,5 ms, 0,8 mJ Laserpuls (durchschnittliche Reaktionszeit von 6 Laserpulse, bei 1 sec Intervallen) mit dem Membranpotential bei -70 mV, -60 mV und -50 mV gehalten wiederholt. Net Einwärtsströme konsequent in Reaktion auf Laserpulse hervorgerufen, Rückkehr zu Ausgan...

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Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Infrarot Nervenstimulation als Alternative, eine elektrische Stimulation in einem Bereich von Nerven-Typen, einschließlich derjenigen mit auditorischen System zugeordnet vorgeschlagen. Dieses Protokoll wird ein Patch-Clamp-Verfahren zur Untersuchung des Mechanismus der Infrarot Nervenstimulation in einer Kultur von primären auditorischen Nervenzellen.

Whole Cell Patch-Clamp für erforschen die Mechanismen der Infrarot Neural Stimulation

It has been  demonstrated in recent years that pulsed, infrared laser light can be used to  elicit electrical responses in neural tissue, independent of ...

whole-cell-patch-clamp-for-investigating-mechanisms-infrared-neural

Research

JoVE Journal

Neuroscience

20.8K Aufrufe.  Swinburne University of Technology. Infrarot Nervenstimulation als Alternative, eine elektrische Stimulation in einem Bereich von Nerven-Typen, einschließlich derjenigen mit auditorischen System zugeordnet vorgeschlagen. Dieses Protokoll wird ein Patch-Clamp-Verfahren zur Untersuchung des Mechanismus der Infrarot Nervenstimulation in einer Kultur von primären auditorischen Nervenzellen.

Serie: Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Investigating the Neural Mechanisms of Aware and Unaware Fear Memory with fMRI

Pavlovian fear conditioning is often used in combination with functional magnetic resonance imaging (fMRI) in humans to investigate the neural substrates of associative learning 1-5. In these studies, it is important to provide behavioral evidence of conditioning to verify that differences in brain activity are learning-related and correlated with human behavior. 
Fear conditioning studies often monitor autonomic responses (e.g. skin conductance response; SCR) as an index of learning and memory 6-8. In addition, other behavioral measures can provide valuable information about the learning process and/or other cognitive functions that influence conditioning. For example, the impact unconditioned stimulus (UCS) expectancies have on the expression of the conditioned response (CR) and unconditioned response (UCR) has been a topic of interest in several recent studies 9-14. SCR and UCS expectancy measures have recently been used in conjunction with fMRI to investigate the neural substrates of aware and unaware fear learning and memory processes 15. Although these cognitive processes can be evaluated to some degree following the conditioning session, post-conditioning assessments cannot measure expectations on a trial-to-trial basis and are susceptible to interference and forgetting, as well as other factors that may distort results 16,17 .
Monitoring autonomic and behavioral responses simultaneously with fMRI provides a mechanism by which the neural substrates that mediate complex relationships between cognitive processes and behavioral/autonomic responses can be assessed. However, monitoring autonomic and behavioral responses in the MRI environment poses a number of practical problems. Specifically, 1) standard behavioral and physiological monitoring equipment is constructed of ferrous material that cannot be safely used near the MRI scanner, 2) when this equipment is placed outside of the MRI scanning chamber, the cables projecting to the subject can carry RF noise that produces artifacts in brain images, 3) artifacts can be produced within the skin conductance signal by switching gradients during scanning, 4) the fMRI signal produced by the motor demands of behavioral responses may need to be distinguished from activity related to the cognitive processes of interest. Each of these issues can be resolved with modifications to the setup of physiological monitoring equipment and additional data analysis procedures. Here we present a methodology to simultaneously monitor autonomic and behavioral responses during fMRI, and demonstrate the use of these methods to investigate aware and unaware memory processes during fear conditioning.

A methodology to investigate the neural mechanisms that support aware and unaware memory processes during fear conditioning is described. This method monitors blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging, skin conductance response, and unconditioned stimulus expectancy during Pavlovian fear conditioning to assess the neural correlates of distinct memory processes.

Die Erforschung der neuronalen Mechanismen der Aware und Unkenntnis Angst Speicher mit fMRI

Pavlovian fear conditioning is often used in combination with functional magnetic resonance imaging (fMRI) in humans to investigate the neural substrates ...

Forschung

Neurowissenschaften

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

Eine EDV-gestützte Multi-Elektroden-Patch-Clamp-System

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufnahmen aus Morphologically- und neurochemisch identifizierten Hippocampus Inter

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufnahmen in Hirnschnitten

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Ganzzellige Patch-Clamp-Aufnahmen zur elektrophysiologischen Bestimmung der Ionenselektivität in Channelrhodopsinen

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

Zeitabhängige Erhöhung der Netzwerkreaktion auf die Stimulation von neuronalen Zellkulturen auf Mikroelektroden-Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

Auditory Brainstem Response and Outer Hair Cell Whole-cell Patch Clamp Recording in Postnatal Rats

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to amplify the weak vibration of low-level sound signal. The morphology and electrophysiological property of outer hair cells (OHCs) develop in early postnatal ages. The maturation of outer hair cell may contribute to the development of the auditory system. However, the process of OHCs development is not well studied. This is partly because of the difficulty to measure their function by an electrophysiological approach. With the purpose of developing a simple method to address the above issue, here we describe a step-by-step protocol to study the function of OHCs in acutely dissociated cochlea from postnatal rats. With this method, we can evaluate the cochlear response to pure tone stimuli and examine the expression level and function of the motor protein prestin in OHCs. This method can also be used to investigate the inner hair cells (IHCs).

This protocol describes methods to record the auditory brainstem response from postnatal rat pups. To examine the functional development of outer hair cells, the experimental procedure of whole-cell patch clamp recording in isolated outer hair cells is described step-by-step.

Auditory Brainstem Response und äußeren Haarzellen Whole-Cell Patch Clamp Aufnahme bei postnatalen Ratten

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

Vorbereitungen und Protokolle für die ganze Zelle Patch Clamp Aufnahme von Xenopus Laevis Tectal Neuronen

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Preparation of Acute Spinal Cord Slices for Whole-cell Patch-clamp Recording in Substantia Gelatinosa Neurons

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms underlying sensory transmission, nociceptive regulation, and chronic pain or itch development. Implementations of electrophysiological recordings together with morphological studies based on the utility of acute spinal cord slices have further improved our understanding of neuronal properties and the composition of local circuitry in SG. Here, we present a detailed and practical guide for the preparation of spinal cord slices and show representative whole-cell recording and morphological results. This protocol permits ideal neuronal preservation and can mimic in vivo conditions to a certain extent. In summary, the ability to obtain an in vitro preparation of spinal cord slices enables stable current- and voltage-clamp recordings and could thus facilitate detailed investigations into the intrinsic membrane properties, local circuitry and neuronal structure using diverse experimental approaches.

Here, we describe the essential steps for whole-cell patch-clamp recordings made from substantia gelatinosa (SG) neurons in the in vitro spinal cord slice. This method allows the intrinsic membrane properties, synaptic transmission and morphological characterization of SG neurons to be studied.

Vorbereitung der akuten Rückenmark Scheiben auf Whole-Cell Patch-Clamp-Aufnahme in den Neuronen der Substantia Gelatinosa

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms ...

Evaluation of Synaptic Multiplicity Using Whole-cell Patch-clamp Electrophysiology

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic multiplicity). Synaptic multiplicity is plastic and changes throughout development and in different physiological conditions, being an important determinant for the efficacy of synaptic transmission. Here, we outline experiments for estimating the degree of multiplicity of synapses terminating onto a given postsynaptic neuron using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices. Specifically, voltage-clamp recording is used to compare the difference between the amplitude of spontaneous excitatory postsynaptic currents (sEPSCs) and miniature excitatory postsynaptic currents (mEPSCs). The theory behind this method is that afferent inputs that exhibit multiplicity will show large, action potential-dependent sEPSCs due to the synchronous release that occurs at each synaptic contact. In contrast, action potential-independent release (which is asynchronous) will generate smaller amplitude mEPSCs. This article outlines a set of experiments and analyses to characterize the existence of synaptic multiplicity and discusses the requirements and limitations of the technique. This technique can be applied to investigate how different behavioral, pharmacological or environmental interventions in vivo affect the organization of synaptic contacts in different brain areas.

Here, we present a protocol for evaluating the functional synaptic multiplicity using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices.

Bewertung der synaptischen Multiplizität mit Whole-Cell Patch-Clamp-Elektrophysiologie

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic ...