Die Autoren danken Tom Robinson für das Korrekturlesen des Manuskripts, C. Bärtschi und H. Benz für den Bau des custom-built Druck-Kontrollsystem. Wir möchten auch auf die Verwendung des Reinraum FIRST und der Lichtmikroskopie Center (LMC), die beide an der ETH Zürich zu bestätigen. Die Arbeit wurde von Merck Serono und des Europäischen Forschungsrates (ERC) im 7. Rahmenprogramm (ERC Starting Grant, Projekt-Nr. 203428, nμLIPIDs) finanziert.

1. SU-8 Master Fabrication Bereiten Sie die beiden Master-Formen für die Kanäle (fluidische und Kontrolle, für Schaltpläne und Abmessungen siehe Abbildung 2) mit dem folgenden Protokoll, aber mit unterschiedlichen Maskenmustern. Das Verfahren wird in Fig. 3a gezeigt. <ol><li> Beginnen, indem eine 4-Zoll-Siliciumwafer 10 min lang bei 180 ° C Laden Sie die dehydriert Wafer auf einem Spin-Coater und verwenden Sie die folgende Protokoll für Spin-Coating-SU-8 2015: <ol><li> Spin-Wafer bei 100 Upm für 20 sec (offene Deckel des Spin-Coater, verzichten SU-8 in diesem Schritt, Deckel schließen nach der Ausgabe). </li><li> Spin-Wafer bei 500 rpm für 10 sec (das wird weiterwider über den gesamten Wafer). </li><li> Schleuderscheibe bei 1750 Upm für 30 sec (definiert die Höhe des Resists zu 20 um). </li></ol></li><li> Entfernen Resist vom Rand des Wafers mit Aceton (mit einem Tupfer), da dies sonst zu der Kochplatte im nächsten Schritt zu halten. Übertragen Sie die Wafer ahotplate bei 95 ° C und Wärme für 4 min. Nach dem Softbake, setzen durch eine Photomaske mit Klebeband an der Resist Glas in einem Mask Aligner mit UV-Licht (150 mJ / cm 2, gemessen bei 365 nm) Kalk-Natron. </li><li> Nach der Belichtung wird der Wafer wieder erwärmen auf 95 ° C für 5 min auf einer Heizplatte. Kühlen Sie den Wafer auf RT und dann eintauchen in ein Bad aus SU-8-Entwickler für 4 min. Schütteln Sie vorsichtig, um nicht belichteten SU-8 zu entfernen. Waschen des Wafers mit Reinraum-Klasse Isopropanol und trocken blasen mit Stickstoff. Prüfen unter einem Mikroskop, wenn die Entwicklung erfolgreich (vor allem die Zellfallen) war. Wenn die Zelle Fallen vollständig entwickelt, sollte die Reflexion des Silizium-Wafers sichtbar. Falls notwendig, die Entwicklung der Wafer wieder für ein paar Minuten. </li><li> Backen des Wafers in einem Ofen für 2 Stunden bei 180 ° C, um alle Restlösungsmittel zu entfernen. Überprüfen Sie die Höhe der Kanäle mit einer Schritt-Profiler. Wenn die Höhe unterscheidet sich von der gewünschten Höhe, wiederholen dieses Protokoll ab Schritt 1.1 mit einem neuen Wafer undändern Sie die Spin-Geschwindigkeit (Schritt 1.1.3). Schließen Sie die Herstellung der Urform durch Silanisierung des Wafers mit 1H, 1H, 2H, 2H-Perfluordecyl-dimethylchloro-Silan in einem Exsikkator über Nacht. </li></ol> 2. Meister Fertigung für Mikrokontaktdruck <ol><li> Um Master-Formen für Mikrokontakt-Drucken vorbereiten, dehydrieren einen Silizium-Wafer für 10 min bei 180 ° C Spin-Coat 1 ml HDMS auf diesem Wafer bei 7.500 rpm für 30 sec (das Resist haftet besser auf einen silanisierten Oberfläche). Spin-Coat 2 ml AZ1518 positiven Resist mit diesem Protokoll: <ol><li> Statische Abgabe des Resists auf dem Wafer. </li><li> Spin-Wafer für 5 Sekunden bei 500 Umdrehungen pro Minute. </li><li> Spin-Wafer für 60 Sekunden bei 4000 Umdrehungen pro Minute. </li></ol></li><li> Nach einer 50 Sekunden Softbake bei 100 ° C auf einer Heizplatte, setzen die wider UV-Licht (21 mJ / cm 2 bei 365 nm) durch eine Photomaske und auf einem Mask Aligner. Entwicklung des Resists in einem Bad von AZ 726 für 75 Sekunden. Mit DI-Wasser und Schlag d spülen entwickelte Waferry mit Stickstoff. Entfernen restlichen Lösungsmittels durch Erwärmen des Wafers auf 115 ° C für 50 sek. Silanisieren den Wafer unter Vakuum über Nacht. </li></ol> 3. Herstellung der Mikrofluid-Chip Ein Zweischicht-Einrichtung Entwurf wird für diese Experimente verwendet. Die beiden Schichten werden getrennt hergestellt und miteinander verbunden werden, bevor der Chip wird schließlich auf einen Glasträger (3b) verbunden ist. Dieser Schritt ist die Herstellung der Schichten und die PDMS PDMS-Stempel für Mikrokontaktdruck. <ol><li> Bereiten Sie eine 10:1-Mischung von PDMS und Härter. Bereiten Sie etwa 80 g PDMS insgesamt (unter Verwendung unserer Designs, wird dies in 10 Chips führen). Mischen Sie die beiden Teile kräftig und entgast PDMS, bis die Mischung blasenfrei ist (~ 30 min). </li><li> Setzen Sie den Wafer mit der Kontrollschicht in einer Petri-Schale und kleben Sie es auf den Boden. Weiter, gießen ~ 50 g PDMS auf und legte die Scheibe für mindestens 2 Stunden in einem Ofen bei 80 ° C und gewährleisten eine vollständigeHärten der PDMS. Wiederholen Sie den Vorgang für den Mikrokontaktdruck-Wafer, dafür ~ 20 g PDMS benötigt wird. </li><li> Schleuderbeschichtungs PDMS auf dem Wafer mit der Fluidschicht mit einer Rotationsgeschwindigkeit von 2.000 UpM, um eine etwa 40 um hohen PDMS-Schicht zu bilden. Härten des PDMS in einem Ofen mindestens 1 h bei 80 ° C. </li><li> Wenn beide Teile ausgehärtet ist, entfernen Sie die Schutzschicht von der Wafer-und in Stücke schneiden mit einer Rasierklinge. Punch-Druckanschluss Löcher durch die Verwendung eines 1 mm Biopsie Puncher. Für die Lagerung, ist es ratsam, ein Stück Klebeband über die Kanäle setzen. </li><li> Um die beiden Schichten zu verbinden, nehmen Sie die Spin-beschichtete Wafer und das Oberteil und legen Sie sie in einem Plasmafilter 23. Nach der Plasmabehandlung, beide Teile schnell unter einem Mikroskop mit großem Arbeitsabstand auszurichten. Fügen Sie einige Ersatz PDMS um die oberen Teile gelegt. Dieser Schritt ist nicht zwingend, aber es die Entfernung der PDMS von dem Wafer ermöglicht. Platzieren des Wafers in einem Ofen bei 80 ° C für mindestens 1 h. </li><li> Verwenden Sie ein Skalpell vorsichtig die PDMS von der Wafer-und die Mikrochips geschnitten. Punch-Zugang Löcher für die fluidischen Anschlüsse mit einem 1,5 mm-Biopsie Puncher. </li><li> Die PDMS-Chip ist nun fertig und kann über Monate gelagert werden. Optional: Wenn der Chip mit einem Reservoir verwendet, schneiden Sie den oberen Teil einer 200 ul Pipettenspitze und verwenden einige Ersatz, halb ausgehärteten PDMS, um sie oben zu kleben. Setzen Sie den Chip im Backofen wieder auf 80 ° C für mindestens 1 Stunde. </li></ol> 4. Die Bindung an Glas Slide Um das Gerät für den direkten enzymatischen Assays verwenden, ist der einzige Schritt, nach der Verklebung erforderlich die Sperrung von Oberflächen. Aus diesem Protokoll, A. gehen jedoch die Mikrofluidik-Chip für Immunoassays oder ELISAs verwenden Sie bitte Protokoll B beziehen sich auf die Bindungsstellen nur auf den Glasobjektträger (dh für die TIRF-Mikroskopie oder SPR) zu beschränken. Wenn diese Einschränkung nicht wichtig ist, beziehen sich auf A, sondern verwenden biotinylierte Konjugate in Schritt 4.3 und fahren Sie mit Schritt 4.8in Protokoll B, um eine voll funktionsfähige Oberfläche. Vor der Durchführung Protokoll A und B: Es wird empfohlen, alle verwendeten Proteinlösungen vor der Einbringung in den Chip auswählen. Schutt und Proteinaggregate anderweitig zu blockieren Zellfallen, wodurch die Anzahl der Kammern, die für die Analyse verwendet werden können, verringert wird. Zu diesem Zweck, verwenden Sie eine nicht-Protein-Adsorptions-Filtereinheit, die alle Lösungen vor Aufnahme in die Kanäle zu filtern. Protokoll A (enzymatische Assays) <ol><li> Um die Mikrofluid-Vorrichtung abzuschließen, verbinden die PDMS-Teile auf einem Glasträger. Um dies zu tun, zuerst reinigen einen Glasobjektträger mit Seife, destilliertem Wasser und Ethanol. Trocknen Sie die Folie mit einem Stickstoffstrom. Reinigen Sie die PDMS Teil mit Klebeband. </li><li> Setzen Sie die PDMS-Teil und die gereinigte Glasobjektträger in die Plasmareiniger für 45 Sekunden bei 18 W. Um eine feste Bindung zu gewährleisten, setzen Sie den Chip auf einer heißen Platte (100 ° C) für 5 min. </li><li> Nach dem Verkleben, füllen Sie den Chip mit fLUID. Eine einfache Möglichkeit, dies zu erreichen, ist die Zentrifugalkraft zu verwenden. Schneiden Sie den unteren Teil von 200 ul Pipettenspitze. Für die Fluidkanäle, füllen sie mit der Blockierungslösung (Rinderserumalbumin (4% w / v) oder Poly-L-Lysin) gepfropfte Polyethylenglykol (0,05% w / v) und setzen die Spitzen in die Einlässe. Füllen Sie die Steuerschicht Buchten entweder mit Wasser oder mit einer isosmotischen Lösung, zB PBS. Legen Sie die Chips in die Zentrifuge (800 × g) für 5 min. Die Kanäle sollen nun mit Flüssigkeit vollständig gefüllt sein. Wenn nicht, wiederholen Sie diesen Schritt. </li><li> Inkubieren der Blockierungslösung für mindestens 30 min bei Raumtemperatur. Waschen der Lösung aus dem Flüssigkeitsschicht mit PBS bei einer Flussrate von 10 &amp;mgr; l / min unter Verwendung einer Spritzenpumpe. Das Gerät ist nun bereit für die Zellexperimente. </li></ol> Protokoll B (Immunoassays) Für eine komplette Übersicht über die Oberflächenmodifikation von Schritt ab 4.7 finden Sie in Tabelle 1 beziehen. <ol start="5"><li> Incubate PDMS-Stempel für Mikrokontakt-Drucken mit einer BBSA / BSA-Lösung (z. B. 1-100). Nach 30 Minuten, reinigen Sie die Briefmarken gründlich mit destilliertem Wasser und trocknen Sie den Stempel unter einem Strom von Stickstoff. Platzieren schnell die Stempel auf einem gereinigten Glasobjektträger (4). </li><li> Setzen Sie die Glasobjektträger mit dem Stempel zusammen mit dem oberen Teil des mikrofluidischen Chips Sauerstoffplasma für 45 sec bei maximaler Leistung (18 W) in einem Plasma-Reiniger. Nach der Plasmabehandlung, entfernen Sie den Stempel, und richten Sie die bedruckte Oberfläche unter den Kleinst des Gerätes. Platzieren der Chip für 30 Minuten auf einer Heizplatte bei 50 ° C </li><li> Um die verbleibende Fläche zu blockieren, führen sterilfiltriert BSA-Lösung (4% (w / v) in PBS) in den Chip mit einer Zentrifuge (siehe Schritt 4.2). Inkubation für 1 Stunde und waschen Sie die Lösung aus der Fluidschicht mit PBS (siehe Schritt 4.3). Der Chip kann dann direkt oder bei 4 ° C in einer feuchten Box verwendet für bis zu 2 Wochen gelagert werden. </li><li> Für eine voll funktionsfähige Bindungs ​​surface, einzuführen Avidin (0,025% (w / v) in PBS) in den Vorratsbehälter. Verwenden einer Fließgeschwindigkeit von 5 &amp;mgr; l / min für 30 min, um die Avidin-Lösung durch die Fluidkanäle zu entziehen. Danach spülen PBS für 10 min. Spülen Sie den Behälter gründlich. </li><li> Anschließend fügen Protein G (0,0025% (w / v) in PBS) und bündig für weitere 30 min. Danach Waschen mit PBS für weitere 10 min. Anschließend fügen Sie den Antikörper von Interesse (0,0001% (w / v) in PBS) für 10 min. Nach 10 min, stoppen den Fluss für 15 min Bindung zu ermöglichen. Weiter, waschen mit PBS für 10 min. </li></ol> 5. Zellexperimente Das Protokoll wird im Allgemeinen wegen der Vielzahl der möglichen Tests geschrieben. Als Beispiel werden die Reagenzien für den Assay benötigt G6PDH Toxizität angegeben. Die anfängliche Zellrückhalteleistung der Vorrichtung etwa 2,5%, das heißt 5 von 200 Zellen eingefangen werden. Die endgültige Belegung der Zelle Fallen hängt stark von der verwendeten Zelllinie, das Protokoll zu unterbrechendie Zelllinie und die Zeit, die Zellen werden durch den Kanal gespült. Für Zellen in Suspension (wie U937) natürlich wachsenden, können einzelne Zellen in etwa 75% der Kammern nach wenigen Minuten gefunden werden. Die anderen Kammern sind entweder nicht gefüllt ist, oder durch zwei oder mehr Zellen besetzt. Im allgemeinen ist die Einzelzellbelegung kleiner für adhärente Zelllinien. Bei Verwendung des hier vorgestellten eher milde Suspensions Protokoll nimmt der Anteil auf etwa 30% (HEK, MLT Zellen). Die Einzelzellbelegung kann durch Trypsin-Behandlung der Zellen verbessert werden, aber dies kann auch die Ergebnisse der Experimente zu ändern. Abhängig von dem Zielmolekül, kann die Adsorption oder Absorption an PDMS die Ergebnisse beeinflussen. Adsorption kann durch Blockieren der Oberflächen mit BSA oder PLL-g-PEG reduziert werden. Absorption ist unwahrscheinlich, für die meisten hydrophilen Biomoleküle, aber es sollte für (Klein-) lipophilen Zellkomponenten überprüft werden. <ol><li> Vorbereitung der Zellen gemäß dem spezifischen Protokoll (zB </em&gt; Drogenabhängigkeit). Für Suspensionszellen, fügen Zellen direkt in den Chip. Für Klebezelllinien verwenden enzymfreie Dissoziationspuffer um eine Zellsuspension zu erzeugen. Filtern Sie die Zellen vor, um die Einführung der Chip sie die Menge an Zellcluster zu reduzieren. </li><li> Laden der Zellen auf dem Chip unter Verwendung einer Spritzenpumpe und Vorlauf, statt der Zellsuspension zurückziehen. Verwenden einer Fließgeschwindigkeit von 5 &amp;mgr; l / min für Suspensionszelllinien und höhere Durchflussraten von 10-20 &amp;mgr; l / min für Haftzellen, da unspezifische Bindung der Zellen auf den Kanalwänden zu reduzieren. </li><li> Wenn die Fallen gefüllt sind, schließen die Kammern. Wenn viele Zellen anhaften unspezifisch an der Oberfläche, versuchen, sie mit einer Fließgeschwindigkeit von 10-30 ml / min abzuwaschen mit Zelldissoziationspuffer. </li></ol> Protokoll A (enzymatische Assays) <ol start="4"><li> Ziehen Lyse-Puffer durch den Chip. In diesem Beispiel ist dies ein Puffer hypoosmolar Puffer mit Tween 20 (10 mM Tris-HCl, 10mM KCl, 1,5 mM MgCl 2, 1% (v / v) Tween 20). Für die Lyse, schnell öffnen und schließen Kammern (dh 500 ms für Flussraten von 10-50 ml / min 7,21). Assay für die G6PDH, add 2 mM Glucose-6-Phosphat, 0,5 mM NADP, 0,5 U / ml Diaphorase und 0,3 mM Resazurin dem Lysepuffer. Starten Sie die Überwachung der kinetischen Reaktion sofort nach der Lyse. </li></ol> Hinweis: Wählen Sie eine beliebige Puffer, die sich für den Test ist, beachten jedoch, dass nackten starke Reinigungsmittel (wie Triton, SDS) lysiert Zellen sofort und wird zu einem Verlust von Analyten in Kammeröffnung führen. Protokoll B (Immunoassays) Für eine kurze Beschreibung der ELISA Zellexperimenten (Durchflussmengen-, Kammer-Status, etc.), bitte die Tabelle 1 verwiesen. <ol start="5"><li> Für ELISA, fügen Sie die erforderlichen Nachweis-Reagens (z. B. sekundäre Antikörper, markierte Antigen) direkt an der Lyse-Puffer. Die hierin aufgenommen Tween 20 reduziert die unspezifische Adsorption. Lyse der Zellen nach Schritt 5.4. Inkubieren der Mischung für 10-15 Minuten Bindung (Inkubation je nach dem verwendeten Antigen und Antikörper) zu ermöglichen. </li><li> Antikörper-Enzym-Konjugate, die spezifisch an den Kanalwänden adsorbiert kann bis zu einem Umsatz des Nachweisreagenz schon innerhalb des Reservoirs und Kanäle führen. Um Probleme dieser Adsorption reduzieren, spülen eine dauerhafte Inhibitor des Enzyms verwendet Erkennung durch den Chip während der Inkubationszeit (Kammern geschlossen, vor der Zugabe des Detektions-Reagenz). Für HRP, verwenden Sie 20 mM HCl in Wasser, um die Enzyme unspezifisch adsorbiert dauerhaft zu inaktivieren. </li><li> Nach der Inkubationszeit, stellen die Nachweisreagenz (zB Amplex Red und Wasserstoffperoxid für HRP) auf dem Chip. Öffnen Sie die Kammern in Kürze erneut, um die nicht gebundenen sekundären Antikörper abzuwaschen und die Detektions-Reagenz hinzufügen. Start sofort die Überwachung der kinetischen Reaktion. </li><li> Kalibrierung: UnbeweglichkeitseffektDer Antikörper gegen das Ziel von Interesse. Schließen Kammern. Bereiten unterschiedlichen Konzentrationen des Analyten in Puffer oder in Zelllysat Off-Chip. Tragen Sie eine Konzentration auf den Chip und tauschen das Volumen innerhalb der Kammern (500 ms Öffnungszeit) schnell. Diese Öffnungszeit kurz genug ist, um sicherzustellen, dass keine zusätzliche Ansammlung von Analyten Spülen auftritt, und nur eine bestimmte Anzahl von Molekülen aus dem Volumen der Mikrokammer detektiert werden. Aus der bekannten Konzentration des Antigens in der Lösung und das Volumen der Kammer (625 pl), die Berechnung der Menge in der Kammer. Anschließend mit Schritt 5.5 fort und die Einführung der Nachweiseinheit. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Mikrofluidik-Technologie hat neue und faszinierende Möglichkeiten für die Einzelzellanalyse eröffnet. Insbesondere hat die Möglichkeit, zu fangen und zu immobilisieren Zellen einzeln von Mikrofluidik-Tools systematische Kurz-und Langzeitstudien auf Einzelzelleigenschaften und der Reaktion erlaubt. Zusätzlich Verkapselung von Zellen in hoher Frequenz Mikrotröpfchen auf einem Mikrochip erzeugt hat einzelne Zelle Sekretion Studien, die mit herkömmlichen Vorrichtungen durchgeführt werden Zytometrie kann aktiviert. D...

Viele Studien haben in der Vergangenheit Zell-zu-Zell-Unterschiede innerhalb einer großen Zellpopulation 1-3, insbesondere Signalprozesse 4 oder die Mengen an intrazelluläre Biomoleküle wie Proteine ​​5,6, Metaboliten, und Cofaktoren 7,8 ergab. Diese Heterogenitäten werden als grundlegend wichtig für die Zell Anpassung und Evolution 9 zu sein, aber auch eine Schlüsselrolle in der Entstehung und Behandlung von Krankheiten wie Krebs 13.10. Daher Studien über die Einzelzellebene sind von hohem Interesse in der biologischen und pharmakologischen Forschung, insbesondere, wenn diese Studien zeigen die verschiedenen Zell-Reaktionen nach der Behandlung mit bioaktiven chemischen Substanzen. In den letzten Jahren haben viele analytische Plattformen entwickelt worden, die die Analyse von einzelnen lebenden Zellen oder die chemische Zusammensetzung des Zellinhalts zu erleichtern. Während die Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) ist der Gold standard für sehr hohe Durchsatzanalyse von einzelnen lebenden Zellen, wobei das Verfahren nicht für die Bestimmung von intrazellulären und sekretierten Verbindungen eingesetzt werden. Die Entstehung von mikrofluidischen Plattformen hat neuartige analytische Strategien für die Positionierung, Behandlung und Beobachtung von Einzelzellen versprochen. Ein Meilenstein in der Mikrofluidik wurde mit der Integration der flexiblen PDMS Ventile von Quake und Mitarbeiter realisiert 14,15 erreicht. Diese Ventile sind nützlich, da sie Regionen auf dem Chip zu isolieren, z. B. zwei Kulturen trennen 16. Darüber hinaus sind sie besonders geeignet für Einzelzellanalyse und helfen, Probleme zu reduzieren Analyten Verdünnung daher. Die Kraft dieser Ansatz für die Einzelzellanalyse wurde kürzlich von Hansen und Mitarbeiter, die die Genexpression von Hunderten von Einzelzellen parallel analysiert 17 demonstriert. Wenn Targeting-Proteinen und Metaboliten ist die Analyse sehr schwierig aufgrund des Fehlens von geeigneten einmplification Methoden, die große Anzahl von verschiedenen Verbindungen enthalten, und ihre Variationen in der chemischen Natur. Darüber hinaus sind die meisten intrazelluläre Biomoleküle erwartet in geringer Kopienzahlen in der Größenordnung von einigen zehntausend 18 anwesend zu sein, daher der verwendeten analytischen Methode muss eine hohe Empfindlichkeit. Stärker Assays wie Immunoassays und Enzym-Immunoassays (ELISA) sind schwer in mikrofluidischen Systemen zu integrieren, da sie erfordern mehrere Wasch-und Inkubationsschritte sowie Oberflächen Immobilisierung. Aufgrund dieser Herausforderungen ist es nicht verwunderlich, dass nur ein paar Beispiele berichtet, bei denen Proteine ​​oder Metabolite wurden auf der Ebene einzelner Zellen quantifiziert. Beispielsweise wurden Studien über die Sekretion von fluoreszierenden Verbindungen wurde berichtet 19,20. Kürzlich wurde die Umsetzung mit ELISA zur Analyse von sezerniertem (nicht fluoreszierenden) Proteine ​​aus der Zellkultur (THP-1-Zellen) und 21 Einzel (i präsentiertmmune) Zellen 10. Targeting intrazellulären Proteinen, Shi et al. Entwickelten eine Mikrofluidik-Vorrichtung, welche die Identifikation von intrazellulären Proteinen für die Untersuchung von Signalwegen in Tumorzellen mittels eines Immunoassays 11 erleichtert. Aber nur die relativen Mengen von Proteinen bestimmt und keine enzymatische Amplifikation wurde verwendet, um das Signal für niedrige vorhandenen Proteine ​​zu erhöhen. Kürzlich waren wir in der Lage, ein Single-Cell-Trapping Kleinst mit Fluoreszenz-Assays 8 und 22 Immunoassays (Abbildung 1) zu kombinieren. Die Zellen werden passiv in mikrofeinen Hürde Strukturen, die Angebot und (schnelle) Austausch von mittel-und andere chemische Mittel ohne jede Bewegung der Zellen zu ermöglichen gefangen. Ein ringförmiger Ventil um jede Falle ermöglicht Isolierung der Zelle in einem sehr kleinen Volumen (&quot;der Mikrokammer&quot;). Dieses Ventil wird sofort nach Einführung einer Zell-Lyse (hypoosmolare)-Puffer, er betätigtnce Verhinderung intrazelluläre Moleküle oder Moleküle diffundieren abgesondert entfernt. Vor allem wegen der kleinen Größe des Volumens (625 pl) große Verdünnung der Moleküle verhindert wird. Da Lyse und Analyse sind in an der gleichen Position auf dem Chip durchgeführt wird, gibt es keinen Verlust von Analyten durch Transport. Die hier beschriebene Chip-Design besteht aus 8 Zeilen abwechselnd entweder 7 oder 8 Kleinst, insgesamt 60 Kleinst. Die Kammern sind in Reihen angesteuert, so dass eine Kreuzkontamination entlang einer Linie ausgeschlossen wird. Die Plattform kann in Kombination mit Fluoreszenz-Assays und immunologische Assays (1d) verwendet werden. Für letztere haben wir Protokolle zur Immobilisierung der Antikörper, die mit der Chip-Herstellung-und Montageprozess kompatibel sind. Daher die Plattform öffnet den Weg für empfindliche, zuverlässige und quantifizierbare Assays auf Einzelzellebene. Bis jetzt haben wir das Gerät für die Analyse von i verwendetntracellular und sezernierten Enzyme (relative Quantifizierung durch enzymatische Assays), intrazellulären Cofaktoren, Proteinen und kleinen Molekülen (absolute Quantifizierung von Endpunkt-Assays oder ELISA). Im Folgenden beschreiben wir den Prozess der Chipherstellung durch Mehrschicht-Weichlithographie und Protokolle zur Strukturierung der Antikörper durch Mikrokontaktdruck und Oberflächenchemie. Darüber hinaus werden einige Beispiele für den Einsatz und Betrieb Chip gegeben.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="884">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:344px;">REAGENTS:</td>
			<td style="width:284px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:344px;">Name of the Reagent</td>
			<td style="width:284px;">Company</td>
			<td style="width:103px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:153px;">Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">SU-8 2015</td>
			<td style="width:284px;">MicroChem Corp. (Netwon, MA)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">1H,1H,2H,2H-Perfluorodecyl-dimethylchloro-silane</td>
			<td style="width:284px;">ABCR (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">AB103608</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">4-Methylumbelliferyl &#946;-D-N,N&#8242;-diacetylchitobioside hydrate</td>
			<td style="width:284px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">M9763</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Acetone</td>
			<td style="width:284px;">Merck VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">100014</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Avidin</td>
			<td style="width:284px;">AppliChem (Axon Lab AG)</td>
			<td style="width:103px;">A-2568</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">AZ 1518</td>
			<td style="width:284px;">AZ Electronic Materials (Wiesbaden, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">AZ 726 developer</td>
			<td style="width:284px;">AZ Electronic Materials (Wiesbaden, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Bovine serum albumin</td>
			<td style="width:284px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">A-4503</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Bovine serum albumin, biotin</td>
			<td style="width:284px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">A-8549</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Cell dissociation buffer</td>
			<td style="width:284px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:103px;">13151-014</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Hexamethyldisilazane (HDMS)</td>
			<td style="width:284px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">40215</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Hydrochloric acid</td>
			<td style="width:284px;">Fluka</td>
			<td style="width:103px;">84422</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Isopropanol</td>
			<td style="width:284px;">Merck VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">109634</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Magnesium chloride hexahydrate</td>
			<td style="width:284px;">Fluka</td>
			<td style="width:103px;">63068</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">MR developer 600</td>
			<td style="width:284px;">Microresist technology GmbH (Berlin, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">PBS</td>
			<td style="width:284px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:103px;">10010-031</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">PLL-g-PEG grafted</td>
			<td style="width:284px;">SuSoS, (D&#252;bendorf, Switzerland)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">PLL-g-PEG grafted biotin</td>
			<td style="width:284px;">SuSoS, (D&#252;bendorf, Switzerland)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Potassium chloride</td>
			<td style="width:284px;">Fluka</td>
			<td style="width:103px;">60132</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Protein G, biotin</td>
			<td style="width:284px;">Sigma Fine Chemicals</td>
			<td style="width:103px;">41624</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Silicon wafer</td>
			<td style="width:284px;">Si-Mat (Kaufering, Germany)</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit (PDMS)</td>
			<td style="width:284px;">Dow Corning</td>
			<td>39100000</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Tris(hydroxymethyl)-aminomethan</td>
			<td style="width:284px;">Biorad</td>
			<td style="width:103px;">1610716</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Tween 20</td>
			<td style="width:284px;">Biorad</td>
			<td style="width:103px;">1706531</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">EQUIPMENT:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:344px;">Material Name</td>
			<td style="width:284px;">Company</td>
			<td style="width:103px;">Catalogue Number</td>
			<td style="width:153px;">Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">0.22 &#181;m PES syringe filter</td>
			<td style="width:284px;">TRP</td>
			<td style="width:103px;">99722</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">1/1.5 mm biopsy puncher</td>
			<td style="width:284px;">Miltex, York PA</td>
			<td style="width:103px;">33-31AA/33-31A</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Cell Trics filter 20 &#181;m</td>
			<td style="width:284px;">Partec</td>
			<td style="width:103px;">04-004-2325</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Centrifuge Sigma 3-18K</td>
			<td style="width:284px;">Kuehner</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Hotplate HP 160 III BM</td>
			<td style="width:284px;">Sawatec, Sax, Switzerland</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">MA-6 mask aligner</td>
			<td style="width:284px;">Karl Suess</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Multizoom AZ100M microscope</td>
			<td style="width:284px;">Nikon Corporation</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Photomask</td>
			<td style="width:284px;">Microlitho, Essex, U.K.</td>
			<td style="width:103px;">n.a</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Plasma Cleaner PDC-32G</td>
			<td style="width:284px;">Harrick</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Spin coater Modell WS-400 BZ-6NPP/LITE</td>
			<td style="width:284px;">Laurell</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Spin Modules SM 180 BM</td>
			<td style="width:284px;">Sawatec, Sax, Switzerland</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Step profiler Dektak XT Advanced</td>
			<td style="width:284px;">Bruker</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:344px;">Syringe pump neMESYS</td>
			<td style="width:284px;">Cetoni</td>
			<td style="width:103px;">n.a.</td>
			<td style="width:153px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic chip for the versatile chemical analysis of single cells

Wir stellen eine Mikrofluidik-Vorrichtung, die die quantitative Bestimmung der intrazellulären Biomoleküle in mehreren Einzelzellen parallel ermöglicht. Zu diesem Zweck werden die Zellen passiv in der Mitte eines Mikrokammer gefangen. Nach der Aktivierung des Steuerungsschicht wird die Zelle von der umgebenden Volumen in einer kleinen Kammer isoliert. Die umgebende Volumen kann dann ohne die isolierte Zelle ausgetauscht werden. Jedoch nach kurzer Öffnen und Schließen der Kammer, wobei die Lösung in der Kammer in ein paar hundert Millisekunden ersetzt werden. Aufgrund der Reversibilität der Kammern, die Zellen können an verschiedenen Lösungen nacheinander in einer hoch steuerbar, z. B. für die Inkubation, Waschen und schließlich Zelllyse ausgesetzt werden. Die dicht verschlossenen Kleinst ermöglichen die Retention des Lysats, zu minimieren und die Verdünnung zu steuern, nachdem Zell-Lyse. Seit Lyse und Analyse an der gleichen Stelle auftreten, wird eine hohe Empfindlichkeit beibehalten, da keine weitere dilution oder Verlust der Analyten erfolgt während des Transports. Die Mikrokammer-Design ermöglicht somit die zuverlässige und reproduzierbare Analyse sehr kleiner Kopienzahlen von intrazellulären Molekülen (attomol, zeptomoles) aus einzelnen Zellen freigesetzt wird. Darüber hinaus können viele Mikrokammern in einem Array-Format angeordnet werden, wodurch die Analyse von vielen Zellen gleichzeitig, da die geeignete optische Geräte für die Überwachung verwendet wird. Wir haben bereits die Plattform für den Proof-of-Concept-Studien verwendet, um intrazelluläre Proteine, Enzyme, Cofaktoren und Botenstoffe in relativ oder absolut quantifizierbare Weise zu analysieren.

Unsere Plattform ist in der Lage, eine Vielzahl von intrazellulären und sekretierten Molekülen in Gegenwart oder durch einzelne Zellen produziert analysieren. Hier möchten wir beispielsweise verschiedene Studien, um die Vielfalt der möglichen Tests unterstreichen präsentieren. Wir werden ein Beispiel für ein sezerniertes Enzym (5a) sowie ein intrazelluläres Enzym (Fig. 5b) und Protein (Fig. 5c und d) erhalten wird. Weitere Beispiele, wie Cofaktor...

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A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

In diesem Artikel präsentieren wir ein Mikrofluidik-Chip für Einzelzellanalyse. Es ermöglicht die Quantifizierung der intrazellulären Proteine, Enzyme, Cofaktoren und zweiten Boten mittels Fluoreszenzassays oder Immunoassays.

Eine mikrofluidische Chip für die vielseitige chemische Analyse von Einzelzellen

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

a-microfluidic-chip-for-versatile-chemical-analysis-single

Research

JoVE Journal

Bioengineering

14.8K Aufrufe.  ETH Zurich, Switzerland.  In diesem Artikel präsentieren wir ein Mikrofluidik-Chip für Einzelzellanalyse. Es ermöglicht die Quantifizierung der intrazellulären Proteine, Enzyme, Cofaktoren und zweiten Boten mittels Fluoreszenzassays oder Immunoassays. 

Serie: A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

Mikrofluidik-Vorrichtung für die Neuerstellung eines Tumor-Mikroumgebung<em&gt; In Vitro</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

Forschung

Biotechnik

A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

Einem mikrofluidischen-basierte Hydrodynamische Trap für einzelne Teilchen

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

Fluoreszenz-Nachweisverfahren für Mikrofluidik-Tropfen-Plattformen

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Ordering Single Cells and Single Embryos in 3D Confinement: A New Device for High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening based on cells in such environments have therefore serious limitations: cell organelles show extreme phenotypes, cell morphologies and sizes are heterogeneous and/or specific cell organelles cannot be properly visualized. In addition, cells in vivo are located in a 3D environment; in this situation, cells show different phenotypes mainly because of their interaction with the surrounding extracellular matrix of the tissue. In order to standardize and generate order of single cells in a physiologically-relevant 3D environment for cell-based assays, we report here the microfabrication and applications of a device for in vitro 3D cell culture. This device consists of a 2D array of microcavities (typically 105 cavities/cm2), each filled with single cells or embryos. Cell position, shape, polarity and internal cell organization become then normalized showing a 3D architecture. We used replica molding to pattern an array of microcavities, &#8216;eggcups&#8217;, onto a thin polydimethylsiloxane (PDMS) layer adhered on a coverslip. Cavities were covered with fibronectin to facilitate adhesion. Cells were inserted by centrifugation. Filling percentage was optimized for each system allowing up to 80%. Cells and embryos viability was confirmed. We applied this methodology for the visualization of cellular organelles, such as nucleus and Golgi apparatus, and to study active processes, such as the closure of the cytokinetic ring during cell mitosis. This device allowed the identification of new features, such as periodic accumulations and inhomogeneities of myosin and actin during the cytokinetic ring closure and compacted phenotypes for Golgi and nucleus alignment. We characterized the method for mammalian cells, fission yeast, budding yeast, C. elegans with specific adaptation in each case. Finally, the characteristics of this device make it particularly interesting for drug screening assays and personalized medicine.

We report a device and a new method to study cells and embryos. Single cells are precisely ordered in microcavity arrays. Their 3D confinement is a step towards 3D environments encountered in physiological conditions and allows organelle orientation. By controlling cell shape, this setup minimizes variability reported in standard assays.

Bestellen Einzelzellen und Einzel Embryos in 3D Confinement: Ein neues Gerät für High Content Screening

Biological cells are usually observed on flat (2D) surfaces. This condition is not physiological, and phenotypes and shapes are highly variable. Screening ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

Eines mikrofluidischen Chips für ICPMS Probenaufgabe

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need for new solutions for substance testing. Many drugs that have been removed from the market due to drug-induced liver injury released their toxic potential only after several doses of chronic testing in humans. However, a controlled microenvironment is pivotal for long-term multiple dosing experiments,&#160;as even minor alterations in extracellular conditions may greatly influence the cell physiology. We focused within our research program on the generation of a microengineered bioreactor, which can be dynamically perfused by an on-chip pump and combines at least two culture spaces for multi-organ applications. This circulatory system mimics the in vivo conditions of primary cell cultures better and assures a steadier,&#160;more quantifiable extracellular relay of signals to the cells. 
For demonstration purposes, human liver equivalents, generated by aggregating differentiated HepaRG cells with human hepatic stellate cells in hanging drop plates, were cocultured with human skin punch biopsies for up to 28 days inside the microbioreactor. The use of cell culture inserts enables the skin to be cultured at an air-liquid interface, allowing topical substance exposure. The microbioreactor system is capable of supporting these cocultures at near physiologic fluid flow and volume-to-liquid ratios, ensuring stable and organotypic culture conditions. The possibility of long-term cultures enables the repeated exposure to substances. Furthermore, a vascularization of the microfluidic channel circuit using human dermal microvascular endothelial cells yields a physiologically more relevant vascular model.

Here, we present a protocol to coculture primary cells, tissue models and punch biopsies in a microfluidic multi-organ chip for up to 28 days. Human dermal microvascular endothelial cells, liver aggregates and skin biopsies were successfully combined in a common media circulation.

Die Multi-Organ Chip - Ein Mikrofluidik-Plattform für langfristige Multi-Gewebe Cokultur

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Electro Studium der Lungenkrebszellen unter Verwendung eines Mehrkanal-Zwei elektrischen Feldes Mikrofluidik-Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-Kultur des Lebens Microbiome mit mikro humanen intestinalen Villi in ein Gut-on-a-Chip-Mikrofluidik-Vorrichtung

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Designing Microfluidic Devices for Studying Cellular Responses Under Single or Coexisting Chemical/Electrical/Shear Stress Stimuli

Microfluidic devices are capable of creating a precise and controllable cellular micro-environment of pH, temperature, salt concentration, and other physical or chemical stimuli. They have been commonly used for in vitro cell studies by providing in vivo like surroundings. Especially, how cells response to chemical gradients, electrical fields, and shear stresses has drawn many interests since these phenomena are important in understanding cellular properties and functions. These microfluidic chips can be made of glass substrates, silicon wafers, polydimethylsiloxane (PDMS) polymers, polymethylmethacrylate (PMMA) substrates, or polyethyleneterephthalate (PET) substrates. Out of these materials, PMMA substrates are cheap and can be easily processed using laser ablation and writing. Although a few microfluidic devices have been designed and fabricated for generating multiple, coexisting chemical and electrical stimuli, none of them was considered efficient enough in reducing experimental repeats, particular for screening purposes. In this report, we describe our design and fabrication of two PMMA-based microfluidic chips for investigating cellular responses, in the production of reactive oxygen species and the migration, under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli. The first chip generates five relative concentrations of 0, 1/8, 1/2, 7/8, and 1 in the culture regions, together with a shear stress gradient produced inside each of these areas. The second chip generates the same relative concentrations, but with five different electric field strengths created within each culture area. These devices not only provide cells with a precise, controllable micro-environment but also greatly increase the experimental throughput.

Micro-fabricated devices integrated with fluidic components provide an in vitro platform for cell studies mimicking the in vivo micro-environment. We developed polymethylmethacrylate-based microfluidic chips for studying cellular responses under single or coexisting chemical/electrical/shear stress stimuli.

Entwerfen Mikrofluidiksysteme für ein Studium zellulären Reaktionen Unter Einzel- oder Coexisting Chemie / Elektro / Schubspannung Stimuli

Microfluidic devices are capable of creating a precise and controllable cellular micro-environment of pH, temperature, salt concentration, and other ...

A Versatile Method of Patterning Proteins and Cells

Substrate and cell patterning techniques are widely used in cell biology to study cell-to-cell and cell-to-substrate interactions. Conventional patterning techniques work well only with simple shapes, small areas and selected bio-materials. This article describes a method to distribute cell suspensions as well as substrate solutions into complex, long, closed (dead-end) polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels using negative pressure. This method enables researchers to pattern multiple substrates including fibronectin, collagen, antibodies (Sal-1), poly-D-lysine (PDL), and laminin. Patterning of substrates allows one to indirectly pattern a variety of cells. We have tested C2C12 myoblasts, the PC12 neuronal cell line, embryonic rat cortical neurons, and amphibian retinal neurons. In addition, we demonstrate that this technique can directly pattern fibroblasts in microfluidic channels via brief application of a low vacuum on cell suspensions. The low vacuum does not significantly decrease cell viability as shown by cell viability assays. Modifications are discussed for application of the method to different cell and substrate types. This technique allows researchers to pattern cells and proteins in specific patterns without the need for exotic materials or equipment and can be done in any laboratory with a vacuum.

This report describes a simple, easy to perform technique, using low pressure vacuum, to fill microfluidic channels with cells and substrates for biological research.

Eine vielseitige Methode von Patterning Proteinen und Zellen

Substrate and cell patterning techniques are widely used in cell biology to study cell-to-cell and cell-to-substrate interactions. Conventional patterning ...

Methods Article

Eine mikrofluidische Chip für die vielseitige chemische Analyse von Einzelzellen