This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 Master-Fabrication (Abbildung 2) HINWEIS: Führen Sie die Fertigung der SU-8 Master-Formen in einem Reinraum, um Mängel, die durch Staubpartikel zu verhindern. Zwei Wafer für die Herstellung, ein Wafer mit mikrofluidischen Eigenschaften und eine ohne benötigt. <ol><li> Bereiten Sie die Stammformen für die Mikrofluid-Chip. Zuerst an eine Haftschicht auf dem Siliciumwafer. <ol><li> Dehydrieren eines Silizium-Wafers für 10 min bei 200 ° C. Kühlen Sie die Wafer auf RT und laden Sie es auf, um eine Lackschleuder und Schleuderbeschichtung mit SU-8 2002 mit dem folgenden Protokoll. </li><li> Dispense ca. 3 ml wider auf den Wafer. </li><li> Drehen Sie das Wafer bei 500 Upm für 10 Sekunden, um sich auszubreiten des Resists über den gesamten Wafer. </li><li> Spin den Wafer bei 2000 Upm für 30 sec, um eine Resisthöhe von ungefähr 2 &amp; mgr; m zu erzielen. </li></ol></li><li> Entfernen überschüssigen Resist vom Rand des Wafers mit einem Aceton getränkten Tupfer, um zu verhindern,Aufkleben des Wafers auf der heißen Platte in dem nächsten Schritt. Backen Sie den Wafer für 60 Sekunden bei 95 ° C auf einer Heizplatte. </li><li> Setzen Sie den gesamten Wafer mit ultraviolettem Licht (80 mJ / cm 2 bei 365 nm). Post-Bake dem Wafer für 120 Sekunden auf 95 ° C. </li><li> Kühle das Wafer nach unten und unmittelbar Schleuderbeschichtung des Wafers wieder mit dem folgenden Protokoll für SU-8 2050: <ol><li> Drehen Sie das Wafer bei 100 Upm für 20 s (verzichten bei diesem Schritt ca. 3 ml SU-8 wider). </li><li> Drehen Sie das Wafer bei 500 Upm für 10 Sekunden, um sich auszubreiten des Resists über den gesamten Wafer. </li><li> Spin der Wafer bei 3250 Upm für 30 sec, was zu einer Resistdicke von etwa 40 um. </li></ol></li><li> Auch überschüssiges wider vom Rand des Wafers mit einem Aceton getränkten Tupfer und Weichbacken der Wafer auf einer heißen Platte für 180 s bei 65 ° C und 360 s bei 95 ° C. </li><li> Bereiten Sie die Fotomaske von sticking es zu einem Kalk-Natron-Glas. Abbildung 3 zeigt das Maskendesign. Verwenden Sie einen Mask Aligner zu entlarven mit UV-Licht (160 mJ / cm 2, gemessen bei 365 nm) durch die vorbereitete Maske des Resists. Backen der belichteten Wafer wieder auf einer Heizplatte für 60 Sekunden bei 65 ° C und 360 s bei 95 ° C. </li><li> Nach dem Abkühlen des Wafers auf RT, tauchen Sie sie in einem Glaspetrischale mit Entwickler gefüllt für 5 min zur Entwicklung des Resists. Rühren Sie vorsichtig die Petrischale zu unbelichteten SU-8 zu entfernen. Mit Isopropanol spülen Wafer und blasen sie trocken mit einem Stickstoff-Pistole. </li><li> Untersuchen Sie die Wafer unter dem Mikroskop. Bei unbebauten wider Überreste von den Funktionen, die Entwicklung der Wafer wieder für ein paar Minuten, wie in Schritt 1.7 beschrieben. </li><li> Eventuell verbleibenden Lösungsmittel durch Backen der Waffeln für 2 Stunden bei 200 ° C. Überprüfen Sie die Höhe der Merkmale mit einem Schritt-Profiler. Falls die gemessene Höhe nicht der gewünschten Höhe beginnen mit diesem protocol wieder und passen die Schleuderdrehzahl in Schritt 1.1.4. </li><li> Um ein Verkleben der PDMS zum Wafer verhindern silanisiert ist, indem es in Exsikkator zusammen mit 50 ul 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane in einem kleinen Porzellanschale. Reduzieren Sie den Druck im Exsikkator bis 100 mbar und Inkubation des Wafers 12 Stunden. <ol><li> Für die Blindteile PDMS silanisieren weiteres Siliziumwafer unter Verwendung des Verfahrens von Schritt 1.10. Um Zeit zu silanisieren gleichzeitig in einem einzigen Exsikkator sparen beide Wafer. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chipfertigungs HINWEIS: Der LADE-Chip aus zwei PDMS Stücke, die miteinander durch Verklebung 24 verbunden sind, hergestellt. Der erste Teil enthält die mikrofluidische Funktionen. Der andere Teil ist flach und verwendet werden, um die Kanäle zu verschließen. Miteinander verbunden sind, die runde Form notwendig, den Chip mit der Tröpfchentransportsystem-Schnittstelle bilden sie. Hier ist die Herstellung vondie beiden Teile und deren Bindung beschrieben. Alle Verfahrensschritte sind in Abbildung 4 dargestellt. <ol><li> Vorbereitung 44 g PDMS, indem man 40 g des Prepolymers mit 4 g des PDMS Härter (dies führt zu bis zu 6 Chips). Entgasen Sie die PDMS im Exsikkator bis es blasenfrei ist (dies wird ca. 20 Minuten dauern). </li><li> Replica Form der strukturierten Hälften. <ol><li> Legen Sie die Gussform auf der Oberseite des Wafers und lassen Sie sie einrasten mit den Führungsstrukturen rund um die Gestaltung (siehe Abbildung 5). Überspringen Sie das Einrasten der flachen PDMS halbieren. </li><li> Gießen Sie ca. 3 bis 4 g der entgasten PDMS in der Gussform und legen Sie sie für 6 Minuten auf einer Heizplatte bei 150 ° C. Kühlen Sie sich die gehärteten PDMS in der Gussform und heben Sie die Gießform Wafer mit einem Spatel. </li><li> Um jegliche Verunreinigung der mikrofluidischen Kanälen verhindern decken die Seite des Chips, die zuvor in Kontakt war with des Wafers mit Klebeband. Schneiden Sie vorsichtig das Band entlang der Kante des PDMS Teil um überschüssige PDMS zu entfernen. </li></ol></li><li> Zur Herstellung der flachen PDMS Hälften wiederholen Sie die oben genannten Schritte 2.2.1 bis 2.2.3 mit dem Rohling silanisierte Wafer. </li><li> Peel des Bandes und Punch Fluidanschlussöffnungen in die strukturierte Hälften mit einer Biopsie Locher. Schützen Sie die Strukturen mit Klebeband während der Lagerung. </li><li> Bindung der PDMS Teile zusammen durch Kleben mit den PDMS Härter 24. <ol><li> Nehmen Sie einen unbehandelten Siliciumwafer und Spin Mantel mit PDMS Härter für 30 sec bei 6000 Umdrehungen pro Minute. Nehmen Sie die Fladen aus dem Spin-Coater. </li><li> Entfernen Sie das Klebeband von den strukturierten Hälften und legen Sie sie mit den Strukturen nach unten auf den Wafer. Drücken Sie vorsichtig oben auf den PDMS, um Luftblasen zu entfernen. </li><li> Entfernen Sie das Klebeband von den leeren PDMS Hälften. Werfen Sie einen strukturierten Hälfte aus dem Wafer und von Hand auf der Oberseite des flachen PDMS Hälfte ausrichten. Drücken Sie vorsichtig dietrennen zusammen, um Luftblasen zu entfernen und lassen Sie den montierten Chip Heilung für 24 Stunden bei Raumtemperatur. Die Teile zusammen Drücken Sie nicht mit Gewalt, da dies kann dazu führen, die Kanäle zu kollabieren. </li></ol></li><li> Schneiden Sie die Spitze des Chips entlang der Markierungslinie orthogonal zur Düsenkanal mit einem Messer, um die Austrittsdüse öffnen. Verwenden einer Ausrichtungsvorrichtung, um einen geraden Schnitt, der für einen geraden Flüssigkeitsausstoß erforderlich ist zu gewährleisten. Untersuchen Sie den Chip unter dem Mikroskop auf Defekte in den mikrofluidischen Kanälen und Staubpartikel. Setzen eines Bandes über die Einlasslöcher, um die Chips während der Lagerung zu schützen. </li><li> Schließen Sie eine Woulff&#39;sche Flasche mit Schlauch an einem trockenen Stickstoffquelle und für alle Eingänge des LADE-Chip. Kaution 50 ul von 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane am unteren Rand der Woulff&#39;sche Flasche und schließen. </li><li> Silanisieren die mikrofluidischen Kanälen durch Spülen aller Kanäle für 20 min mit dem Stickstoffstrom, der 1 H, 1 H- </em&gt;, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane bei einer Fließgeschwindigkeit von etwa 1 ml / sec. Die Chips sind bereit für Experimente und für mindestens mehrere Wochen lang bei RT gelagert werden. </li></ol> 3. Vorbereitung Mess- / Droplet Transport System HINWEIS: Baue die gesamte Tröpfchentransportsystem auf einer optischen Tisch, da es notwendig ist, um eine stabile Tragkonstruktion für den Aufbau zu konstruieren. Ein Schema des gesamten Tröpfchentransportsystem ist in Abbildung 6 dargestellt. <ol><li> Installieren einer angepaßten Zyklon-Poly (methylmethacrylat) (PMMA) Adapter mit einer 50 cm befestigt Edelstahlrohr vertikal. Schließen Sie den Adapter an eine Heliumquelle mit einem Massendurchflussregler. Bringen Sie eine (schnelle) Kamera und eine Lampe an den Adapter an den gegenüberliegenden Stellen für Tröpfchen Visualisierung. </li><li> Platzieren einer Heizpatrone in der Mitte des Stahlrohrs und mit Poly (vinylchlorid) (PVC) Rohrleitung und einem Rohr LegrisVerbinder, um das Ende des Stahlrohrs mit dem Einlaß der Membran desolvator verbinden. </li><li> Verbinden des Auslasses des desolvator mit weiteren PVC-Schlauch zu einer laminaren Strömung Adapter, der direkt mit dem ICP-MS Einlass verbunden ist. Verbinden der laminaren Strömung Adapter an einer Argonquelle mit einem Massendurchflussregler und später verwenden, um Argon beigemischt werden, um einen stabilen Betriebszustand zu erreichen. </li><li> Richten Sie den Adapter als auch die vertikalen Stahlrohr mit einer Wasserwaage. Wenn die Ausrichtung nicht korrekt ist, kann es zu erheblichen Verlusten von Tröpfchen führt. Setzen Sie einen Stecker in den Adapter Gase austreten während des Systemaufwärmzeit zu verhindern. </li><li> Starten Sie alle oben genannten Gasströme und Geräte mit den Einstellungen aus der Tabelle 1. Lassen Sie das System zum Aufwärmen 15 min. Die Heizpatrone muss 2 Stunden zur Stabilisierung der Temperatur, schalten Sie es im Voraus. </li><li> Legen Sie die Spritzenpumpen auf einem Gestell auf der Höhe der Zyklon-Helium-Adapter. Halten Sie den Abstand zwischen derSpritzenpumpen und der Adapter so kurz wie möglich. </li></ol> 4. Messungen HINWEIS: Das folgende Protokoll ist allgemein wegen der Vielfalt von Lösungen und Suspensionen, die verwendet werden können, geschrieben. Jedoch sollten die Zellsuspensionen in einer Konzentration von &lt;1 x 10 7 Zellen / ml, wenn Einzelzellanalyse durchgeführt wird, verdünnt werden, um sicherzustellen, dass die Mehrheit der Tropfen zu lediglich einer Zelle. Für Messungen mit Zellen setzen die Spritzenpumpen in einem Winkel, so dass der Auslass der Spritze nach unten zeigen und die Rohrleitung zu installieren in einer Weise, dass sie nach unten weisen. <ol><li> Befestigen Sie Schlauch an den Spritzen. Last zwei 5 ml Spritzen mit Perfluorhexan und eine 1 ml-Spritze mit einer Probenlösung oder Suspension. Entfernen Sie alle Luftblasen in den Spritzen und Schläuche eingeklemmt. </li><li> Installieren Sie die Spritze in eine Spritzenpumpe und schließen Sie sie an den Eingängen des Chips. Starten Sie die Spritzenpumpen über die Starteinstellungen vonTabelle 1 (oder höhere Durchflussraten). Geben Sie den Ströme 3 bis 5 min zu stabilisieren. <ol><li> Entfernen überschüssiger Flüssigkeit von der Spitze des Chips mit einem Gewebe. Die Flüssigkeiten sollten nun von der Chip Auswerfen der Luftstrahl. Wenn ein geraden Auswurf nicht durch Abwischen mit einem Gewebe erreicht werden ersetzen Sie den Chip und von vorn beginnen zu diesem Schritt. </li></ol></li><li> Ziehen Sie den Stecker aus dem Adapter und den Chip in den Adapter vorsichtig einführen. Schmieren Sie den Chip mit FC-40, wenn nötig. Ein Chip kann für mindestens 2 h Experimente eingesetzt werden. </li><li> Ändern Sie die Durchflussrate innerhalb der empfohlenen Messeinstellungen aus Tabelle 1 sein. Niedrigere Durchflussrate der PFH spart nicht nur PFH sondern reduziert auch Signaluntergrund, durch isobare Interferenzen verursacht. </li><li> Geben Sie dem System 2-5 min zu stabilisieren (abhängig von der gewählten Durchflussmengen). Optimieren Sie die ICP-MS für die höchste Signalintensität der interessierenden Analyten. <ol><li> Nacheinander die Ströme von allen g einstellenAses auf den Massendurchflussregler (siehe die empfohlenen Bereiche in Tabelle 1), bis die maximale Signalintensität der Analyten erreicht. Tune die Plasmaleistung und die Fokussierlinse Spannungen (entsprechend dem vom Hersteller empfohlenen Bereiche) an den ICP-MS in der gleichen Weise. </li></ol></li><li> Festlegen der ICPMS um eine Verweilzeit von 10 msec (um die ICP-MS angewandt, kann aber mit anderen Instrumenten angepasst werden, um eine zeitaufgelöste Erfassung zu gewährleisten). Starten Sie die Aufnahme des Signals eines bestimmten m / z mit dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Nach der Messung übertragen die Rohdaten an Datenanalyseprogramm zur Auswertung. Bin die Daten, in Counts vorgegeben pro 10 msec, mit einem eingebauten-in-Funktion und Handlung resultierenden bin Zentrum Werte gegen zählt. Setzen Sie jede Spitze im Histogramm aufgetragen Häufigkeitsverteilung mit einer Gauss-Funktion. Der Mittelwert und die sigma der Passung stellen die mittlere Signalintensität und die Standardabweichung sind. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Kalibrierung Konzept <ol><li> Messen Sie ein Einzel- oder Mehrelementstandardlösung, die das Element oder die Elemente von Interesse an den gleichen Flussraten wie die Probe. </li><li> Legen Sie eine LADE-Chip in einer Petrischale auf einem Mikroskop. Für eine bessere Bildqualität mit einem unrunden Chip. Herzustellen diesen Chip, wie in Schritt 2 beschrieben, aber unter Verwendung einer einfachen rechteckigen Gussform anstelle des teilweise runden förmigen. </li><li> Führen Sie die Schritte 4.1 bis 4.2.1, um die Tropfenerzeugung zu beginnen. Stellen Sie die Durchflussmengen, um die Durchflussmengen in Schritt 5.1 verwendet. </li><li> Aufzeichnung von Bildern der wässrigen Tröpfchen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera mit einem Mikroskop (20fach-Objektiv) befestigt. Verwenden Sie eine Bildverarbeitungssoftware wie der Tröpfchen Morphometrie und Geschwindigkeitsmessung Software Basu 25, um die durchschnittliche Tröpfchendurchmesser von den Aufnahmen zu erhalten. </li><li> Verwenden mittlere Tropfendurchmesser, um das Tropfenvolumen zu berechnen, vorausgesetzt, die Tröpfchen ist ein kugelförmiges Objekt. <ol><li> Von diesem Volumen und der kneigenen Konzentration eines Analyten in der Tröpfchen Berechnung der Anzahl der entsprechenden Atome. Dividieren der Anzahl der gemessenen Ionen pro Tröpfchen von der Anzahl der Atome, die Nachweiseffizienz zu erhalten. Verwenden dieses Detektionseffizienz, um die Anzahl von Atomen in einer unbekannten Probe zu berechnen. Anmerkung: Da die Schwankungen zwischen einzelnen Chips sind kleiner 22 ist es nicht erforderlich, die Messung der Tröpfchengröße für jeden Chip oder Lösung zu wiederholen, wenn die Flussraten gleich bleiben. Eine Liste der Tröpfchengrößen und Frequenzen entsprechend den spezifischen Strömungsraten durch Verboket et al. Veröffentlicht 22. </li></ol></li></ol>

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R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Obwohl die Herstellung der Chips ist sehr zuverlässig sind einige kritische Punkte bei der Herstellung, die besondere Aufmerksamkeit erfordern. Erstens ist die Sauberkeit bei der Montage sehr wichtig, um eine Kontamination des Chips durch Staub zu verhindern. Der Staub kann die Kanäle zu blockieren und verhindern eine stabile Tropfenerzeugung. Zweitens, ist es besonders wichtig, dass die Spitze senkrecht zur Düsenkanal geschnitten wird. Der Winkel des Schnittes beeinflusst stark die Ausstoßwinkel. Wenn die Flüssigk...

Die Elementaranalyse von flüssigen Proben durch induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS) wird üblicherweise unter Verwendung von Zerstäubern mit Sprühkammern als Einführungssystem 1 durchgeführt in Kombination. In diesem Probeneinführungssystem wird die Probe durch einen Zerstäuber gesprüht, um eine polydisperse Aerosol zu erzeugen. Ein nachgeschalteter Sprühkammer wird verwendet, um herauszufiltern, große Tropfen. Diese Methode wird mit hohem Probenverbrauch (&gt; 0,3 ml min -1) 2 und einer unvollständigen Probentransport verbunden. Somit wird es unpraktisch für Anwendungen, bei denen nur Mikroliter Probenmengen zur Verfügung stehen, wie in biologischen, Forensik, toxikologische und klinische Studien 3. Um das Beispiel Verbrauch zu reduzieren, wurden Vernebler mit kleineren Düsenabmessungen entwickelt 3. Allerdings erhöht die reduzierte Düsengröße das Risiko von Verstopfungen, wenn die Proben von unverdauten biologischen Flüssigkeiten oder konzentrierten Salzlösungen müssen analysiert werden 3. et al. 4 vorgeschlagen. Die Autoren injiziert einer Flüssigkeit in ICP-MS in Form monodisperser diskrete Mikrotröpfchen, die von einer piezoelektrisch angetriebenen Mikropumpe hergestellt. Auch wenn dieses System nicht sehr breite Anwendung finden, leitete sie die Weiterentwicklung des Konzepts der diskreten Tröpfchen Einführung in ICPMS. Heute piezoelektrisch angetriebenen Abgabesysteme, die Tröpfchen in der Größe von 30, 50, 70 und 100 &amp; mgr; m und bei Frequenzen von 100-2000 Hz erzeugen kann, können erworben werden. Die Tröpfchen können in ICP-MS mit nahezu 100% Effizienz 5 transportiert werden. Diese Mikrotröpfchen Spender haben zur quantitativen Messung einzelner Nanopartikel 5,6 sowie die Charakterisierung einzelner biologischer Zellen 7 angewendet. Ein ähnliches System, basierend auf die thermische Tintenstrahltechnologie 8 wurde für die Analyse von biologischen Proben 9 getestet. Obwohl der avaiLabel einzelnen Tröpfchens Einführung Systeme sind sehr effizient, kann für kleine Probenvolumina verwendet werden und sind vielversprechend für die Analyse von Nanopartikeln und Zellen, haben sie einige Einschränkungen. Bei einer festen Düsengröße kann die Tröpfchengröße nur geringfügig verändert werden (es sei denn, die benutzerdefinierten Einstellungen werden verwendet, 10). Veränderungen der physikalischen Eigenschaften der Flüssigkeit (pH-Wert, Salzgehalt) kann die Tröpfchen Eigenschaften (Größe, Einspritzgeschwindigkeit) zu ändern. Auch sind diese Vorrichtungen relativ teuer, anfällig für Verstopfungen und sind schwer zu reinigen. Ein anderes Verfahren, um Tröpfchen zu erzeugen, ist im Bereich der Tröpfchen Mikrofluidik 11 bekannt. In den letzten Jahren hat Tröpfchen Mikrofluidik Interesse für (bio-) chemische Reaktionen 12 bis 15 und für die Einzelzellstudien 16,17 gewonnen. Zusätzlich wurde diese Technik zur Einführung Proben in Elektrospray-Ionisation Massenspektrometrie 18,19 und zur Herstellung von Proben in Matrix-unterstützte Laser-Desorption / ionizatio angewendetn Massenspektrometrie 20,21. Vor kurzem haben wir eine mikrofluidische basiertes System für die Probenaufgabe in ICPMS 22. Die Schlüsselkomponente unserer Einführungssystem ist die Flüssigkeit unterstützt Tröpfchenausstoß (LADE) Chip. Dieser Chip ist vollständig aus Poly (dimethylsiloxan) (PDMS). In dem ersten Kanal-Sperrschicht fließen Fokussierung verwendet wird, um monodisperse Tröpfchen einer wässrigen Probelösung (Figur 1) zu erzeugen. Dazu wird die hohe Volatilität (Siedepunkt von 58-60 ° C 23) und nicht mischbare Trägerphase Perfluorhexan (PFH) verwendet (Abbildung 1). Diese PFH Eigenschaften ermöglichen eine stabile Tropfenerzeugung und schnelle Entfernung der Trägerphase. Die Eigenschaften der Probenflüssigkeit Einfluß dieser Generation Verfahren weniger, im Vergleich zu anderen Tröpfchengeneratoren. Die Tröpfchengröße ist über einen weiten Bereich einstellbar durch Veränderung der Durchsätze der wässrigen Phase und der PFH. In einem nachgeschalteten NEBENTy Kreuzung weiter PFH wird zugegeben, um die Fließgeschwindigkeit von mindestens 1 m sec -1 zu erhöhen. Bei dieser Geschwindigkeit kann die Flüssigkeit aus dem Chip in einer stabilen und geraden Strahl (1) ohne Tröpfchen Zerstörung (Abbildung 1 Einschub) ausgeworfen. Das Double-Junction-Design ermöglicht die Steuerung der Strahlstabilität unabhängig von der Tropfenerzeugung. Die Tröpfchen werden an den ICP-MS mit einem kundenTransportSystem transportiert. Dieses System besteht aus einem Fallrohr und eine Membran desolvator die PFH entfernen. Die getrockneten Rückstände der wßrigen Tröpfchen werden anschließend in dem Plasma der ICP-MS und einem Massendetektor misst die Ionen ionisiert. Der vordere Teil des Chips ist tonnenförmig, um eine enge Verbindung mit der Tröpfchentransportsystem zu gewährleisten. Das Ausstoßen der wässrigen Probe in Form von Tröpfchen in PFH ist vorteilhaft, weil der Kontakt mit der Düse vermieden wird. Dies erhöht das Risiko der Düsenverstopfung, was ein Problem beim Arbeiten mit Zellsuspensionen oder Co sein kann, senkt erheblichncentrated Salzlösungen. Die LADE-Chips, von PDMS hergestellt Softlithographie, sind billig (Materialkosten ca. $ 2 pro Chip), Einweg- und einfach zu verändern. In Verbindung mit der Herstellung, die nur einen geringen Anteil an Handarbeit erfordern, können jedes Experiment mit einem neuen Chip durchgeführt werden. Daher wird eine aufwendige Reinigung nicht erforderlich und Kreuzkontamination minimiert wird. Hier wird die Herstellung des LADE-Chip von Softlithographie und ihre Anwendung für ICPMS beschrieben. Beispiele von Messungen mit einer wässrigen Lösung und einer Zellsuspension werden vorgestellt.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:320px;">Company</td>
			<td style="width:147px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:183px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Silicon wafer 100 mm</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Si-Mat (Kaufering, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2050</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Acetone</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">100014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">MR-developer 600</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Isopropanol</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">109634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB111155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">39100000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Perfluorohexane 99%</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">281042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">FC-40</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB103511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Phosphate-buffered saline&#160;</td>
			<td align="left">Life Technologies (Paisley, U.K.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">10010-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Red blood cells in phosphate-buffered saline</td>
			<td align="left">Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">R400-0100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Single-element standard solutions Na, Fe</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Multielement standard solution&#160;</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Nitric acid</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sub-boiled</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Ultrahigh-purity water</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;"></td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Equipment</td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate HP 160 III BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin modules SM 180 BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">MA-6 mask aligner</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Su&#776;ss MicroTec (Garching, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">High resolution film photomask</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microlitho (Essex, U.K.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Step profiler Dektak XT advanced</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Bruker&#160; (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate MR 3002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Heidolph (Schwabach, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for replica molding&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">1.5 mm biopsy puncher</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">33-31AA/33-31A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin coater&#160; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for adhesive bonding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Syringe pump neMESYS</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Cetoni (Korbussen, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">1 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">Codan (Lensahn, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">62.1002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">5 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">B. Braun (Melsungen, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">4606051V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">PTFE tubing&#160;</td>
			<td align="left">PKM SA (Lyss, Switzerland)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">PTFE-AWG-TFT20.N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td>
			<td align="left">PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&#160;</td>
			<td>n. a.&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Membrane desolvator CETAC6000AT+</td>
			<td align="left">CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">only the desolvator unit is used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">High speed camera Miro M110</td>
			<td align="left">Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Data analysis program Origin pro</td>
			<td align="left" style="width:320px;">OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">version 8.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Microscope</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IX71</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung und Verwendung einer Einweg kostengünstige Mikrofluid-Chip als Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Der Chip erzeugt monodisperse wässrige Probentröpfchen in Perfluorhexan (PFH). Größe und Frequenz der wässrigen Tröpfchen im Bereich von 40 bis 60 &amp; mgr; m und von 90 bis 7000 Hz verändert werden kann, auf. Die Tröpfchen werden von dem Chip mit einem zweiten Strom von PFH ausgeworfen und während der Ausstoß intakt bleiben. Ein speziell angefertigten Desolvatation System entfernt den PFH und transportiert die Tröpfchen in den ICPMS. Dabei können sehr stabile Signale mit einem schmalen Intensitätsverteilung gemessen werden und zeigt die Monodispersität der Tröpfchen. Wir zeigen, daß das Einführungssystem kann verwendet werden, um quantitativ Eisen im einzelnen roten Rinderblutzellen. In Zukunft kann die Fähigkeiten der Einführungsvorrichtung leicht durch die Integration zusätzlicher mikrofluidische Module erweitert werden.

Das vorgestellte System kann verwendet werden, um kleine Volumina von Lösungen oder Suspensionen, die Zellen oder Nanopartikel zu messen. Beispiele einer Messung einer Standardlösung und Charakterisierung von Einzelzellen werden hier gezeigt. Weitere Beispiele finden Sie in Verboket et al. 22 gefunden werden. Typischerweise ist das Signal eines einzelnen Tröpfchen einer Lösung ist eine sehr kurze Ereignis. Es dauert in der Regel einige 100 &amp; mgr; s 26. ...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Wir präsentieren eine diskrete Tröpfchen Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Es basiert auf einem günstigen und Einweg-Mikrofluidik-Chip, hochmonodispersen Tröpfchen von 90 bis 7000 Hz erzeugt in einem Größenbereich von 40 bis 60 &amp; mgr; m bei Frequenzen basiert.

Eines mikrofluidischen Chips für ICPMS Probenaufgabe

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

a-microfluidic-chip-for-icpms-sample-introduction

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.0K Aufrufe.  ETH Zurich.  Wir präsentieren eine diskrete Tröpfchen Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Es basiert auf einem günstigen und Einweg-Mikrofluidik-Chip, hochmonodispersen Tröpfchen von 90 bis 7000 Hz erzeugt in einem Größenbereich von 40 bis 60 & mgr; m bei Frequenzen basiert. 

Serie: A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

Fluoreszenz-Nachweisverfahren für Mikrofluidik-Tropfen-Plattformen

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Forschung

Biotechnik

On-Chip Endothelial Inflammatory Phenotyping

Atherogenesis is potentiated by metabolic abnormalities that contribute to a heightened state of systemic inflammation resulting in endothelial dysfunction. However, early functional changes in endothelium that signify an individual's level of risk are not directly assessed clinically to help guide therapeutic strategy. Moreover, the regulation of inflammation by local hemodynamics contributes to the non-random spatial distribution of atherosclerosis, but the mechanisms are difficult to delineate in vivo. We describe a lab-on-a-chip based approach to quantitatively assay metabolic perturbation of inflammatory events in human endothelial cells (EC) and monocytes under precise flow conditions. Standard methods of soft lithography are used to microfabricate vascular mimetic microfluidic chambers (VMMC), which are bound directly to cultured EC monolayers.1 These devices have the advantage of using small volumes of reagents while providing a platform for directly imaging the inflammatory events at the membrane of EC exposed to a well-defined shear field. We have successfully applied these devices to investigate cytokine-,2 lipid-3, 4 and RAGE-induced5 inflammation in human aortic EC (HAEC). Here we document the use of the VMMC to assay monocytic cell (THP-1) rolling and arrest on HAEC monolayers that are conditioned under differential shear characteristics and activated by the inflammatory cytokine TNF-&alpha;. Studies such as these are providing mechanistic insight into atherosusceptibility under metabolic risk factors.

Microfluidic flow chambers etched by photolithography and fabricated from PDMS are applied to probe functional outcomes associated with EC dysfunction and inflammation. In a representative experiment, the ability of differential shear stress to modulate monocytic cell adhesion to cytokine activated EC monolayers is demonstrated.

On-Chip-Endothelial Entzündliche Phänotypisierung

Atherogenesis is potentiated by metabolic abnormalities that contribute to a heightened state of systemic inflammation resulting in endothelial ...

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fast and effective diagnostics play an important role in controlling infectious disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we present an integrated microfluidic thermoplastic chip with the ability to amplify influenza A virus in patient nasopharyngeal (NP) swabs and aspirates. Upon loading the patient sample, the microfluidic device sequentially carries out on-chip cell lysis, RNA purification and concentration steps within the solid phase extraction (SPE), reverse transcription (RT) and polymerase chain reaction (PCR) in RT-PCR chambers, respectively. End-point detection is performed using an off-chip Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA). For peripherals, we used a single syringe pump to drive reagent and samples, while two thin film heaters were used as the heat sources for the RT and PCR chambers. The chip is designed to be single layer and suitable for high throughput manufacturing to reduce the fabrication time and cost. The microfluidic chip provides a platform to analyze a wide variety of virus and bacteria, limited only by changes in reagent design needed to detect new pathogens of interest.

An integrated microfluidic thermoplastic chip has been developed for use as a molecular diagnostic. The chip performs nucleic acid extraction, reverse transcriptase, and PCR. Methods for fabricating and running the chip are described.

Mikrofluidischen Chip Herstellung und Verfahren zur Influenza Detect

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Eine mikrofluidische Chip für die vielseitige chemische Analyse von Einzelzellen

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need for new solutions for substance testing. Many drugs that have been removed from the market due to drug-induced liver injury released their toxic potential only after several doses of chronic testing in humans. However, a controlled microenvironment is pivotal for long-term multiple dosing experiments,&#160;as even minor alterations in extracellular conditions may greatly influence the cell physiology. We focused within our research program on the generation of a microengineered bioreactor, which can be dynamically perfused by an on-chip pump and combines at least two culture spaces for multi-organ applications. This circulatory system mimics the in vivo conditions of primary cell cultures better and assures a steadier,&#160;more quantifiable extracellular relay of signals to the cells. 
For demonstration purposes, human liver equivalents, generated by aggregating differentiated HepaRG cells with human hepatic stellate cells in hanging drop plates, were cocultured with human skin punch biopsies for up to 28 days inside the microbioreactor. The use of cell culture inserts enables the skin to be cultured at an air-liquid interface, allowing topical substance exposure. The microbioreactor system is capable of supporting these cocultures at near physiologic fluid flow and volume-to-liquid ratios, ensuring stable and organotypic culture conditions. The possibility of long-term cultures enables the repeated exposure to substances. Furthermore, a vascularization of the microfluidic channel circuit using human dermal microvascular endothelial cells yields a physiologically more relevant vascular model.

Here, we present a protocol to coculture primary cells, tissue models and punch biopsies in a microfluidic multi-organ chip for up to 28 days. Human dermal microvascular endothelial cells, liver aggregates and skin biopsies were successfully combined in a common media circulation.

Die Multi-Organ Chip - Ein Mikrofluidik-Plattform für langfristige Multi-Gewebe Cokultur

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Electro Studium der Lungenkrebszellen unter Verwendung eines Mehrkanal-Zwei elektrischen Feldes Mikrofluidik-Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-Kultur des Lebens Microbiome mit mikro humanen intestinalen Villi in ein Gut-on-a-Chip-Mikrofluidik-Vorrichtung

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Mehrstufige Höhenverstellbarem Lithografie für Valved Mehrschichtige Mikrofluidiksysteme

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Trockenen Film Photoresist-basierte elektrochemische mikrofluidischen Biosensor Plattform: Gerät Fertigung, On-Chip-Test Vorbereitung und Systembetrieb

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means of identifying radiosensitive sites in living organisms. This paper describes a series of on-chip immobilization methods developed for the targeted microbeam irradiation of live individuals of Caenorhabditis elegans. Notably, the treatment of the polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic chips that we previously developed to immobilize C. elegans individuals without the need for anesthesia is explained in detail. This chip, referred to as a worm sheet, is resilient to allow the microfluidic channels to be expanded, and the elasticity allows animals to be enveloped gently. Also, owing to the self-adsorption capacity of the PDMS, animals can be sealed in the channels by covering the surface of the worm sheet with a thin cover film, in which animals are not pushed into the channels for enclosure. By turning the cover film over, we can easily collect the animals. Furthermore, the worm sheet shows water retention and allows C. elegans individuals to be subjected to microscopic observation for long periods under live conditions. In addition, the sheet is only 300 &#181;m thick, allowing heavy ions such as carbon ions to pass through the sheet enclosing the animals, thus allowing the ion particles to be detected and the applied radiation dose to be measured accurately. Because selection of the cover films used for enclosing the animals is very important for successful long-term immobilization, we conducted the selection of the suitable cover films and showed a recommended one among some films. As an application example of the chip, we introduced imaging observation of muscular activities of animals enclosing the microfluidic channel of the worm sheet, as well as the microbeam irradiation. These examples indicate that the worm sheets have greatly expanded the possibilities for biological experiments.

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

A series of immobilization methods has been established to allow the targeted irradiation of live Caenorhabditis elegans individuals using a recently developed ultra-thin polydimethylsiloxane microfluidic chip with water retention. This novel on-chip immobilization is also adequate for imaging observations. The detailed treatment and application examples of the chip are explained.

Immobilisierung von Live Caenorhabditis Elegans Einzelpersonen, die eine ultraflache Polydimethylsiloxan Mikrofluidik-Chip mit Wassereinlagerungen

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means ...