Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation (Grant-Nummer 0842701 IOS-CAC) und das National Institute of Health (R00MH080599 BY, R21 NS062313 NC und NS069844 CAC) unterstützt. Wir möchten James Schutt, Emily Han, und Leni Truong für den technischen Support zu bestätigen, und die Bloomington Stock Center für Fluglinien. Alle wurden die Chips in der Nanofabrikation Lurie Einrichtung an der Universität von Michigan hergestellt.

1. Machen die PDMS-Chip Um ein PDMS-Chip von der SU-8-Form zu machen, folgen Sie den Schritten von 1,1 bis 1,7. Wenn ein Chip ist auf-Hand, muss aber für den Einsatz zusammengebaut, mit Schritt 1.8. <ol><li> Mischen Sie 45 g PDMS-Basis und 4,5 g Härter (10:1 Verhältnis) von einem PDMS-Kit in einem kleinen Einweg-Kunststoff-Behälter und mischen Sie sie gründlich mit einem Kunststoff-Rührstab. </li><li> Platzieren des Behälters in einem Vakuumbehälter (z. B. einem Exsikkator) für 10 Minuten, um alle Luftblasen zu entfernen. </li><li> Legen Sie die SU-8-Form an der Unterseite von einem Durchmesser von 150 mm Kunststoffschale und füllen langsam die PDMS-Mischung auf die Form. Achten Sie darauf, um Blasen zu erzeugen, während Gießen der PDMS. </li><li> Cure die PDMS in einem Ofen (oder Inkubator) bei 650 ° C für 4 Stunden. </li><li> Entfernen Sie die ausgehärtete PDMS/SU-8 Form aus dem Ofen und lassen Sie es für ein paar Minuten abkühlen. </li><li> Mit einer Rasierklinge, schneiden Sie die ausgehärteten PDMS entlang dem Rand der SU-8-Form und trennen es von SU-8-Form. </li><li> Teilen Sie die PDMS-PlattePDMS in einzelne Chips unter Verwendung einer Rasierklinge. </li><li> Mit einer 21 G Nadel Abgabe, stoßen ein Loch in der Vakuumanschluss (in 1A dargestellt) der PDMS-Chip. </li><li> Nehmen Sie eine 23 G Dispensnadel und drehen Sie die Nadelspitze von der Basis ein paar Mal zu brechen die Nadelspitze von der Lock-Ansatz. </li><li> Legen Sie die 23 G Nadelspitze in einem kleinen Stück Polyethylenschlauch, so dass der Schlauch bedeckt mindestens einen Millimeter von der Nadel. Dann nutzen einer Rasierklinge, um die überschüssige Schlauch von der Nadel weg geschnitten. Dies erzeugt einen Kunststoffring, um ein Ende der Nadel, die eine Dichtung geschaffen werden, wenn in der Vakuumeinlaßöffnung eingeführt wird. </li><li> Zur Verwendung mit einem Umkehrmikroskop (Fig. 1B und 2A-B): Legen Sie die 23 G Nadelspitze in die Öffnung des Vakuumanschlusses. Für die Verwendung mit einem aufrechten Mikroskop (1C und 2C-D): Sack ein zweites Loch auf der Seite des PDMS-Chip mit einer 21 G dispensing Nadel, wird diese Öffnung einen Zugang zu der ersten Bohrung von der Seite. Dann legen Sie die 23 G Nadelspitze mit Schlauch-Ring in den Seitenloch. Legen Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband über der Spitze des PDMS-Chip, um das obere Loch (Abbildung 1C) zu versiegeln. </li><li> Nehmen ein Stück Polyethylenschlauch, der etwa 20 cm lang ist. Verbinden einer Seite der Rohrleitung auf der Nadelspitze, die in der Vakuumöffnung eingesetzt ist. </li><li> Die andere Seite der Rohrleitung zu einem der Häfen von einem 3-Wege-Ventil (siehe &#39;3-Wege-Hahn &quot;in der Liste der Materialien) </li><li> Bringen Sie einen 20-ml-Spritze in einen der beiden verbleibenden Ports. Der letzte Port ist für die Umwelt. </li></ol> 2. Mit der Larve Chip für Live-Imaging <ol><li> Reinigen Sie die PDMS-Chip mit transparentem Klebeband. Bringen Sie ein Stück Klebeband an der Unterseite des Chips. Stellen Sie sicher, das Band wird die gesamte Oberfläche PDMS berühren, und dann ziehen Sie das Klebeband. </li><li> Wiederholen Sie den Schritt 2-3x um sicherzustellen, dass es zukeine Partikel oder Öl (aus früheren Experimenten erhalten) auf der Oberfläche des PDMS-Chip. Da die PDMS-Chip ist wiederverwendbar, ist es sehr wichtig, Ölreste zu entfernen, da es die Adhäsion von PDMS an Glas auswirken und zu einer unzureichenden Abdichtung. </li><li> Übertragen frühen (dh Nahrungssuche) 3. Larvenstadium in eine Petrischale Wasser enthält. (Die Nahrungssuche 3. Larvenstadium Larven sind in der Lebensmittel-, anstatt der Seite der Kulturfläschchen). Baden Sie die Larven im Wasser zu Kulturmedium zu entfernen. </li><li> Nehmen Sie ein sauberes Deckglas und legen Sie einen kleinen Tropfen Halocarbonöl 700 in der Mitte. </li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig abholen eine saubere, Früh inszeniert 3. Larvenstadium aus dem Wasser (die Larve sollte ~ 3,5-4 mm lang sein). Legen Sie das Tier kurz auf einem leichten Tuch oder Papiertuch, um überschüssiges Wasser zu entfernen, und dann legen Sie es auf den Ölverlust. Der Tropfen sollte klein genug sein, so dass die Luftröhre der Larven nicht beschichtet sein. Lassen Sie die Larve stay auf der Öltropfen für 10 sek. </li><li> Entfernen Sie die Larve aus dem Öltropfen und legen Sie es auf eine saubere Glasdeck dann. </li><li> Übertragen Sie die Larve zu einem anderen Deckglas sauber. Dieser Schritt entfernt überschüssiges Öl. </li><li> Achten Sie auf die Larve Orientierung. Für die Abbildung der Nervenleitung und segmentale Nerven, sollte die Bauchseite Larve auf dem Deckglas sitzen. Seiner dorsalen Seite, gekennzeichnet durch zwei Längs Trachealtuben, sollte nach oben zeigen. Hinweis: Dies ist die Ausrichtung der Larve zieht natürlich. </li><li> Legen Sie vorsichtig die PDMS-Chip auf der Larve. Die Larve sollte Mitte Mitte der Mikrokammer ausgerichtet ist, mit seinem Schwanz in Richtung der Vakuumöffnung ausgerichtet ist. Achten Sie darauf, dass die Larve nicht die Ränder der Kammer zu berühren. Dies ist besonders wichtig für die vorderen und hinteren Luftröhrenanschlüssen. Hinweis: Dieser Schritt wird am besten unter einem Stereomikroskop durchgeführt. </li><li> Drücken Sie die PDMS-Chip gegen die Deckglas, um eine gute Abdichtung zu erreichen. Stellen Sie sicher, dass die Larve ist völligdurch die Mikrokammer, wenn der PDMS-Chip berührt den Deckglas eingeschlossen. </li><li> Schalten Sie die 3-Wege-Ventil auf, so dass die Spritze Luft aus der PDMS-Mikrokammer (durch die Rohrleitung) zu ziehen, um ein Vakuum zu erzeugen. </li><li> Mit einer Hand halten Sie die PDMS-Chip / Deckglas fest. Mit der anderen Hand den Spritzenkolben zu ziehen. Ziehen 2-2,5 ml Luft, bis ein Widerstand in der Spritze Griff fühlte, um Vakuum zu erzeugen. Das Vakuum erzeugt eine dichte Abdichtung zwischen der PDMS-Chip, Öl und Deck Schnittstellen und die Beweglichkeit der Larve. </li><li> Schaltet das Ventil ab, so dass die PDMS-Chip wird von der Spritze von der Umgebung isoliert. Als Ergebnis wird eine relativ stabile Unterdruckniveau in der Mikrokammer, ohne die Notwendigkeit zum Halten des Spritzenkolbens gehalten. </li><li> Überprüfen Sie die Larve unter dem Stereoskop, um sicherzustellen, dass der gesamte Tierkörper im Inneren der Mikrokammer platziert und dass das Tier unbeweglich. Die Luftröhre sichtbar sein soll. Der Rest derPDMS-Chip soll in Kontakt mit dem Deckglas sein. Hinweis: Siehe Abb. 2E und 2F Beispiele für Tiere in der Chip korrekt immobilisiert. Einige Fehlorientierungen sind in den 2G und 2H gezeigt. </li><li> Legen Sie die Larve Chip (PDMS-Chip + Deckglas) auf dem Mikroskop. Die Larve Chip, der Schlauch und der Spritze sollte sorgfältig behandelt werden, um ein Ablösen des PDMS-Chip aus dem Deckglas zu vermeiden. Für einen aufrechten Mikroskop, fixieren Sie die &#39;top&#39; Seite des Chips auf den Mikroskoptisch mit doppelseitigem Klebeband (Abbildung 1C). </li><li> Verwenden Sie eine Hoch vergrößerndes Objektiv (Öl-Immersion, 40-63X wird empfohlen), um die Struktur (en) des Tieres von Interesse zu finden und führen die Bildgebung. In einigen Fällen kann eine geringere Vergrößerung erforderlich ist, um den gewünschten Bereich für die Abbildung vor dem Umschalten auf eine stärkere Vergrößerung identifizieren. </li><li> Wenn Bildgebung abgeschlossen ist, das Vakuum durch Umschalten des Ventils in die Positiondas heißt zur Umgebung hin offen. </li><li> Lösen Sie die PDMS-Chip aus dem Deckglas. Die Larve sofort beweglich sein. </li><li> Verwenden einer Pinzette, um die Larve aus dem Mikrokammer entfernen und sanft Ort die Larve auf einem Traubensaft Agar-Platte für die Verwertung. </li></ol> 3. Induktion einer Nerv Crush Verletzung Larven segmentalen Nerven <ol><li> Folgen Sie Schritt 2.3 zu isolieren frühen inszenierten 3. Larvenstadium des gewünschten Genotyp. Wie in Schritt 2.3 beschrieben tauchen die Larven im Wasser, um die Nahrung zu entfernen. </li><li> Verwenden Sie ein Standard-fly CO 2-Betäubung entfernt, mit CO 2-Pad gehalten unter einem Stereomikroskop Dissektion, um die Larven zu unterwerfen. Die Larven werden sollte immotile nach der Platzierung auf CO 2-Pad für 1-2 min. </li><li> Jetzt legen Sie eine einzelne Larve narkotisierten auf einen Traubensaft-Agar-Platte unter dem Stereomikroskop. Schalten Sie das Tier Bauchseite bis zu den Bauchmark visualisieren und segmentalen Nerven durch Kutikula ( <strong&gt; Abbildung 3). Stellen Sie sicher, dass die Larve ist völlig unbeweglich. </li><li> Mit Dumostar Nummer-5 Pinzetten, kneifen die segmentalen Nerven dicht durch die Kutikula für 5-10 sek. Wenn das richtig gemacht wird, bleibt die Kutikula intakt und die Körperwand nicht durchstoßen wird. Anmerkung: Die Verletzung kann in verschiedenen Positionen entlang der anterior-posterioren Körperachse durchgeführt werden, solange die Bauchmark, der Speicheldrüsen und Darm nicht beschädigt werden. Die effektivste Verletzung Lage ist am Ende der 3. Abdominalsegments, wie in Fig. 3D gezeigt. Verletzung an diesem Ort die Schäden am Nerven und ist am einfachsten zu töten, ohne das Tier zu reproduzieren. </li><li> Nach der Verletzung, schalten Sie das Tier, so dass ihre Bauchseite nach unten auf das Traubenplatte. Es sollte in der Lage, seinen Kopf zu bewegen und zu essen. Wenn die Verletzung erfolgreich war, dann ist die hintere Hälfte der Larve wird gelähmt. </li><li> Halten Sie die verletzten Tiere auf der Traubensaft-Agar-Platte bei 25 &amp;Nr. 176, C für die gewünschte Zeit nach dem Versuchsziel. Für Motoneuronen, beginnt der proximalen Stumpf innerhalb von 8-10 Stunden Verletzungs 14 sprießen, und der distale Stumpf beginnt innerhalb von 6-8 Std. 15 degenerieren. Für die Klasse IV da sensorischen Neuronen, beginnt der proximalen Stumpf in 4-6 Stunden, und der distalen Stumpf Start sprießen in 3-4 Stunden nach der Verletzung degenerieren. Hinweis: Die mit entsprechenden Gal4 Treiber und fluoreszierenden Reporter kann das Sprießen und Degeneration in der Larve Chip beobachtet werden (zum Beispiel siehe Abbildung 6). </li></ol>

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Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Herstellen oder Erhalten der Larve Chip: Die Larve Chip besteht aus einem PDMS-Block (genannt die &quot;PDMS-Chip&quot;) zu einem Deckglas angebracht. Das Protokoll in Schritt 1 beschreibt das Verfahren zur Herstellung und Verwendung Larve Chips, unter der Annahme einer SU-8-Form verfügbar ist. Die SU-8-Form wird durch fotolithographisch Strukturieren einer 140 um dicken SU-8 Fotolackschicht auf einem Silizium-Wafer (für Details siehe Ghannad-Rezaie et al. 12) mikro. Da die Mikrofabrikation des SU-8-Form erfordert den Zugriff auf spezielle Ausrüstung, wir empfehlen es von einem Mikrofabrikationsstätte (zB. LNF die Einrichtung an der Universität von Michigan 14) oder aus einer Gießerei, indem sie ihnen das Chip-Design, die bereitgestellt wird als ergänzende Datei. Wenn man das Design der PDMS-Chip (zB für den Einsatz mit Larven in verschiedenen Größen), eine CAD-Software, die DXF-Dateien (zB Autocad) Griffe ändern will, kann verwendet werden. Ein SU-8 Form kann auch in-house folgenden Anweisungen in Mondal gemacht werden et al. Kann 27 Viele Leser finden es bequemer, einfach eine Probe zu erhalten PDMS-Chip zu versuchen, die Technik vor der Herstellung ihrer eigenen Chips. Dies wird auf Wunsch frei zugänglich gemacht werden. Die Nutzung der mikrofluidischen &quot;Larve Chip&quot; für die Live-Bildgebung: Das Immobilisierungsverfahren in der Larve Chip vermeidet die Verwendung von Anästhetika, sondern beinhaltet Druck über das Anlegen eines Vakuums, um die Bewegung des Tieres zu beschränken. Während Tiere Immobilisierung auf dem Chip für mehrere Stunden 12, eine kürzere Immobilisierung Zeitraum (5-15 min) überleben wird empfohlen. Das ist genug Zeit für die Abbildung vieler zellulärer Ereignisse von Interesse, einschließlich Änderungen der intrazellulären Kalzium, oder schnellen axonalen Transport. Dies ist auch genügend Zeit für die gewünschten Manipulationen in lebenden Tieren, wie z. B. laserbasierte Mikrochirurgie, Photobleichen und photoconverSion. Um Ereignisse in Längsrichtung über einen längeren Zeitraum in einem einzigen Tier zu studieren, können Tiere in den Chip mehrfach platziert werden und abgebildet, durch Ruhezeiten getrennt. Traubensaft-Agar-Platten sind ideal zum Ausruhen zwischen Imaging-Sitzungen, da sie eine einfache Nahrungsquelle und Feuchtigkeit. Mehrere Imaging-Sitzungen, beeinflussen Überlebens von Larven bis zu einem Grad, da jede Sitzung ein gewisses Risiko für eine Beschädigung des Tieres (siehe Teil 2 der Fehlersuche, unten). Tiere können routinemäßig&gt; 5 Mal im Laufe von zwei Tagen mit einer mehr als 50% Überlebensrate abgebildet werden. Da die Tiere nicht betäubt, gesund und beweglich sind sie sofort nach der Freigabe des Vakuums in den Chip. Es besteht daher keine Notwendigkeit für Erholungszeit zwischen den Bilderzeugungseinheiten, so dass der zeitliche Abstand zwischen den Sitzungen ist flexibel und kann zu den Zielen des Experiments angepasst werden. Fehlersuche: Die häufigste technische istverklagt Larve mit Chip und empfohlenen Lösungen sind die folgenden: (1) Das Tier wird zu viel in Bewegung. Zu viel Mobilität können mit den bildgebenden Ziele stören. Die häufigsten Gründe dafür in der Larve Chip sind a) das Tier ist zu klein für den Chip, oder b) der Unterdruck während der Immobilisierung Schritt aufgebracht gefährdet ist. Die in diesem Protokoll beschriebenen Larve Chip soll für frühe inszeniert 3. Larvenstadium. Die optimale Größe für das Tier ist 3,5-4 mm in der Länge (entlang der anterior-posterioren Achse). Um sicherzustellen, dass der Unterdruck ausreichend ist, ziehen die Spritze 2-2,5 ml, oder bis ein Widerstand in den Griff zu spüren. Ein Hinweis, dass das Vakuum arbeitet, ist, daß kleine Blasen in dem Umfangskanal kann gesehen werden, die sich langsam in Richtung der Vakuumquelle. Ein weiteres Indiz ist, dass das Deckglas sollte immer mit dem Chip zu reisen, wenn der Chip das Heben von oben (und das ist die empfohlene Methode für den Transport der KammerSobald die Larven positioniert ist und das Vakuum eingeschaltet ist). Das Vakuum kann beeinträchtigt werden, wenn sich Risse in dem Schlauch, oder wenn Öl in den Schlauch. Dies kann einfach durch den Austausch des 23 G Abgabe Nadelspitze und Polyethylen-Schlauch 50 (von 1,6 bis 1,14 Schritte) angesprochen werden. (2) Das Tier stirbt nach Bildgebung in den Chip. Das Verfahren soll die minimale Belastung auf das Tier zu verursachen, und Tiere von Wildtyp-Genotyp haben eine&gt; 90% Überlebensrate, selbst nach einer Stunde der Immobilisierung auf dem Chip 12. Da einige Genotypen weniger elastisch, um dem Stress der Chip sein, prüfen Sie zunächst, dass Wildtyp-Tieren (z. B. Kanton S) überleben die Immobilisierung Technik. a) Die häufigste Ursache für die Letalität falsche Positionierung der Larve (siehe Abbildungen 2G-H). Wenn Teile der Nagelhaut, Kopf-oder Luftröhre sind nicht ganz in der Kammer, dann beschädigte während der Immobilisierung werden kann, und eineLarven, die zu groß für den Chip (&gt; 4 mm) ist es weniger wahrscheinlich ist, zu überleben. b) Eine weniger häufige Ursache für Letalität ist die Verwendung von zu viel Druck oder Vakuum beim Laden des Chips. Wenn sie richtig in dem Chip positioniert ist, wird der Druck durch das Vakuum erzeugt wird gut vertragen. Doch übermäßiger Druck, entweder aus dem Vakuum oder in der Anfangsphase der Positionierung des Tieres kann ein Problem sein. Am besten ist es, den Grad der Druck empirisch durch Versuche mit Wildtyp-Larven in der richtigen Größe notwendig zu lernen. c) Wenn zu viel Halocarbonöl deckt Luftröhre des Tieres das Tier möglicherweise haben Probleme mit der langfristigen Überlebens. Das Öl spielt mehrere wichtige Rollen in der Chip: es ist wichtig für die Erzeugung des Vakuums, die Optik bei der Abbildung, und es wirkt Austrocknung in den Chip. Jedoch überschüssige Öl zu vermeiden. (Dies kann auch zu führen, in der Öl-Schlauch und Spritze, Kompromisse bei der Vakuum). Die vorgeschlagenen Protokoll Mäntel nur der Bauchseite der Larve mit Öl, dann removes überschüssige Öl durch die Platzierung der Larve auf ein sauberes Deckglas vor der Übertragung auf die endgültige Deckglas für die Bildgebung. d) Phototoxizität von der Bildgebungssitzung erlebt werden. Wie bei jedem Live-Imaging-Anwendung, ist es ideal, um kurze Belichtungszeiten mit geringer Intensität Laserlicht, das am besten mit einer hochempfindlichen Kamera oder Detektor erreicht wird, verwenden. Versuchen Sie, Beleuchtung mit UV-Licht zu minimieren, einschließlich Breitspektrum-Licht erzeugt durch Hg-Lichtquellen. Weitere Fragen und künftige Richtungen: Da diese Methode nicht Anästhetika zu nutzen, setzt das Herz des Tieres zu schlagen. Das schafft eine gewisse unvermeidbare Mobilität, die Bildgebung in einigen Orten mehr als andere betroffen. Die Beispiele hier zeigen, dass das Bauchmark, segmentalen Nerven und Körperwand kann leicht ohne Störung durch den Herzschlag abgebildet werden. In Fällen, in denen der Herzschlag Bildgebung betrifft, können die regelmäßigen Bewegungen manchmal mit korrigiert werdenin der Analyse-Software (zum Beispiel die Bildstabilisator-Plugin für ImageJ). Das funktioniert gut, wenn einzelne Objekte werden auf einer schnellen Zeitskala (zB ~ 1 um / s für den schnellen axonalen Transport) oder auf einem sehr langsamen Zeitskala (Minuten bis Stunden) bewegt. Allerdings, wenn das Objekt (e) von Interesse bewegen sich mit einer Reihe von Geschwindigkeiten und Richtungen, kann es schwieriger sein, für die Heartbeat-induzierte Bewegungen zu korrigieren. Ein weiteres Problem ist leichter Variabilität in der Optik von Tier zu Tier oder zwischen mehreren Bild Sitzungen des gleichen Tieres in den Chip. Je tiefer das Objekt von Interesse ist im Tier, desto größer ist diese Veränderung sein wird. Segment Nerven und das Bauchmark sind in der Regel zu tief im Tier dann in regelmäßigen Mikroskop abgebildet werden. Der milde Druck in der Larve Chip erlebt schiebt diese Strukturen jedoch sehr nah an der Nagelhaut und Deckglas. Der genaue Abstand dieser Strukturen aus dem Deckglas werden kleine Abweichungen von tr habenial vor Gericht. Die Variation für Objekte schließen die Kutikula, wie die Zellkörper der sensorischen Neuronen, ist geringer. Es ist daher wichtig, insbesondere für Messungen der Intensität, um eine große Anzahl von Tieren und unabhängigen Versuchen zur Berücksichtigung der Variabilität in der Optik verwenden. Während die hier gezeigten Beispiele haben sich auf Prozesse in Nervenzellen konzentriert, sollte der Ansatz zugänglich für jede Struktur in dem Tier, das innerhalb der Fokustiefe des Mikroskopobjektivs bringbar Bildgebung. Dies schließt die Schuppenschicht, Körperwand Muskeln, und ihre NMJs. Trachea auf der ventralen Seite des Tieres und möglicherweise Teile des Verdauungstrakts möglicherweise auch abgebildet werden. Das Tier kann auch mit seiner dorsalen Seite in Richtung der Deckglas für kurzfristige Abbildung von Strukturen in der Nähe der dorsalen Oberfläche positioniert werden. Die Fähigkeit, Bildstrukturen tief in das Tier durch den Arbeitsabstand des Mikroskopobjektivs verwendet begrenzt. Strukturen wie imaginal Scheiben sind unzugänglich hoher Vergrößerung (zB 40x) Ziele. Die in diesem Protokoll beschrieben Larve Chips für Larven im frühen 3. Larvenstadium (im Größenbereich von 3,5 bis 4 mm) ausgelegt. Doch viele interessante Fragen erfordern Bildgebung bei verschiedenen Larvenstadien. Kleinere Chips bis 2. Larvenstadium oder größere Chips aufnehmen zu spät 3. Larvenstadien unterbringen kann einfach mit dem gleichen Prinzip gestaltet werden. (Ergänzungs Abbildung 1 enthält eine leicht modifizierbar DXF-Datei für die Herstellung von Silikonformen mit veränderten Kammergrößen). Das einfache Prinzip der reversiblen Dichtung könnte auch auf andere Organismen, wie C. angewendet elegans oder Zebrafisch, mit der Haupt Variante die Kammergröße. Eine sinnvolle zukünftige Richtung ist es, einen Chip, viele Tiere auf einmal zu immobilisieren können, zu Screening-Zwecken verwenden zu entwerfen. Doch für diese, würde der Entwurf benötigen deutlich anders zu seinaus dem aktuellen Gerät, in dem die Fragen der Positionierung des Tieres in der Chip muss mit für jedes Tier unabhängig behandelt werden. Die Nervenquetschung Assay zur Untersuchung Verletzungen Antworten in Larven peripheren Nerven: Die für die Larven segmentale Nerven hier beschriebenen Nervenquetschung Assay ist eine einfache Methode für die Einführung einer Verletzung von peripheren Axonen in Drosophila. Die Vorteile dieser Methode sind: a) ist es einfach, mit Standardwerkzeugen in einer Drosophila-Labor (ein Stereomikroskop CO 2-Quelle und Pinzetten) gefunden zu führen, b) kann es schnell für viele Tiere durchgeführt werden, so dass die biochemische Analyse der Nervenstränge nach Verletzung führbar 14, c) die molekularen und zellulären Antworten auf diese Verletzungen sind hoch reproduzierbar 14,15,28 und kann verwendet werden, um Prozesse, die ebenfalls wichtig sind wirbel Neuronen 29,30 entdecken. Alternative Methoden für verletzte Nervenzellen ist es, focueinen Hochleistungslaser, beispielsweise einem gepulsten UV-oder Femtosekundenlaser, um ein Axon durch Laser-Mikro 17,31-33 abzutrennen. Die Larve Chip ist eine ideale Methode für die Positionierung des Tieres für solche Mikrochirurgie. Wegen der geringen Unterschiede in der Optik zwischen Studien, wie oben diskutiert, das laserbasierte Verfahren kann schwieriger sein, in Larven zu reproduzieren, insbesondere Larven segmentalen Nerven. Außerdem erfordert Laser bezogen axonale Schädigung mehr Zeit, um jedes Tier zu positionieren, damit es schwieriger, in großem Maßstab (mit einer großen Anzahl von Tieren) zu leiten. Fehlersuche: Die am häufigsten aufgetretenen technischen Problem aus der Nervenquetschung ist der Tod von Schäden an inneren Organen. Bei der Durchführung des zu vernichten, ist es wichtig, nicht zu kneifen die Bauchmark, Speicheldrüsen, oder Darm. Es ist auch wichtig, die Kutikula durchstoßen. Diese Probleme werden am besten, indem die Zange in einem 45 ° Winkel zu der Kutikula surfac vermiedene (siehe Abbildung 3). Die Qualität der Zange hat einen großen Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang und das Überleben danach. Wir empfehlen Dumostar Nummer 5 Pinzette. Um ihre Schärfe behalten, müssen die Zange mit Vorsicht behandelt werden, nicht für andere Zwecke verwendet und ersetzt, sobald sie stumpf oder verbogen werden. Die Größe des Tieres können auch Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang. Kleine Tiere (weniger als 3 mm in der Länge) sind viel weniger wahrscheinlich, um die Schädigung zu überleben. Bei großen Tieren (wandernde 3. Larvenstadium), ist es schwieriger, die Nerven zu lokalisieren und Schäden an den größeren Speicheldrüsen und Darm zu vermeiden, und es ist weniger Zeit, um Verletzungen Antworten vor der Verpuppung zu studieren. Die Nervenquetschung am effektivsten im frühen 3. Larvenstadium durchgeführt (das sind ~ 3-4,5 mm in der Länge entlang der anterior-posterioren Achse). Die Nahrungsquelle, die das Tier bei erhöhten beeinflussen können, dieStärke der Nagelhaut und das Überleben nach dem Gedränge. Es wird empfohlen, Tiere in der Lebensmittel von einem Standard-Hefe-Glucose-Rezept zu erhöhen. Die beste Methode für das Lernen, wie man das Gedränge effektiv tun ist, um zu üben auf viele Tiere, erst mit dem primären Ziel, das Überleben (und nicht Verpuppung) 24 Stunden nach dem Gedränge. Anfänger haben in der Regel eine geringe Überlebensrate (zB 10%), aber sobald die Technik gelernt haben, können die Überlebensraten zu erreichen ~ 90%. Weitere Fragen und künftige Richtungen: Der Andrang Assay bietet eine leistungsfähige Methode, um das Keimen der proximalen Axon zum Ort der Verletzung und die Degeneration von Axonen und Synapsen distal der Verletzungsstelle zu studieren. Während die Preise der Degeneration variieren zwischen den verschiedenen Neuronentypen, sie sind sehr gut reproduzierbar innerhalb eines bestimmten Neuronentyp und bietet Beweis für die Reproduzierbarkeit der Verletzung Assay. Im Gegensatz dazu ist die &quot;regenerative&quot; keimenAntwort im proximalen Axone beobachtet ist schwieriger zu studieren. Alle Axone in der segmentalen Nerven initiieren umfangreiche sprießen Nähe zum Ort der Verletzung (zum Beispiel siehe Abbildung 6 und Abbildung 3). Aber das Ausmaß der Keimung kann von Neuron zu Neuron variieren und ist schwer zu quantifizieren. Nach mehr fokalen Läsionen einzelner Motoneurone in Segment Nerven durch Verwendung eines UV-gepulste Farbstofflaser eingeführt wird, kann ein ähnlicher Grad und Variabilität in Keimen beobachtet werden. Wir interpretieren, dass die nondiscriminate Direktionalität der Keimung aufgrund der Abwesenheit von Führungssignale in den Segment Nerven. Im Gegensatz dazu sensorischen Nervenbahnen durch Laser Nähe ihrer Zellkörper verletzt zogen neuen axonalen Wachstums in der gleichen Richtung wie der Axon 34 verloren. Axone in dieser Region des Tieres wahrscheinlich präziser Positionsinformation zur Führung der regenerierenden Axonen ausgesetzt. Das Umfeld, in segmentalen Nerven ist unwahrscheinlich, viel resemblan habence für die Umwelt, dass die Axone ursprünglich während ihre Führung im Embryo navigiert, daher ist nicht zu erwarten, um Informationen müssen regenerierenden Axone führen. Eine weitere Einschränkung für die Untersuchung der Regeneration mit Hilfe der segmentalen Nervenquetschung Test ist, dass verletzte Axone sensorischen und Motoneuronen haben noch einen deutlichen Abstand zu (0,25-1 mm), um ihr Ziel zu erreichen, und einen begrenzten Zeitrahmen (&lt;3 Tage) vor der Tier erfährt decken Verpuppung. Eine aktuelle Studie hat eine genetische Manipulation der prothoraciotropic Hormon-Rezeptor, der die Dauer des 3. Larvenstadium Larvenstadium 35 verdreifacht identifiziert. Diese Manipulation wird der Zeitrahmen für die Untersuchung der Wiederherstellung und die Degeneration von Nervenzellen nach Verletzungen deutlich zu verlängern, bis 9 anstelle von 3 Tagen. Dies kann lange genug, um neue Ereignisse, wie Wiederverbindung eines verletzten Axons mit postsynaptischen Ziel beobachten, vor allem, wenn die Schädigung induziert wird, in der Nähe der synaptischen Ende.

Die Fruchtfliege, Drosophila melanogaster, ist als Modellorganismus für die über 100 Jahre genutzt worden und hat maßgeblich an der Definition grundlegender Signal-und Entwicklungswege, die von Wirbellosen die menschliche konserviert sind erwiesen. Live-Imaging ist ein wichtiger Ansatz zur Untersuchung zellulärer Mechanismen, und das einfache Körperplan und transluzente Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven System für Live-Aufnahmen, insbesondere, da es viele genetische Werkzeuge zur Expression von fluoreszenzmarkierten Proteine ​​in bestimmten Zelltypen zur Verfügung. Eine wichtige Herausforderung für die Live-bildgebenden Verfahren ist nichtinvasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier für die Mikroskopie. Konventionelle Ansätze umfassen Immobilisierung Dissektion 1,2 oder der Einsatz von Chloroform, die beide das Tier zu töten. Die Anästhetika Ether 4 und Isofluran 5-8 wurden ebenfalls verwendet. Anästhetika während viele Vorteile, Sie hemmen auch die neuronale Aktivität und wichtige Physiologie (einschließlich der Herzschlag) 11.09, daher kann der Prozess studierte beeinflussen und erzeugen Stress auf das Tier. Es gibt auch Bedenken hinsichtlich menschlicher Sicherheit für die Arbeit mit Äther und Isofluran. Wir haben eine drogenfreie Methode, um Drosophila-Larven in einer einzigen Schicht PDMS-Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die &quot;Larve Chip&quot; 12 nennen immobilisieren entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt, wie einholen oder die Larve Chip, und wie man es für die Live-Bildgebung in der Früh inszeniert 3. Larvenstadium zu nutzen. Der Chip besteht aus einem eng anliegenden Mikrokammer, die auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier über sanfte mechanische Kraft zusammen. Die Immobilisierung Verfahren bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Muskeln Körperwand, in unmittelbarer Nähe zu einem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung solcher Strukturen mit hoher numerischer Apertur (hohe Vergrößerung) Ziele. Vorteile der Larve Chip gegenüber anderen herkömmlichen Techniken gehören die folgenden: (i) Die Nutzung der Larve Chip ersetzt die Verwendung von Chemikalien, so dass für in-vivo-Bildgebung von narkotisierten Tieren. (Ii) Larven wieder sofort nach der Entlassung aus dem Chip (im Gegensatz zu einem 2 Stunden Erholungszeit für Isofluoran 8,13). Dies ermöglicht für die Bildgebung über weite Zeitskalen, von Millisekunden bis Minuten, Stunden und Tage. (Iii) Die Verwendung von PDMS, die ein gasdurchlässiges Material ist, kann zur kontinuierlichen Diffusion von Sauerstoff / Luft von der Umgebung in den Larvenkörper. (Iv) Der Chip ist einfach und sicher zu bedienen ist, und (v) sie wiederverwendbar ist, und kann bei minimalen Kosten hergestellt werden. Zusätzlich zu Anleitungen zur Verwendung der Larve Chip wird dieses Protokoll stellen mehrere Beispiele für die Anwendung auf neuronale Ereignisse 3. Larvenstadium zu studieren. Dazu gehören Live-Aufnahmen von Axonal Transport-, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine ​​über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung der Chip ist, um neuronale Antworten auf axonale Schädigung zu untersuchen. Damit wird ein weiteres Verfahren (in Teil 3) für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung beschrieben. Dieser einfache Test kann sowohl schnell und reproduzierbar unter einer Standard Dissektion Stereomikroskop, das für viele Tiere in der gleichen Zeit verarbeitet werden können durchgeführt werden. Zellulären Reaktionen auf die Verletzung durch Live-Bildgebung in der Larve Chip untersucht werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1170">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:39px;width:259px;">0.5 mm Polyethylene tubing</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">14-170-11B</td>
			<td style="width:449px;">Polyethylene tubing, I.D. = 0.023&#8217;&#8217;, O.D. = 0.038&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">1 mm Polyurethane tubing</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">BB521-63</td>
			<td style="width:449px;">Polyurethane tubing, I.D. = 0.063&#8217;&#8217;,&#160; O.D. = 0.125&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">barb to barb connector</td>
			<td style="width:171px;">Bio Rad</td>
			<td style="width:291px;">732-8300</td>
			<td style="width:449px;">0.8 mm barb to barb connector</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">3-way stopcock valve</td>
			<td style="width:171px;">Bio Rad</td>
			<td style="width:291px;">732-8104</td>
			<td style="width:449px;">Screw on valve for the syringe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Syringe (20 ml)</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">14-817-33</td>
			<td style="width:449px;">Screw on 20 ml syringe for&#160; generating vacuum</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">Dispensing needles, 23 G (.4mm I.D., .6mm O.D.)</td>
			<td style="width:171px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:291px;">75165A684</td>
			<td style="width:449px;">Needle for outlet connection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">Dispensing needles, 21 G, (.6mm I.D.,&#160; .8mm O.D.)</td>
			<td style="width:171px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:291px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#75165A679" title="Close">75165A679</a></td>
			<td style="width:449px;">Needle for outlet connection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Halocarbon oil</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:291px;">H8898</td>
			<td style="width:449px;">Halocarbon oil 700</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Dumostar Number 5 Forceps</td>
			<td style="width:171px;">Roboz</td>
			<td style="width:291px;">RS-498</td>
			<td style="width:449px;">For nerve crush</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">PDMS Kit (Base and curing agent)</td>
			<td style="width:171px;">Ellsworth</td>
			<td style="width:291px;">184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
			<td style="width:449px;">Dow Corning Sylgard 184 Silicone Encapsulant 0.5 kg Kit Clear</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:259px;">Glass Coverslips</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">12-544-C</td>
			<td style="width:449px;">24 x 40 mm (thickness according to recommendation for your microscope objective)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Disposable Plastic Cup (9 oz.)</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Plastic coffee stirrer stick</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Razor Blade</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:259px;">Grape juice agar plates</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"><a href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925">See http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925 for recipe</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in drosophila larvae

Live-Imaging ist eine wichtige Technik zur Untersuchung von zellbiologischen Prozesse, aber das kann in lebenden Tieren schwierig sein. Die lichtdurchlässige Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven Modellorganismus für die Live-Imaging-Studien. Allerdings ist eine wichtige Herausforderung für die Live-Imaging-Techniken, um nicht-invasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier auf dem Mikroskop. Dieses Protokoll stellt eine einfache und leicht zu bedienen Verfahren zur Immobilisierung und Abbildung Drosophila-Larven auf einem Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die &quot;Larve Chip&quot; nennen. Die Larve Chip besteht aus einem eng anliegenden PDMS Mikrokammer, die mit einer dünnen Deckglas, das auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier und bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Körper angebracht ist, besteht Wandmuskulatur, in unmittelbarer Nähe zu dem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung und wichtigsten ist, vermeidet die Verwendung von anesthetics und Chemikalien, die die Untersuchung eines breiten Spektrums von physiologischen Prozessen erleichtert. Da Larven leicht erholen sich von der Immobilisierung, können sie leicht auf mehrere Imaging-Sitzungen unterzogen werden. Dies ermöglicht eine Längsschnittstudien über die Zeit Kurse von Stunden bis Tagen. Dieses Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt, wie man den Chip und wie man den Chip für die Live-Darstellung von neuronalen Ereignisse im 3. Larvenstadium nutzen vorzubereiten. Diese Veranstaltungen sind die schnellen Transport von Organellen in Axonen, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine ​​über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung des Chips ist es, regenerative und degenerative Antworten auf axonalen Verletzungen zu studieren, so dass der zweite Teil dieses Protokoll beschreibt ein neues und einfaches Verfahren für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung.

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Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila-Larven sind eine attraktive Modellsystem für Live-Bildgebung aufgrund ihrer schein Kutikula und leistungsfähige Genetik. Dieses Protokoll beschreibt, wie man eine Single-Layer-PDMS-Gerät, genannt die &quot;Larve Chip&quot; für die Live-Darstellung von zellulären Prozessen in Nervenzellen des 3. Larvenstadium Drosophila-Larven nutzen.

Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

using-microfluidics-chips-for-live-imaging-study-injury-responses

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

15.4K Aufrufe.  University of Michigan.  Drosophila-Larven sind eine attraktive Modellsystem für Live-Bildgebung aufgrund ihrer schein Kutikula und leistungsfähige Genetik. Dieses Protokoll beschreibt, wie man eine Single-Layer-PDMS-Gerät, genannt die "Larve Chip" für die Live-Darstellung von zellulären Prozessen in Nervenzellen des 3. Larvenstadium Drosophila-Larven nutzen. 

Serie: Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or bioartificial scaffold materials, entrapment of cardiac myocytes in hydrogels such as fibrin or collagen and stacking of myocyte monolayers 1. These concepts aim at restoration of compromised cardiac function (e.g. after myocardial infarction) or as experimental models (e.g. predictive toxicology and substance screening or disease modelling). Precise monitoring of cell survival after implantation of engineered heart tissue (EHT) has now become possible using in-vivo bioluminescence imaging (BLI) techniques 2. Here we describe the generation of fibrin-based EHT from a transgenic rat strain with ubiquitous expression of firefly luciferase (ROSA/luciferase-LEW Tg; 3). Implantation is performed into the greater omentum of different rat strains to assess immune responses of the recipient organism following EHT implantation. Comparison of results generated by BLI and the Enzyme Linked Immuno Spot Technique (ELISPOT) confirm the usability of BLI for the assessment of immune responses.

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue EHT

This video demonstrates the use of in vivo bioluminescence imaging to study immune responses after implantation of Engineered Heart Tissue (EHT) in rats.

Biolumineszenz-Bildgebung für die Beurteilung von Immunantworten nach der Implantation von Engineered Heart Tissue (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or ...

Forschung

Biotechnik

Impulsive Pressurization of Neuronal Cells for Traumatic Brain Injury Study

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate blast-induced traumatic brain injury (TBI). We demonstrate in this video article how blast TBI-relevant impulsive pressurization is applied to the neuronal cells in vitro. This is achieved by using well-controlled pressure pulse created by a specialized Kolsky bar device, with complete pressure history within the cell pressurization chamber recorded. Pressurized neuronal cells are inspected immediately after pressurization, or further incubated to examine the long-term effects of impulsive pressurization on neurite/axonal outgrowth, neuronal gene expression, apoptosis, etc. We observed that impulsive pressurization at about 2 MPa induces distinct neurite loss relative to unpressurized cells. Our technique provides a novel method to investigate the molecular/cellular mechanisms of blast TBI, via impulsive pressurization of brain cells at well-controlled pressure magnitude and duration.

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate the molecular/cellular mechanisms of blast-induced traumatic brain injury.

Impulsive Druckbeaufschlagung des neuronalen Zellen zur Traumatic Brain Injury Study

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate blast-induced traumatic brain injury (TBI). ...

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Einfache mikrofluidischen Systemen für<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging der<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Und Zebrafisch

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Endothelialized Microfluidics for Studying Microvascular Interactions in Hematologic Diseases

Advances in microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and reproducible microfluidic systems for conducting biological and biochemical experiments at the micro- and nanoscales 1,2. In addition, microfluidics have also been specifically used to quantitatively analyze hematologic and microvascular processes, because of their ability to easily control the dynamic fluidic environment and biological conditions3-6. As such, researchers have more recently used microfluidic systems to study blood cell deformability, blood cell aggregation, microvascular blood flow, and blood cell-endothelial cell interactions6-13.However, these microfluidic systems either did not include cultured endothelial cells or were larger than the sizescale relevant to microvascular pathologic processes. A microfluidic platform with cultured endothelial cells that accurately recapitulates the cellular, physical, and hemodynamic environment of the microcirculation is needed to further our understanding of the underlying biophysical pathophysiology of hematologic diseases that involve the microvasculature.
Here, we report a method to create an "endothelialized" in vitro model of the microvasculature, using a simple, single mask microfabrication process in conjunction with standard endothelial cell culture techniques, to study pathologic biophysical microvascular interactions that occur in hematologic disease. This "microvasculature-on-a-chip" provides the researcher with a robust assay that tightly controls biological as well as biophysical conditions and is operated using a standard syringe pump and brightfield/fluorescence microscopy. Parameters such as microcirculatory hemodynamic conditions, endothelial cell type, blood cell type(s) and concentration(s), drug/inhibitory concentration etc., can all be easily controlled. As such, our microsystem provides a method to quantitatively investigate disease processes in which microvascular flow is impaired due to alterations in cell adhesion, aggregation, and deformability, a capability unavailable with existing assays.

A method to culture an endothelial cell monolayer throughout the entire inner 3D surface of a microfluidic device with microvascular-sized channels (&lt;30 &mu;m) is described. This in vitro microvasculature model enables the study of biophysical interactions between blood cells, endothelial cells, and soluble factors in hematologic diseases.

Endothelialisierten Mikrofluidik für ein Studium Mikrovaskuläre Wechselwirkungen in Hämatologische Krankheiten

Advances in  microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and  reproducible microfluidic systems for conducting biological and ...

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell phenotype after printing, poor organization and distribution of desired cells, and the inability to deliver drugs and/or nutrients to targeted areas in the array. Our 3D microfluidic printing technology is uniquely capable of sealing and printing arrays of cells onto submerged surfaces in an automated and multiplexed manner. The design of the microfluidic cell array (MFCA) 3D fluidics enables the printhead tip to be lowered into a liquid-filled well or dish and compressed against a surface to form a seal. The soft silicone tip of the printhead behaves like a gasket and is able to form a reversible seal by applying pressure or backing away. Other cells printing technologies such as pin or ink-jet printers are unable to print in submerged applications. Submerged surface printing is essential to maintain phenotypes of cells and to monitor these cells on a surface without disturbing the material surface characteristics. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays are produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas including cancer, diabetes, inflammation, infections, and cardiovascular disease.

This 3D microfluidic printing technology prints arrays of cells onto submerged surfaces. We describe how arrays of cells are delivered microfluidically in 3D flow cells onto submerged surfaces. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays were produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas.

Die Tauchdruck der Zellen auf eine modifizierte Oberfläche mit einem Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and other matrix-modifying oxidants/enzymes released during inflammation) are implicated in triggering pathological changes in cellular function, phenotype and viability in a number of diseases. Here, we describe how cell-substrate impedance and live cell imaging approaches can be readily employed to accurately quantify real-time changes in cell adhesion and de-adhesion induced by matrix modification (using endothelial cells and myeloperoxidase as a pathophysiological matrix-modifying stimulus) with high temporal resolution and in a non-invasive manner. The xCELLigence cell-substrate impedance system continuously quantifies the area of cell-matrix adhesion by measuring the electrical impedance at the cell-substrate interface in cells grown on gold microelectrode arrays. Image analysis of time-lapse differential interference contrast movies quantifies changes in the projected area of individual cells over time, representing changes in the area of cell-matrix contact. Both techniques accurately quantify rapid changes to cellular adhesion and de-adhesion processes. Cell-substrate impedance on microelectrode biosensor arrays provides a platform for robust, high-throughput measurements. Live cell imaging analyses provide additional detail regarding the nature and dynamics of the morphological changes quantified by cell-substrate impedance measurements. These complementary approaches provide valuable new insights into how myeloperoxidase-catalyzed oxidative modification of subcellular extracellular matrix components triggers rapid changes in cell adhesion, morphology and signaling in endothelial cells. These approaches are also applicable for studying cellular adhesion dynamics in response to other matrix-modifying stimuli and in related adherent cells (e.g., epithelial cells).

Here, we present a protocol to continuously quantify cell adhesion and de-adhesion processes with high temporal resolution in a non-invasive manner by cell-substrate impedance and live cell imaging analyses. These approaches reveal the dynamics of cell adhesion/de-adhesion processes triggered by matrix modification and their temporal relationship to adhesion-dependent signaling events.

Benutzen Sie die Cell-Substrat-Impedanz und Live Cell Imaging, um Echtzeit-Änderungen in der Zelladhäsion und De-Haftung durch Matrix Änderung Induzierte Messen

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

Multicolor Fluorescence Detection for Droplet Microfluidics Using Optical Fibers

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as multiplex assays, enzyme evolution, and molecular biology enhanced cell sorting require the detection of two or more colors of fluorescence. Standard multicolor detection systems that couple free space lasers to epifluorescence microscopes are bulky, expensive, and difficult to maintain. In this paper, we describe a scheme to perform multicolor detection by exciting discrete regions of a microfluidic channel with lasers coupled to optical fibers. Emitted light is collected by an optical fiber coupled to a single photodetector. Because the excitation occurs at different spatial locations, the identity of emitted light can be encoded as a temporal shift, eliminating the need for more complicated light filtering schemes. The system has been used to detect droplet populations containing four unique combinations of dyes and to detect sub-nanomolar concentrations of fluorescein.

Multicolor fluorescence detection in droplet microfluidics typically involves bulky and complex epifluorescence microscope-based detection systems. Here we describe a compact and modular multicolor detection scheme that utilizes an array of optical fibers to temporally encode multicolor data collected by a single photodetector.

Mehrfarbenfluoreszenzdetektion für Droplet Mikrofluidik Verwendung von Optical Fibers

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as ...

Training Persons with Spinal Cord Injury to Ambulate Using a Powered Exoskeleton

Powered exoskeletons have become available for overground ambulation in persons with paralyses due to spinal cord injury (SCI) who have intact upper extremity function and are able to maintain upright balance using forearm crutches. To ambulate in an exoskeleton, the user must acquire the ability to maintain balance while standing, sitting and appropriate weight shifting with each step. This can be a challenging task for those with deficits in sensation and proprioception in their lower extremities. This manuscript describes screening criteria and a training program developed at the James J. Peters VA Medical Center, Bronx, NY to teach users the skills needed to utilize these devices in institutional, home or community environments. Before training can begin, potential users are screened for appropriate range of motion of the hip, knee and ankle joints. Persons with SCI are at an increased risk of sustaining lower extremity fractures, even with minimal strain or trauma, therefore a bone mineral density assessment is performed to reduce the risk of fracture. Also, as part of screening, a physical examination is performed in order to identify additional health-related contraindications. 
Once the person has successfully passed all screening requirements, they are cleared to begin the training program. The device is properly adjusted to fit the user. A series of static and dynamic balance tasks are taught and performed by the user before learning to walk. The person is taught to ambulate in various environments ranging from indoor level surfaces to outdoors over uneven or changing surfaces. Once skilled enough to be a candidate for home use with the exoskeleton, the user is then required to designate a companion-walker who will train alongside them. Together, the pair must demonstrate the ability to perform various advanced tasks in order to be permitted to use the exoskeleton in their home/community environment.

Training a person with paralysis to ambulate using a powered exoskeleton may present challenges. The goals are to present the candidate selection criteria and the training procedures for exoskeletal-assisted walking and other mobility skills that can be progressed as the participant's skill level improves.

Personen mit Rückenmarksverletzungen Ausbildung zum ambulate eines aktiven Exoskelett Verwendung

Powered exoskeletons have become available for overground ambulation in persons with paralyses due to spinal cord injury (SCI) who have intact upper ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology with great potential for biomedical applications. The technique facilitates the direct deposition of biocompatible polymer fibers to fabricate well-ordered scaffolds in the sub-micron to micro scale range. The establishment of a stable, viscoelastic, polymer jet between a spinneret and a collector is achieved using an applied voltage and can be direct-written. A significant benefit of a typical porous scaffold is a high surface-to-volume ratio which provides increased effective adhesion sites for cell attachment and growth. Controlling the printing process by fine-tuning the system parameters enables high reproducibility in the quality of the printed scaffolds. It also provides a flexible manufacturing platform for users to tailor the morphological structures of the scaffolds to their specific requirements. For this purpose, we present a protocol to obtain different fiber diameters using melt electrospinning writing (MEW) with a guided amendment of the parameters, including flow rate, voltage and collection speed. Furthermore, we demonstrate how to optimize the jet, discuss often experienced technical challenges, explain troubleshooting techniques and showcase a wide range of printable scaffold architectures.

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&amp;#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This protocol serves as a comprehensive guideline to fabricate scaffolds via electrospinning with polymer melts in a direct writing mode. We systematically outline the process and define the appropriate parameter settings for achieving targeted scaffold architectures.

Elektrospinnen Schreiben von dreidimensionalen Poly(ε-caprolactone) Gerüste mit steuerbaren Morphologien für Tissue Engineering Anwendungen zu schmelzen

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for live high-resolution microscopic imaging of dynamic biological phenomena in space and time with cellular resolution. However, the traditional method of agarose encapsulation for live imaging can impede larval development and tissue regrowth. Therefore, this manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which was designed and fabricated as a functionally compartmentalized device to orient larvae for high-resolution microscopy while permitting caudal fin transection within the device and subsequent unrestrained tail development and re-growth. This device allows for wounding and long-term imaging while maintaining viability. Given that the zWEDGI mold is 3D printed, the customizability of its geometries make it easily modified for diverse zebrafish imaging applications. Furthermore, the zWEDGI offers numerous benefits, such as access to the larva during experimentation for wounding or for the application of reagents, paralleled orientation of multiple larvae for streamlined imaging, and reusability of the device.

This manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which is a compartmentalized device designed to orient and restrain zebrafish larvae. The design permits tail transection and long-term collection of high-resolution fluorescent microscopy images of wound healing and regeneration.

Langfristige Live Imaging-Gerät für verbesserte experimentelle Manipulation von Zebrafischlarven

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for ...