The authors want to thank Dr. Tadmiri Venkatesh for his encouragement to prepare this manuscript, Dova Brenman and Selwyn Chui for their constructive comments, Elyssa Burg and Wayne Rasband for designing the macro in ImageJ for all interfly distances and for nearest neighbor distances. The authors also want to thank the reviewers for their constructive comments.
A.A.A, M.C.C. and A.F.S were responsible for research design; S.N.J., A.A.A, M.N., Z.R., and A.J.M. performed the experiments. A.A.A, M.N., A.J.M. and M.C.C and A.F.S. analyzed the data; A.R.M. and A.F.S. wrote the manuscript.
This work was supported by PSC-CUNY research awards, jointly funded by The Professional Staff Congress and The City University of New York to A.F.S.; by internal funding from Western University to A.F.S.; by a Mathematics, Biology, Chemistry, and Geology majors scholarship for teachers-in-training and by a Louis Stokes Alliance for Minority Participation scholarship to A.A.A.

1. Geräte und Reagenzien Erstellt In-house (siehe Liste der Materialien für Others) <ol><li> Bereiten Sie eine Drosophila kalten Narkosegerät wie zuvor beschrieben, 8. </li><li> Bereiten Sie eine Fliege Aspirator wie zuvor beschrieben 13. </li><li> Bereiten sozialen Raum Kammern und Inhaber. <ol><li> Bestellen oder Glasscheiben und Acrylabstandshalter, um die sozialen Raum Kammern erstellen. Jeder Sozialraumkammer besteht aus zwei quadratischen Glasscheiben (17,6 cm x 17,6 cm, mit einer Dicke von 0,3 cm), zwei rechtwinkligen Dreiecks Acryldistanzstücke (mit einer Höhe von 16,5 cm, einer Basis von 8,9 cm, mit einer Dicke von 0,3 cm ) und zwei rechteckige Räume (9 cm × 1,5 cm mit einer Dicke von 0,3 cm) (1A). </li><li> Montieren Sie das Glas und Acryl sozialen Raum Kammer, dass sie identisch mit der Kammer in 1B ist. Um dies zu tun, starten Sie, indem Sie eine dreieckige Abstandshalter flach auf einem Quadratglasscheibe, so dass die rechten Winkeldes dreieckigen Abstandshalter ist mit einer der Ecken der quadratischen Scheibe ausgerichtet ist. Als nächstes legen Sie die zweite dreieckige Abstands flach auf der Oberseite des quadratischen Bereich Spiegelung der ersten dreieckigen Abstandshalter. HINWEIS: Stellen Sie sicher, Handschuhe zu tragen, um nicht die Stücke mit Ölen und Gerüche von Ihren Händen zu verunreinigen. </li><li> Legen Sie zwei kleine rechteckige Abstandshalter flach auf dem Platz Bereich entlang der Seite der Scheibe, die nicht abgedeckt ist. Die Acryl-Abstandshalter auf der Oberseite des quadratischen Ebene sollte jetzt bilden eine dreieckige Arena. </li><li> Legen Sie einen zweiten quadratischen Glasscheibe auf der Oberseite der Acrylabstandshalter, so dass sie über der ursprünglichen Glasscheibe unten ausgerichtet ist. </li><li> Verwenden Sie vier Binder Clips, um die Scheiben und Abstandshalter zu sichern zusammen, um den sozialen Raum Kammer zu bilden. Platzieren eines Clips in der Nähe der Ecke, über die lange Seite von jedem der dreieckigen Abstandshalter, Sichern sie im Inneren der Glasscheiben. Auf diesen gleichen Seiten, legen Sie einen Clip in der benachbarten Ecke, gegenüber jedem der rechteckigen Abstandhalter und sichern Sie sie inSeite der Glasscheiben. </li><li> Bauen Sie ein Stativ und eine Flasche Klemme, so dass die Klemm den sozialen Raum Kammer in einer aufrechten Position zu halten, wie der soziale Raum Kammer ruht auf seinem Rand auf der Oberseite der Arbeitsfläche. </li><li> Für jede Wiederholung in dem Experiment, montieren einen sozialen Raum Kammer und unterstützen zu stehen. </li></ol></li><li> Bereiten Sie eine Kletter Assay Antwortgerät, um die Steigfähigkeit der getesteten Fliegen zu überprüfen. <ol><li> Verwenden Sie einen Gegenstromapparat, wie zuvor beschrieben, 14,15. </li></ol></li><li> Stellen Sie sicher, homogene Lichtverhältnisse, indem das Experiment auf eine Arbeitsfläche mit einer weißen Bank Abdeckung und vor einem weißen Hintergrund. </li></ol> 2. Vorbereitung die Fliegen vor dem Experiment <ol><li> Pflegen Fliegen in Flaschen mit Standard Drosophila Fliegen Essen. Halten Sie sie in einer Inkubationskabine bei 25 ° C auf einem 12 h Hell / Dunkel-Zyklus. </li><li> Ein bis zwei Tage vor der Experiment, sammeln und Sex fliegt unter kaltem Anästhesie, wie zuvor beschrieben, 8. <ol><li> Chill die kalte Narkosegerät bei -4 ° C. Platz fliegt in 50 ml Kunststoffröhrchen. Vollständig versenken die Kunststoffröhrchen, die Fliegen in Eis in einem isolierten Eiskübel, warten Sie mindestens 5 Minuten für Fliegen unbeweglich zu werden. </li><li> Legen Sie die Fliegen an der Polyethylenfolie des kalten Narkosegerät. Bei RT, verwenden Sie ein Stereomikroskop, um Männer von Frauen zu trennen. Pflegen Fliegen, in Gruppen, in Durchstechflaschen mit Standard Drosophila Fliegen Essen, nicht mehr als 40 Fliegen pro Fläschchen. </li></ol></li><li> Zwei Stunden vor Beginn des Experiments zu gewährleisten, dass die Temperatur des Raums, wo das Experiment durchgeführt werden zwischen 24-25 ° C und einer Luftfeuchtigkeit von ca. 50%. </li><li> Übertragen Sie die Fliegen in neue Phiolen haltige Speisen, und legen Sie sie für 2 Stunden auf der Arbeitsfläche, wo das Experiment durchgeführt. HINWEIS: Für diese experiments, die Fliegenstämme verwendet wurden, waren Drosophila melanogaster Stämme: Canton-Spezial oder Canton-S (CS), w 1118 Cs 10 (oder W - w 1118 Canton-S ausgekreuzt 10 Mal) waren Oregon und Samarkand entfernt alle aus unserem Labor Aktien 16; Elwood Fliegen wurden im Herbst 2011 in der Nachbarschaft von Elwood Huntington auf Long Island, New York, USA 8 gesammelt. Außer, wenn nicht anders angegeben, wurden die Ergebnisse vorgestellt erhalten mit Canton-S fliegt (in den Farben rot). </li></ol> 3. Durchführung des Experiments <ol><li> Führen Sie das Experiment von 12.00 bis 03.00 Uhr (Zeitgeber-Zeit - die Zeit in Stunden nach dem Beginn der Licht - der ZT 4 bis 7). </li><li> Bereiten Sie den sozialen Raum Kammer für den Transfer von Fliegen. <ol><li> Legen Sie einen sozialen Raum Kammer flach auf eine Arbeitsfläche, mit der Seite enthalten rechteckige Abstandshalter, die am nächsten zu Ihrem Körper. </li><li> Entfernen Sie one Clip nächst Ihren Körper und schieben Sie eine rechteckige Abstandshalter nach außen, wodurch ein Abstand von ca. 1 cm zwischen den rechteckigen Abstandhalter. </li><li> Mit Klebeband und eine Markierung, zu kennzeichnen den sozialen Raum Kammer in einer oberen Ecke mit Sex, Dehnung, und wiederholen Sie die Nummer. Achten Sie darauf, das Band nicht Teil des inneren dreieckigen Arena Fall Rechnung zu tragen. </li></ol></li><li> Übertragen Sie die Fliegen in den sozialen Raum Kammer. <ol><li> Transfer fliegt von ihrem Fläschchen, das Essen in ein neues, leeres Fläschchen. Saugen Sie fliegt von der leeren Durchstechflasche und überführen sie in der sozialen Raum Kammer. <ol><li> Atmen Sie ein, um die Fliegen in die Spitze der Saugvorrichtung zu ziehen. Setzen Sie die Spitze in die 1 cm Abstand zwischen den rechteckigen Abstandshalter der sozialen Raum Kammer und Ausatmen mit einer konsistenten Rate, um die Fliegen in den inneren dreieckigen Arena zu erzwingen. </li><li> Unmittelbar schieben Sie die rechteckige Abstandshalter wieder an seinen Platz und schloss die Basis des inneren dreieckigen Arena, und platzieren Sie den Binder Clip wieder ein. </li></ol></li&gt; </ol></li><li> Auf einem stampfenden Unterlage, die auf unterschiedlichen Bank als dort, wo die experimentelle Arbeit erfolgt befindet, halten Sie die sozialen Raum Kammer aufrecht, so dass die rechteckige Abstandshalter auf der Unterseite. Pfund dreimal alle Fliegen zu gewährleisten, hat an der Unterseite der Arena gefallen. HINWEIS: Aufgrund der Acryldistanz ragte aus dem kleinsten Kammergröße (1D), schlagen die Ellbogen auf die Arbeitsfläche und gleichzeitig einen sicheren Halt am Gerät, um sicherzustellen, die Fliegen wurden auf den Boden gefallen ist. </li><li> Starten Sie einen Timer. </li><li> Setzen Sie den sozialen Raum Kammer auf der Arbeitsfläche und verwenden Sie das Stativ und Kolben Klammer, um sie aufrecht zu halten. Legen Sie ein Lineal oder einen Aufkleber der bekannten Länge flach gegen den sozialen Raum Kammer, aber nicht zur Deckung etwaiger Teil des inneren dreieckigen Arena. <ol><li> Für horizontal Experimenten, stellen Sie den sozialen Raum Kammer in dem Stützgestell; stattdessen legen den sozialen Raum Kammer flach auf die Arbeitsfläche. </li></ol&gt; </li><li> Wenn die Fliegen niedergelassen haben, in der Regel nach etwa 30 Minuten, nehmen Sie ein Bild von der sozialen Raum Kammer. Stellen Sie sicher, dass der Rahmen enthält die gesamte innere dreieckige Arena, das Lineal, und das Etikett. </li><li> Wiederhole das Experiment für jeden Genotyp und Zustand (idealerweise 3 internen Wiederholungen und 3 unabhängige Wiederholungen). </li></ol> 4. Analyse der Sozialraumdaten <ol><li> Importieren Sie die folgenden Makros in ImageJ 17 <ol><li> ImageJ finden Sie hier: http://rsbweb.nih.gov/ij/. </li><li> Sie können einen Befehl &#39;Messen Sie Entfernungen &quot;im Plugins-Menü zu erstellen, indem Sie die Makros unter in einer Datei mit dem Namen&#39; Measure_Distances.txt &#39;im Ordner ImageJ / plugins, in der Makro-Unterordner, und mit der Hilfe&gt; Update Menüs Befehl.&quot; </li><li> Kopieren Sie in einer TXT-Datei, die Makros, die in Zusatzdaten zur Verfügung gestellt werden und wurden ursprünglich in 3 veröffentlicht. </li></ol></li><li> Laden Sie die Bilder auf einen Computer, und öffnen Sie eine picture mit ImageJ. <ol><li> Eröffnen Sie ein Maßstab durch eine Linie von der 0 cm bis 1 cm Markierungen auf dem Lineal in das Bild, und auf der Registerkarte Analysieren, wählen Sie die Set-Skala Funktion, um eine Skala von 1 cm für den Abstand eingestellt (gleiche Ansatz für den Aufkleber von bekannt Länge). Wählen Sie die globale Option, bevor die Waage auf dem Bild. </li><li> Schneiden Sie das Foto mit der Crop-Funktion unter der Registerkarte Bild, so dass es alle der Fliegen, während das Entfernen so viel von dem Rest des Bildes wie möglich. </li><li> Machen Sie das Bild schwarz und weiß, indem Sie 8-Bit aus dem Optionstyp auf der Registerkarte Bild. </li><li> Entfernen Sie alle Hintergrundgeräusche aus dem Bild, indem Sie auf der Schwelle Funktion unter der Option Anpassen der Registerkarte Bild. Ziehen Sie die Regler zu erhöhen oder zu entfernen Sie den Kontrast, so dass der Körper jedes fly deutlich ohne weitere Markierungen im Bild zu sehen ist. Wenn es Markierungen, die nicht fliegen, fangen sie mit dem Rechteckwerkzeug und löschen. </li><li> Stellen Sie dieMessungen mit Hilfe der Messungen Tool Set unter der Registerkarte Analysieren. Wählen Bereich, Schwerpunkt, Centroid und Anzeigebezeichnung. Als nächstes wählen Sie die Analyze Partikel verfügen auf der Registerkarte Analysieren, um eine nummerierte Liste aller schwarzen Flecken, die Fliegen zu erstellen. <ol><li> Bei Verwendung Analysieren Teilchen; Set-Größe von 0,01 bis 0,1 (Wählen Sie keine Pixeleinheit); Rundheit von 0,00 bis 1,00; Show Konturen; Ergebnisse darstellen, und fügen Sie den Manager. </li><li> Stellen Sie sicher, dass jeder schwarze Punkt (jedes Teilchen) ist eine genaue Darstellung der Fliegen, die im Originalbild sind, durch den Vergleich der nummerierten Liste zu dem Originalbild. HINWEIS: Wenn einige Fliegen, die sehr nahe beieinander liegen als ein Teilchen gezählt, manuell zeichnen eine weiße Linie, die zwei Fliegen auf dem binären Bild zu trennen. </li></ol></li><li> Während die Liste ausgewählt ist, verwenden Sie den Nearest Neighbor - Liste Entfernungen Makro im Rahmen des zweiten Makros Optionen auf der Registerkarte Plugins, um eine neue Liste der Entfernungen enthält erstellen, in cm, von EAch zu fliegen, um ihre nächsten Nachbarn. </li></ol></li><li> Kopieren Sie die nächsten Nachbarn Entfernungen von ImageJ und fügen Sie ihn in eine Säule mit einem Tabellenkalkulationsprogramm. <ol><li> Kompilieren Sie alle Daten von jeder Wiederholung auf denselben Tabellenkalkulation und die Organisation von Genotyp und Zustand. </li></ol></li><li> Führen Sie die Datenanalyse unter Verwendung von Statistik-Software. In diesem Experiment Graph Pad Prism (Version 6 für MacOSX, GraphPad Software, San Diego Kalifornien USA, www.graphpad.com) wurde verwendet, um one-way ANOVA und Kruskal-Wallis-Tests, Tukey und Dunnet Post-Hoc-Tests durchzuführen. </li><li> Die Verteilung der Abstände folgt eine nichtparametrische Verteilung 1, und Daten werden als Box und Tukey-Whisker (Ausreißer zu eliminieren) vertreten. </li></ol> 5. Klettern Assay (Führungsverhalten) <ol><li> Verwenden Sie einen Kletter Test als Kontrolle, um Testfliegen Steigfähigkeit 14,15,18. <ol><li> Verwenden Sie die Gegenstromapparat, so dass drei Versuche cparallel ein ausgeführt werden. </li></ol></li><li> Transfer 50 bis 100 naiv Fliegen (Fliegen, die vorher nicht getestet wurden) in drei verschiedenen Teströhrchen, und rasten sie in der 1., 3. und letzten Schlitze an der Unterseite des Gegenstromapparat, mit frischen leeren Ampullen in den gegenüberliegenden Stellen. </li><li> Legen Sie frische, leere Durchstechflaschen in den leeren Slots an der Unterseite des Geräts. </li><li> Tippen Sie unten das Gerät drei Mal, so dass alle Fliegen sind an der Unterseite eines jeden Rohres, um das Experiment zu initiieren. </li><li> Starten Sie den Timer für 15 Sekunden (Zeit, die ausreichend für ~ 100% der 3-7 Tage alten Canton-S, um die Top-Ampulle zu erreichen - siehe Abbildung 3F). </li><li> Schieben Sie den oberen Teil des Gegenstromgerät, um die Randflaschen um einen Schlitz zu verdrängen. </li><li> Sammeln Sie fliegt durch Tippen auf das Gerät nach unten, bis alle Fliegen in den unteren Durchstechflaschen zu bringen. <ol><li> 1 und 2. Rohre (oder 3. und 4., 5. </sup&gt; und 6.) entsprechen jeweils den Fliegen, die nicht erreichte nach oben und die Fliegen, die die Top-Ampulle erreicht. </li></ol></li><li> Berechnen Sie die Performance Index (PI). <ol><li> Zählen Sie die Anzahl der Fliegen in jedem Fläschchen. </li><li> Der PI ist der Prozentsatz von Fliegen in der Lage, auf dem oberen Rohr zu klettern. </li><li> Die mittels der PI einer Normalverteilung folgen 1, und Daten werden als Spalten Graphen der Mittelwert plus oder minus Standardfehler auf den Mittelwert (SEM) dargestellt. HINWEIS: Alternativ kann die PI als der Prozentsatz von Fliegen in der Lage, den oberen Teil des unteren Ampulle (für ältere Linie erreichen, berechnet werden kann, ist 5 sec die Zeit, die ausreicht, um einen Unterschied in der Steigfähigkeit zwischen infizierten und nicht quantifizieren infiziert 12 Tage alt Canton-S aus einem Standbild quantifiziert: siehe Ergebnisse). Andere haben verschiedene Maßnahmen der Leistung in Schreck-induzierten negativen Geotaxis, die auch angemessen zu quantifizieren Steigfähigkeit von 19 bis 22 verwendet. </li></ol></li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

In diesem Protokoll wurde ein detailliertes Verfahren für die Quantifizierung von sozialen Raum beschrieben. Einige wichtige Schritte, um das Experiment zu gewährleisten erfolgreich sind: 1) immer Schutzhandschuhe verwenden bei der Reinigung und die Einrichtung der Vorrichtung, die eigenen Öle und Düfte aus der Innenkammer der Vorrichtung zu halten, 2) sicherzustellen, Fliegen werden mindestens einen Tag gesammelt, bevor das Experiment damit die möglichen Auswirkungen von kaltem Narkose zu verringern, 3) 2 h vor de...

Soziale Interaktionen sind entscheidend für die richtige Entwicklung und Gesundheit von Personen innerhalb einer Gruppe als Ganzes, und kann auf zahlreiche Arten von Menschen (Homo sapiens) zu einfacheren Organismen wie Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) 5,6 beobachtet werden. Akustische, visuelle, Geruchs-, Tast- oder gustation: Eine individuelle Fruchtfliege oder Mensch haben gemeinsame Mittel zur sensorischen Informationen, die während dieser Interaktionen, sei es zu verarbeiten. Wir und andere Hypothese ist, dass es ein möglicherweise freigegebenen neurocircuitry Basiswert Verhaltensreaktionen auf soziale Interaktionen, und dass die neuronalen Zellen und Genen beteiligt sein könnten evolutionär konservierten 7. Sobald die erste Wechselwirkung stattgefunden hat, wird die soziale Raum zwischen den interagierenden Individuen entweder erhöhen (soziale Vermeidung 8) oder verringern (Gruppenbildung / Aggregation 5). Komplizierter Wechselwirkungen, wie Aggression oder Balz, kann dann. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Weder anspruchsvolle Werkzeuge und Methoden, noch große Investitionen in Zeit und Training sind erforderlich, um diese einfache Form der Sozialverhalten zu quantifizieren, so dass es ein leistungsstarkes analytisches Werkzeug. Hier erläutern wir eine einfache Protokoll, das inter-fly Entfernung oder sozialen Raum quantifiziert, um die soziale Interaktion in stabilen Gruppen von Drosophila melanogaster zu bewerten, wie in den folgenden Studien 1-4,9 verwendet. Sozialraum bezieht sich auf ein Maß für die Entfernung zwischen einer Fliege und seine nächsten Nachbarn 10. Sozialen Raum ist konsistent für eine bestimmte Population von D. melanogaster als Versuchsbedingungen werden beibehalten (durchschnittlich etwa in 1-2 Körperlängen) und variiert in Bezug auf die soziale Erfahrung der Fliegen und erhöht, wenn das Individuum isoliert 1 gehalten. Proper Vision ist es notwendig, normale soziale Distanz zu halten, aber nicht klassische Riechstoffe bzw. CVA Wahrnehmung 1. Maß der sozialen Raum kann somitals diagnostisches Werkzeug, um soziale Interaktionen zu analysieren und zu quantifizieren, das soziale Verhalten in D. verwendet melanogaster 1. Wir beschreiben hier in Einzelheiten, wie Sie diese Quantifizierung durchzuführen, und in welchem ​​Umfang gemeinsame experimentelle Variablen beeinflussen dieses Verhalten. Wir zeigen, dass die Ausrichtung der Kammer, in der der Test durchgeführt wird, sowie die Anzahl der Fliegen - in einem Ausmaß - zu tun beeinflusst sozialen Raum. Es wurde bereits gezeigt, dass die Kammergeometrie wirkt sich spontan explorativen Bewegung Fliegen 11,12, und dieses Phänomen kann letztendlich auswirken, wo sie sich niederlassen wollen. Doch solange die Flugdichte (fly / cm 2) und Kammer Orientierung gleich gehalten wird, bleibt auch der soziale Raum der Fliegen konstant. Die Robustheit dieses Tests wird durch die Tatsache, dass unabhängige Laboratorien mit unterschiedlichen Kammergrößen, die Form und Orientierung kann das Ergebnis durch Mutanten des wh angezeigt replizieren illustriertite-Gen (betrifft Auge Pigmentierung), was einer Steigerung sozialer Raum ist (vertikale Dreieck oder Horizontalkreis in 1, horizontal Platz mit Luftstrom in 3). Unsere Ergebnisse zeigen auch, dass die Aufrechterhaltung der Zeitpunkt, zu dem der soziale Raum-Experiment durchgeführt wird ist entscheidend für die Konsistenz der Ergebnisse, wie wir zeigen, dass Männer, nicht aber Frauen, weiter auseinander in den Abendstunden gibt. Die Unterschiede zwischen Tages- und Abendstunden zu sehen sind jedoch nicht aufgrund von Aktivitätsunterschiede der Fliegen, und wir Argumente angibt, dass die Aktivitätsniveaus nicht mit sozialen Raum korreliert zu diskutieren. Schließlich gibt es genetischen Grundlagen für die Bestimmung des sozialen Raums, wie sie in der weißen Mutante angegebenen bereits beschriebenen 1,3, und die Unterschiede zwischen verschiedenen Inzucht und wild gefangenen Stämme von Fliegen, die wir hier präsentieren. Daher macht dieser Test ein ausgezeichnetes Werkzeug foder die Untersuchung der Auswirkungen von genetischen als auch Umweltfaktoren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stereo Zoom Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon&#160;&#160;</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td>Any other standard scope for fly handling would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brushes&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for pushing flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jazz-mix</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>33545</td>
			<td>any other standard drosophila food would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Alarm Timer/Stopwatch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Sharpie pens</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium size binder clips</td>
			<td>Staples</td>
			<td></td>
			<td>to hold the chambers together: 1-1/4&#34; (32mm) medium clips with 5/8&#34; capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small SupportStands</td>
			<td>Carolina&#160;</td>
			<td>707161</td>
			<td rowspan="2">to hold the chambers in a vertical orientation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buret clamps</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>707362</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&#160;Coolpix S8000&#160;</td>
			<td>to take the still pictures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small ruler</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to be able to scale the picture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trifold board and white bench cover</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to provide a white background, and a homogeneous light.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pounding pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any mouse pad works.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism 6</td>
			<td>GraphPad Software Inc.</td>
			<td>Prism 6 for Mac OS X</td>
			<td>Any statistical analysis software with t-test, one-way and two ANOVA would work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

conditions affecting social space in drosophila melanogaster

Die hier beschriebene sozialen Raum Test kann verwendet werden, um soziale Interaktionen von Drosophila melanogaste r quantifizieren - oder andere kleine Insekten - auf einfache Weise. Wie wir früher gezeigt 1, in einem zweidimensionalen Raum, wir zuerst zwingen die entfernt, um eine feste Gruppe zu bilden, anschließend so ihre bevorzugte Abstand voneinander einnehmen. Nachdem die Fliegen angesiedelt haben, messen wir den Abstand zum nächsten Nachbarn (oder sozialer Raum), die Verarbeitung ein statisches Bild mit kostenlosen Online-Software (ImageJ). Die Analyse der Abstand zum nächsten Nachbarn ermöglicht es den Forschern, die Auswirkungen der genetischen und Umweltfaktoren auf die soziale Interaktion zu bestimmen, bei der Kontrolle für potenzielle Störfaktoren. Diverse Faktoren wie Steigfähigkeit, Tageszeit, Geschlecht und Anzahl der Fliegen, können soziale Abstand von Fliegen zu ändern. Wir schlagen daher vor, eine Reihe von experimentellen Kontrollen, diese verwirrende Auswirkungen zu mildern. Dieser Test kannfür wenigstens zwei Zwecke verwendet werden. Erstens können die Forscher bestimmen, wie ihre Lieblingsklimaverschiebung (wie Isolation, Temperatur, Spannung oder Toxine) werden soziale Abstand 1,2 auswirken. Zweitens können die Forscher die genetischen und neuronalen Grundlagen von dieser Grundform des Sozialverhaltens 1,3 zu sezieren. Insbesondere haben wir es als ein diagnostisches Werkzeug, um die Rolle von orthologen Genen vermutlich im Sozialverhalten in anderen Organismen, wie zum Beispiel Kandidatengene für Autismus bei Menschen 4 einbezogen werden studieren.

Der soziale Raum Kammer kann als Werkzeug verwendet, um das Sozialverhalten von Drosophila melanogaster zu quantifizieren. Acrylabstandshaltern und Glasscheiben zusammengeklemmt, um eine innere Dreiecks Arena, die einen zweidimensionalen Bereich, in dem Fliegen können stabile Gruppen ohne die Anwesenheit von vielen potentiell verwirrende Cues Formular bilden. Beim Fliegen auf die vertikale Arena übertragen, werden sie von herunter abgegriffen erschreckt, und sie durch eine Escape-Verhalten zu reagieren: negat...

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Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

conditions-affecting-social-space-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

12.0K Aufrufe.  University of Western Ontario. The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Serie: Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Messen und Ändern von Mating Antrieb in Male<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

In Vivo Optische Calcium-Bildgebung der lerninduzierten synaptischen Plastizität bei Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

Adaption der Mikrorespirometrie für Drosophila - Einblicke in den CASK-Mutantenstoffwechsel

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

Autor im Rampenlicht: Einfluss der Temperatur auf Drosophila melanogaster und wüstenangepasste Käfer 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

Messung desO2-Verbrauchs in Drosophila melanogaster mittels coulometrischer Mikrorespirometrie

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...