This work was partially funded through the Richard Barber Foundation and a Thomas Rumble Fellowship (TJW).

1. Wasser / Öl / Wasser-Doppelemulsion Microsphere Produktion <ol><li> Erste Herstellung von 2% bzw. 0,5% w / v Lösung von Polyvinylalkohol (PVA) in entionisiertem Wasser. Rühren Sie die Lösungen bei 50 ° C, bis klar ist, kann dies mehrere Stunden dauern. Eine Lösung aus 2% v / v Isopropylalkohol in entionisiertem Wasser. </li><li> Bereiten einer wäßrigen Lösung eines hydrophilen Proteins erwünscht. Die folgende Tabelle enthält Beispielformulierungen. </li></ol><img alt="Tabelle 1" src="/files/ftp_upload/51517/51517table1highres.jpg" /> Tabelle 1:. Beispiel Proteinlösungen Die folgenden Proteinlösungen wurden erfolgreich gekapselt und elektro mit diesem Protokoll. Andere hydrophile Proteinlösungen können nach Bedarf verwendet werden. <ol start="3"><li> Die 40 ml der 0,5% igen PVA-Lösung in ein 50 ml-Zentrifugenröhrchen und beiseite stellen. </li><li> In ein 15 ml-Zentrifugenröhrchen lösen 300 mg 65:35Poly (milchsäure-co-Glykolsäure) (PLGA) in 3 ml Dichlormethan. Einem Vortex-Mischer können verwendet werden, um PLGA Auflösung zu beschleunigen. </li><li> Kombinieren Sie 200 ul der Proteinlösung und 4 ul 2% PVA-Lösung. Gießen Sie die Mischung in die Protein-PLGA-Lösung (Schritt 1.4). Die Lösungen werden meist getrennt bleiben. </li><li> Das Röhrchen wird in ein Becherglas mit Eiswasser. Mit Hilfe eines Ultraschallgeräts Zauberstab bei ~ 10 Watt (RMS), rühren Sie die Lösung für ein paar Sekunden (5-10), bis eine gleichmäßige Emulsion creme-weiß erstellt wird. </li><li> Gießen Sie die Emulsion in der 50-ml-Tube, die 0,5% PVA (Schritt 1.3). Mische die Lösung mit hoher Geschwindigkeit auf einem Vortex-Mischer für ungefähr 20 Sekunden. Die Lösung wird ein trübes Aussehen zu entwickeln. </li><li> Die Emulsion wird in einem 200 ml-Becherglas und auf einer Rührplatte bei 350 rpm für 2 min. 50 ml 2% Isopropylalkohol in das Becherglas auf der Rührplatte. Lassen Sie die Mischung weiterhin Rühren mindestens 1 Stunde auf dem DCM erlauben, zu verdampfen und das PLGA zu härten. </li><li> Transfer ter MICROSPHERE Lösung in Zentrifugenröhrchen. </li><li> Zentrifuge bei 425 xg für 3 min. Die Mikrosphären werden am unteren Rand des Röhrchens zu sammeln und weiß erscheinen. Den Überstand vorsichtig aus dem Rohr, über den Mikrokügelchen, und speichern Sie in einem 500-ml-Flasche. </li><li> Spülen Sie die Mikrosphären mit VE-Wasser durch das Rohr füllt drei Viertel voll und schüttelte es, die Mikrokügelchen in der Flüssigkeit zu verteilen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.10 &amp; 1.11 viermal. </li><li> Nach dem letzten Spülgang, den Überstand wieder und in der 500 ml-Flasche mit den anderen Proben. Einfrieren der in dem Zentrifugenröhrchen gesammelt Mikrokugeln, dann für mindestens 24 Stunden lyophilisiert. </li><li> Visualisieren Sie die Mikrokugeln unter einem Lichtmikroskop oder mit einem Rasterelektronenmikroskop. Mikrosphären, die nicht größer als 60 um sind für eine effektive Elektro. Wenn Mikrokügelchen zu groß sind, können länger Beschallen oder Vortexen mal im Schritt 1.6 oder 1.7 benötigt. </li> &lt;li&gt; Bewahren Sie die getrockneten Mikrokügelchen in einem -20 ° C Gefrierschrank. </li><li> Optional: Verwenden Sie ein Protein-Test, nach den Herstelleranweisungen, um die Menge an Protein in der 500-ml-Flasche von 1,10 Schritt 30 zu testen. Dies wird verwendet, um den Prozentsatz an Protein in den Mikrokügelchen eingekapselt ist, die durch Subtrahieren der Menge der Lösung ab, was in der Produktion verwendet zu berechnen. </li></ol> Hinweis: Um das Protein sichtbar zu Lage in der Mikro hinzuzufügen Rhodamin 2 ug / ml zu dem PLGA-Lösung 31 und kapseln einen FITC-konjugierten Proteins Figur 1 zeigt ein Beispiel.. 2. Das Elektro mit Mikrosphären <ol><li> Vor der Herstellung von Elektro Lösung, schaffen eine 0,5% w / v-Lösung des Photoinitiators in entionisiertem Wasser durch Lösen von 37 ° C. Dieser Prozess kann mehrere Stunden dauern. </li><li> Erstellen Sie eine 2% w / v methacrylierte Hyaluronsäure (Meha) (siehe Burdick et al. Zur Synthese) 29, 3%w / v 900 kD Poly (ethylenoxid) (PEO) und 0,05% w / v Fotoinitiatorlösung in entionisiertem Wasser. <ol><li> Berechnen Sie die korrekte Menge von Meha und PEO für die gewünschte Lautstärke. B. 10 ml Lösung benötigt das Elektro 200 mg MEHA und 300 mg PEO. </li><li> Auflösen des PEO in entionisiertem Wasser bei 90% des gewünschten Endvolumens (9 ml für dieses Beispiel). Dies kann mehrere Stunden dauern, können eine beheizte Platte rühren oder Wasserbad bei 37 ° C verwendet werden, um den Prozess zu beschleunigen. </li><li> Nächstes fügen Sie den Meha und verwenden Sie einen Wirbelmischer auf der Lösung, bis klar rühren. Das dauert nur ein paar Minuten dauern. </li><li> Schließlich fügen Sie die 0,5% Photoinitiator Lösung, um die restlichen 10% Volumen (1 ml für dieses Beispiel) zu füllen. </li></ol></li><li> Fügen Mikrokugeln bei der gewünschten Konzentration bis zu 400 mg / ml. Mischen Sie die Lösung auf einem Vortex-Mischer, bis die Mikrokugeln gleichmäßig in der Lösung verteilt. </li><li> Die Lösung wird in einer Spritze und fügen Sie eine 6-Zoll-18-Gauge-blunt Spitze Nadel. </li><li> Legen Sie die Spritze in einer Spritzenpumpe und legen Sie es auf 1,2 ml / h zu verzichten. </li><li> Kleben Sie eine Schicht Aluminiumfolie auf der Sammelplatte oder Dorn. Dies ermöglicht eine einfache Reinigung und Lagerung des fertigen Gerüst. Einen rotierenden Dorn verwendet wird, um ausgerichteten Fasern zu schaffen. Eine flache Platte oder stationären Dorn resultieren in zufällig angeordneten Fasern. </li><li> Schließen Sie das Erdungskabel von einer Hochspannungsquelle an die Auffangvorrichtung. Schließen Sie das Pluskabel an der Nadel. </li><li> Stellen Sie die Spritzenpumpe und Auffangfläche, so dass es 15 cm zwischen der Nadelspitze und Sammelfläche. </li><li> Starten Sie das Polymer Pumpen, wenn die Lösung am Ende der Spritze sichtbar ist, schalten Sie die Spannungsquelle und stellen Sie die Spannung auf 24 kV. VORSICHT: Sobald die Spannung eingeschaltet ist keine Metallteil des Systems berühren. Ladung kann auch springen kurzen Entfernungen von elektrifizierten Teile die Haut. </li><li> Führen Sie die Lösung bis desired Gerüstdicke erreicht ist. Wenn komplett auszuschalten Spannungsquelle und Spritzenpumpe. </li><li> Folie entfernen mit Gerüst befestigt. Abgeschlossen Gerüste Protein enthalten, werden in einem -20 ° C-Gefrierschrank gelagert. </li></ol> 3. Protein Bioaktivität Testing <ol><li> Vorbereitung der Zellkultur-Medien. Werden 10% v / v fötales Rinderserum, 1% v / v L-Glutamin und 1% v / v Penicillin-Streptomycin, um Dulbecco-modifiziertes Eagle-Medium. </li><li> Wählen Deckgläser, die vollständig in eine Well-Platte passen. </li><li> Verwenden 3 (Trimethoxysilyl) propyl-methacrylat, die Deckgläser zu behandeln, wie vom Hersteller beschrieben. Methacrylierung verbessert Gerüst Einhaltung der Deckgläser. </li><li> Bringen methacrylierte Deckgläser an den Sammelbereich der Electro mit abnehmbarem doppelseitiges Klebeband, bevor das Elektro. Spinnen auf die Deckgläser erleichtert Handhabung und Betrachtung. </li><li> Elektrospinnen, um die gewünschte Dicke, wie oben beschrieben. </li><li> EinN ach Elektro vorsichtig Deckgläser von Dorn. Legen Sie das Gerüst beschichtete Deckgläser in eine klare Stickstoffkammer und sicherzustellen, dass alle Sauerstoff gespült. </li><li> Legen Sie die Kammer und Gerüst unter 10 mW / cm 2 365-nm-Licht für 15 min. Nach der Vernetzung Ort in geeigneter Größe Well-Platte. Stellen Sie sicher, dass das Gerüst nach oben zeigt. </li><li> Ort Gerüste unter einer keimtötenden Lampe 30 min sterilisiert. Falls gewünscht Fibronektin oder anderen Protein als eine Beschichtung verwendet, um die Zellhaftung zu verbessern. Folgen Sie den Anweisungen des Herstellers zu beschichten Gerüste. </li><li> Ernte Hinterwurzelganglien (DRG), wie zuvor von Hollenbeck 32 beschrieben. Einer DRG für jeden Gerüst bedeckt Deck getestet benötigt. </li><li> Zeigen 100-200 ul Medium auf jedem Gerüst in der Well-Platte. Vorsichtig eine DRG auf jedem Gerüst in den Medien Tropfen. Für dicke Gerüst mehr Medien erforderlich sein; DRG müssen vollständig eingetaucht werden und nicht FLOAting. </li><li> Inkubieren des Gerüstes und DRG bei 37 ° C für 4 Stunden, damit die Zelle auf dem Gerüst haften. </li><li> Füllen Sie die Medien auf der geeigneten Ebene für das Wohl und legen Sie wieder in den Inkubator. Weiter Inkubation für 4-6 Tage. </li><li> Nach der Inkubationszeit vorsichtig die Medien von jedem gut und sanft einmal zu waschen mit PBS. Fix Zellen 30 min mit 4% w / v Paraformaldehyd. </li><li> Fleck-Zellen mit einem Antikörper-Färbung für Neurofilament. Dies ermöglicht die Visualisierung von Neuritenwachstum für die Quantifizierung. DAPI kann auch verwendet werden, um Zellkerne zu schauen. Ein Beispiel Färbungsprotokoll wurde von Sundararaghavan und Kollegen 14 beschrieben. </li><li> Visualisierung der Zellen unter Verwendung eines Fluoreszenzmikroskops. <ol><li> Zeigen Well-Platte auf der Bühne des Mikroskops. </li><li> Suchen Sie den Zellmasse mit Hilfe der Filter und Anregung Einstellungen für DAPI. </li><li> Sobald die Zelle wechseln Sie den Filter auf FITC, um die erweiterten Neuriten zu visualisieren. Usingen die Stichfunktion am Mikroskop zu sammeln und kombinieren so viele Bilder wie nötig, um die gesamte Struktur zu sehen. Wiederholen Sie für DAPI, FITC und Hellfeld. </li></ol></li></ol>

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Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+aligned+core-shell+nanofibres+delivering+NGF+on+the+promotion+of+sciatic+nerve+regeneration.">The effect of aligned core-shell nanofibres delivering NGF on the promotion of sciatic nerve regeneration.</a> J Biomater Sci Polym Ed. 23, 167-184 (2012).</li><li>Liu, J. -. J., Wang, C. -. Y., Wang, J. -. G., Ruan, H. -. J., Fan, C. -. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+nerve+regeneration+using+composite+poly(lactic+acid-caprolactone)/nerve+growth+factor+conduits+prepared+by+coaxial+electrospinning.">Peripheral nerve regeneration using composite poly(lactic acid-caprolactone)/nerve growth factor conduits prepared by coaxial electrospinning.</a> J Biomed Mater Res A. 96, 13-20 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Viele Studien haben gezeigt, dass Nervenzellen durch topographische Cues (Faserausrichtung) und chemische Signale (Wachstumsfaktoren) 1,2,10,11,35 gerichtet werden. Elektro ist ein einfaches Verfahren, um Fasern ausgerichtet erstellen. Wachstumsfaktoren fördern Nervenwachstums aber, um sie in die Nervenleitungen (NC) gehören, wird ein Verfahren zur verzögerten Freisetzung erforderlich. Um ein robustes System mit beiden Signale zu erzeugen, sollten diese beiden Signale kombiniert werden. Mehrere Verfahren w...

Eine der aktuellen Herausforderungen in neuronalen Gewebe-Engineering ist die Schaffung einer Nervenleitung (NC), die die extrazelluläre Matrix, wobei Nerven wachsen natürlich imitiert. Die Forschung hat gezeigt, dass Zellen reagieren auf verschiedene Faktoren in ihrer Umgebung einschließlich der mechanischen, topographisch, Klebstoff und chemische Signale 1-3. Eine der primären Herausforderungen in diesem Bereich ist die Bestimmung der geeigneten Kombination von Signalen und Herstellung ein System, das Hinweise für einen längeren Zeitraum aufrecht erhalten kann, das Zellwachstum 4 unterstützt. Peripheren Neuronen bekannt sind, um eine weiche Substrat bevorzugen, von ausgerichteten Fasern ausgerichtet werden, und auf den Nervenwachstumsfaktor (NGF) 5-7. NCs, die chemische Signale für Wochen liefern können, sind gezeigt worden, um eine verbesserte funktionelle Erholung näher an der Allografts, der aktuelle Gold-Standard für die Nervenreparatur 8,9 bieten. Zu produzieren mechanische und topographische können verschiedene Materialien und Produktionsmethoden verwendet werdenal Queues 10-13. Mechanische Signale sind inhärent für das gewählte Material, so dass die Auswahl des geeigneten Materials für die Anwendung kritischen 1,13. Produktionsmethoden zu kontrollieren topographische Hinweise sind Phasentrennung, die Selbstorganisation und das Elektro 1,13. Für Mikroanwendungen, Mikrofluidik, Photostrukturierung, Ätzen, Salz Laugen oder Gas Schäume können auch verwendet werden, 14-17. Elektro hat als beliebteste Weg, um Fasersubstraten für die Gewebekultur-Ingenieur durch seine Flexibilität und Leichtigkeit der Produktion 13,18-23 entstanden. Elektrogesponnene Nano werden durch Anlegen einer Hochspannung zu einer Polymerlösung so dass es zu sich selbst abzuwehren und erstrecken sich über eine kurze Lücke zu entladen 24 hergestellt. Eine ausgerichtete Stützgerüst kann durch Sammeln der Fasern auf einer geerdeten rotierenden Dorn erzeugt werden und blockfreien Gerüsten sind auf einer stationären Platte 25 gesammelt. Haftung Signalisierung kann durch Beschichtung der Fasergerüst wit erreicht werdenh Fibronectin oder Konjugation eines Haft Peptid, wie RGD, zu dem HA, bevor das Elektro 26. Chemische Signale, wie Wachstumsfaktoren, die am schwierigsten über längere Zeiträume aufrecht zu erhalten, weil sie benötigen eine Quelle für die gesteuerte Freisetzung. Viele Systeme wurden versucht, um eine kontrollierte Freisetzung zu elektro faserigen Netzen mit unterschiedlichem Erfolg hinzuzufügen. Diese Methoden umfassen Mischung Elektro, Emulsion Elektro, Kern-Schale-Elektro und Protein-Konjugation 27. Zusätzlich wird Elektro traditionell in einem flüchtigen Lösungsmittel, das die Lebensfähigkeit des Proteins 28 beeintrachtigt wird daher beibehalten Bioaktivität des Proteins berücksichtigt werden. Dieser Ansatz befasst sich speziell die Kombination von mechanischen, topographische, chemische und Klebesignale, um eine abstimmbare Gerüst für periphere Nerven Wachstum zu schaffen. Gerüstmechanik genau gesteuert durch Synthetisierenmethacrylierten Hyaluronsäure (HA). Die Methacrylierung Websites verwendet werden, um reaktive Vernetzer Foto anhängen. Das vernetzte Material ist nicht mehr wasserlöslich und wird ausschließlich durch Enzyme 29 gebrochen. Die Menge des Vernetzungs ändert die Abbaurate, Mechanik und anderen physikalischen Eigenschaften des Materials. Verwendung von HA mit 30% Methacrylierung, das einen Zugmodul von ca. 500 Pa hat, erzeugt ein weiches Substrat, das in der Nähe der Mutter Mechanik des Nervengewebe ist, und wird typischerweise durch Neuronen 26,29 bevorzugt. Elektrospinning auf eine rotierende Spindel wird verwendet, um ausgerichteten Fasern für eine topographische Cue erstellen. Mit Elektro zusammen mit Mikrosphären bietet chemische Signale innerhalb des Gerüsts über längere Zeiträume. Um Neuritenwachstum Mikrokügelchen, die NGF verwendet werden, um das chemische Signal erzeugen unterstützen. Anders als die meisten elektro Materialien HA ist in Wasser löslich, so dass die NGF nicht aggressiven Lösungsmitteln bei der Produktion auftreten. Um eine Haft Signal hinzuzufügen, das SCAffold mit Fibronectin beschichtet ist. Das fertige System enthält alle vier oben beschriebenen Arten von Signalen: soft (mechanisch) ausgerichtet (topographische) Fasern mit NGF freiMikroSphären (chemischen) mit Fibronektin (Klebstoff) beschichtet. Herstellung und Prüfung des Systems wird in diesem Protokoll beschrieben. Das Verfahren beginnt mit der Herstellung der Mikrokugeln mit einer Wasser-in-Öl-in-Wasser-Doppelemulsion. Die Emulsion wird mit einem Tensid, Polyvinylalkohol (PVA) stabilisiert. Die innere Wasserphase enthält das Protein. Wie es zu der Ölphase zugegeben wird, die das in Dichlormethan (DCM) gelöst PLGA Schalenmaterial, erzeugt das Tensid eine Barriere zwischen den Phasen Schutz des Proteins aus der DCM. Diese Emulsion wird als in einem anderen Wasserphase PVA enthält, um die äußere Oberfläche der Mikrokügelchen zu schaffen dispergiert. Die stabile Emulsion wird gerührt, um das DCM verdampft. Nach dem Spülen und Gefriertrocknen Sie mit dem trockenen Mikro Fortsetzung gelassen werdenaining des Proteins. Nachdem die Mikrosphären abgeschlossen werden, sind sie bereit, in Gerüste versponnen werden. Zuerst wird die Elektro Lösung herzustellen. Die Viskosität der Lösung ist wichtig, um die richtige Faserbildung. Lösungen von reinem HA diese Anforderung nicht zu erfüllen; PEO wird als Trägerpolymer zur Elektro ermöglichen zugegeben. Die Mikrokugeln werden in die Lösung und elektro was eine faserige Gerüst mit Mikrokugeln gleichmäßig verteilt zugegeben. Sobald die Produktion abgeschlossen ist, sollte das Protein getestet werden, um ihre Lebensfähigkeit zu überprüfen. Um dies zu tun, kann eine Primärzelle, die NGF reagiert werden. Dieses Protokoll verwendet Hinterwurzelganglien (DRG) 8-10 Tage alten Hühnerembryonen. Die Zellbündel werden auf das Gerüst Mikrosphären mit NGF oder diejenigen, die leer sind gefüllt ausgesät. Wenn die NGF noch lebensfähig ist, sollten Sie verbesserte Neuritenwachstum auf den NGF enthält Gerüste sehen. Wenn die NGF ist nicht mehr lebensfähig, es wirdNeuriten zu verlängern nicht fördern und sollte ähnlich der Steuerung angezeigt. Das hierin beschriebene Verfahren wird genau auf neuronale Stütz konzentriert, jedoch mit einfachen Modifikationen der Material, Elektrospinnverfahren und Proteinen kann das System für unterschiedliche Zell-und Gewebetypen optimiert werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="906">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">DAPI</td>
			<td style="width:208px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:139px;">D1306</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Irgacure 2959</td>
			<td style="width:208px;">BASF</td>
			<td style="width:139px;">24650-42-8</td>
			<td style="width:291px;">Protect from light</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">PEO 900 kDa</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:139px;">189456</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:269px;">Methacryloxethyl thiocarbamoyl rhodamine B</td>
			<td style="width:208px;">Polysciences, Inc.</td>
			<td style="width:139px;">23591-100</td>
			<td style="width:291px;">Prepare stock solution in DMSO</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Syringe Pump</td>
			<td style="width:208px;">KD Scientific</td>
			<td style="width:139px;">KDS100</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Power Source</td>
			<td style="width:208px;">Gamma High Voltage</td>
			<td style="width:139px;">ES30P-5W</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Motor</td>
			<td style="width:208px;">Triem Electric Motors, Inc</td>
			<td style="width:139px;">0132022-15</td>
			<td style="width:291px;">Must attach to a custom built mandrel</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Tachometer</td>
			<td style="width:208px;">Network Tool Warehouse</td>
			<td style="width:139px;">ESI-330</td>
			<td style="width:291px;">Use to monitor mandrel speed</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:269px;">Omnicure UV Spot Cure System with collimating adapter</td>
			<td style="width:208px;">EXFO</td>
			<td style="width:139px;">S1000</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Needles</td>
			<td style="width:208px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-825-16H</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Coverslips</td>
			<td style="width:208px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">12-545-81</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Polyvinyl Alcohol</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">P8136-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Isoporopyl Alcohol</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">I9030-500mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td style="width:208px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">BP9703-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">BSA-FITC</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">080M7400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">&#946;-Nerve Growth Factor (NGF)</td>
			<td style="width:208px;">R&#38;D Systems</td>
			<td style="width:139px;">1156-NG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">65:35 Poly-Lactic-Glycolic-Acid (PLGA)</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:139px;">1001554270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Dichloromethane</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">34856-2L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Coomassie (Bradford) Protein Assay</td>
			<td style="width:208px;">Thermo Scientific</td>
			<td align="right" style="width:139px;">1856209</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:139px;">1001558456</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Fibronectin</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">F2006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">DMEM</td>
			<td style="width:208px;">Lonza</td>
			<td style="width:139px;">12-604F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">FBS</td>
			<td style="width:208px;">Atlanta Biologicals</td>
			<td style="width:139px;">S11150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">PBS</td>
			<td style="width:208px;">Hyclone</td>
			<td style="width:139px;">SH30256.01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Glutamine</td>
			<td style="width:208px;">Fisher Scientific</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Pen-Strep</td>
			<td style="width:208px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">P4333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:208px;">Alfa Aesar</td>
			<td style="width:139px;">A11313&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrospinning growth factor releasing microspheres into fibrous scaffolds

This procedure describes a method to fabricate a multifaceted substrate to direct nerve cell growth. This system incorporates mechanical, topographical, adhesive and chemical signals. Mechanical properties are controlled by the type of material used to fabricate the electrospun fibers. In this protocol we use 30% methacrylated Hyaluronic Acid (HA), which has a tensile modulus of ~500 Pa, to produce a soft fibrous scaffold. Electrospinning on to a rotating mandrel produces aligned fibers to create a topographical cue. Adhesion is achieved by coating the scaffold with fibronectin. The primary challenge addressed herein is providing a chemical signal throughout the depth of the scaffold for extended periods. This procedure describes fabricating&#160;poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) microspheres that contain Nerve Growth Factor (NGF) and directly impregnating the scaffold with these microspheres during the electrospinning process. Due to the harsh production environment, including high sheer forces and electrical charges, protein viability is measured after production. The system provides protein release for over 60 days and has been shown to promote primary nerve cell growth.

Mikrokugeln 50 ± 14 um im Durchmesser mit einer über 85% Protein Kapselung wurden konsequent produziert und elektro in Gerüsten. Größe wurde durch bildgebende Proben von Mikrosphären aus drei verschiedenen Produktionschargen bestimmt. Die Bilder, in denen auf einem optischen Mikroskop und Längen, wo gemessen mit handelsüblichen Labor-Software erfasst. Figur 1 zeigt ein Histogramm der Größenverteilung. Verkapselung Rate wurde ebenfalls aus drei separaten Mikrosphärenansätzen getestet, durch d...

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Electrospinning Growth Factor Releasing Microspheres into Fibrous Scaffolds

This protocol combines electrospinning and microspheres to develop tissue engineered scaffolds to direct neurons. Nerve growth factor was encapsulated within PLGA microspheres and electrospun into Hyaluronic Acid (HA) fibrous scaffolds. The protein bioactivity was tested by seeding the scaffolds with primary chick Dorsal Root Ganglia and culturing for 4-6 days.

Elektro Growth Factor Releasing Mikrosphären in Fasergerüste

This procedure describes a method to fabricate a multifaceted substrate to direct nerve cell growth.  This system incorporates mechanical, topographical, ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.2K Aufrufe.  Wayne State University. This protocol combines electrospinning and microspheres to develop tissue engineered scaffolds to direct neurons. Nerve growth factor was encapsulated within PLGA microspheres and electrospun into Hyaluronic Acid (HA) fibrous scaffolds. The protein bioactivity was tested by seeding the scaffolds with primary chick Dorsal Root Ganglia and culturing for 4-6 days.

Serie: Electrospinning Growth Factor Releasing Microspheres into Fibrous Scaffolds

Electrospinning Fundamentals: Optimizing Solution and Apparatus Parameters

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. Electrospinning is a process in which a charged polymer jet is collected on a grounded collector; a rapidly rotating collector results in aligned nanofibers while stationary collectors result in randomly oriented fiber mats. The polymer jet is formed when an applied electrostatic charge overcomes the surface tension of the solution. There is a minimum concentration for a given polymer, termed the critical entanglement concentration, below which a stable jet cannot be achieved and no nanofibers will form - although nanoparticles may be achieved (electrospray). A stable jet has two domains, a streaming segment and a whipping segment. While the whipping jet is usually invisible to the naked eye, the streaming segment is often visible under appropriate lighting conditions. Observing the length, thickness, consistency and movement of the stream is useful to predict the alignment and morphology of the nanofibers being formed. A short, non-uniform, inconsistent, and/or oscillating stream is indicative of a variety of problems, including poor fiber alignment, beading, splattering, and curlicue or wavy patterns. The stream can be optimized by adjusting the composition of the solution and the configuration of the electrospinning apparatus, thus optimizing the alignment and morphology of the fibers being produced. In this protocol, we present a procedure for setting up a basic electrospinning apparatus, empirically approximating the critical entanglement concentration of a polymer solution and optimizing the electrospinning process. In addition, we discuss some common problems and troubleshooting techniques.

Electrospinning techniques can create a variety of nanofibrous scaffolds for tissue engineering or other applications. We describe here a procedure to optimize the parameters of the electrospinning solution and apparatus to obtain fibers with the desired morphology and alignment. Common problems and troubleshooting techniques are also presented.

Elektrospinnen Grundlagen: Optimierung Solution und Geräteparameter

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. ...

Forschung

Biotechnik

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and increasing obesity1. Currently, bypass surgery using autologous vessels, allografts, and synthetic grafts are known as a commonly used for arterial substitutes2. However, these grafts have limited applications when an inner diameter of arteries is less than 6 mm due to low availability, thrombotic complications, compliance mismatch, and late intimal hyperplasia3,4. To overcome these limitations, tissue engineering has been successfully applied as a promising alternative to develop small-diameter arterial constructs that are nonthrombogenic, robust, and compliant. Several previous studies have developed small-diameter arterial constructs with tri-lamellar structure, excellent mechanical properties and burst pressure comparable to native arteries5,6. While high tensile strength and burst pressure by increasing collagen production from a rigid material or cell sheet scaffold, these constructs still had low elastin production and compliance, which is a major problem to cause graft failure after implantation. Considering these issues, we hypothesized that an elastometric biomaterial combined with mechanical conditioning would provide elasticity and conduct mechanical signals more efficiently to vascular cells, which increase extracellular matrix production and support cellular orientation.
The objective of this report is to introduce a fabrication technique of porous tubular scaffolds and a dynamic mechanical conditioning for applying them to arterial tissue engineering. We used a biodegradable elastomer, poly (glycerol sebacate) (PGS)7 for fabricating porous tubular scaffolds from the salt fusion method. Adult primary baboon smooth muscle cells (SMCs) were seeded on the lumen of scaffolds, which cultured in our designed pulsatile flow bioreactor for 3 weeks. PGS scaffolds had consistent thickness and randomly distributed macro- and micro-pores. Mechanical conditioning from pulsatile flow bioreactor supported SMC orientation and enhanced ECM production in scaffolds. These results suggest that elastomeric scaffolds and mechanical conditioning of bioreactor culture may be a promising method for arterial tissue engineering.

Elastomeric PGS scaffolds with vascular smooth muscle cells cultured in a pulsatile flow bioreactor may lead to promising small-diameter arterial constructs with native ECM production in a relatively short culture period.

Elastomer-PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

Axon Stretch Growth: The Mechanotransduction of Neuronal Growth

During pre-synaptic embryonic development, neuronal processes traverse short distances to reach their targets via growth cone. Over time, neuronal somata are separated from their axon terminals due to skeletal growth of the enlarging organism (Weiss 1941; Gray, Hukkanen et al. 1992). This mechanotransduction induces a secondary mode of neuronal growth capable of accommodating continual elongation of the axon (Bray 1984; Heidemann and Buxbaum 1994; Heidemann, Lamoureux et al. 1995; Pfister, Iwata et al. 2004).
Axon Stretch Growth (ASG) is conceivably a central factor in the maturation of short embryonic processes into the long nerves and white matter tracts characteristic of the adult nervous system. To study ASG in vitro, we engineered bioreactors to apply tension to the short axonal processes of neuronal cultures (Loverde, Ozoka et al. 2011). Here, we detail the methods we use to prepare bioreactors and conduct ASG. First, within each stretching lane of the bioreactor, neurons are plated upon a micro-manipulated towing substrate. Next, neurons regenerate their axonal processes, via growth cone extension, onto a stationary substrate. Finally, stretch growth is performed by towing the plated cell bodies away from the axon terminals adhered to the stationary substrate; recapitulating skeletal growth after growth cone extension.
Previous work has shown that ASG of embryonic rat dorsal root ganglia neurons are capable of unprecedented growth rates up to 10mm/day, reaching lengths of up to 10cm; while concurrently resulting in increased axonal diameters (Smith, Wolf et al. 2001; Pfister, Iwata et al. 2004; Pfister, Bonislawski et al. 2006; Pfister, Iwata et al. 2006; Smith 2009). This is in dramatic contrast to regenerative growth cone extension (in absence of mechanical stimuli) where growth rates average 1mm/day with successful regeneration limited to lengths of less than 3cm (Fu and Gordon 1997; Pfister, Gordon et al. 2011). Accordingly, further study of ASG may help to reveal dysregulated growth mechanisms that limit regeneration in the absence of mechanical stimuli.

A unique tissue engineering method was developed to elongate numerous nerve fibers in culture by recapitulating axon stretch growth; a form of nervous system growth whereby nerves elongate in conjunction with growth of the enlarging body.

Axon Stretch Growth: The Mechanotransduktion des neuronalen Wachstums

During pre-synaptic embryonic development, neuronal processes traverse short distances to reach their targets via growth cone. Over time, neuronal somata ...

Therapeutic Gene Delivery and Transfection in Human Pancreatic Cancer Cells using Epidermal Growth Factor Receptor-targeted Gelatin Nanoparticles

More than 32,000 patients are diagnosed with pancreatic cancer in the United States per year and the disease is associated with very high mortality 1. Urgent need exists to develop novel clinically-translatable therapeutic strategies that can improve on the dismal survival statistics of pancreatic cancer patients. Although gene therapy in cancer has shown a tremendous promise, the major challenge is in the development of safe and effective delivery system, which can lead to sustained transgene expression. 
Gelatin is one of the most versatile natural biopolymer, widely used in food and pharmaceutical products. Previous studies from our laboratory have shown that type B gelatin could physical encapsulate DNA, which preserved the supercoiled structure of the plasmid and improved transfection efficiency upon intracellular delivery. By thiolation of gelatin, the sulfhydryl groups could be introduced into the polymer and would form disulfide bond within nanoparticles, which stabilizes the whole complex and once disulfide bond is broken due to the presence of glutathione in cytosol, payload would be released 2-5. Poly(ethylene glycol) (PEG)-modified GENS, when administered into the systemic circulation, provides long-circulation times and preferentially targets to the tumor mass due to the hyper-permeability of the neovasculature by the enhanced permeability and retention effect 6. Studies have shown over-expression of the epidermal growth factor receptor (EGFR) on Panc-1 human pancreatic adenocarcinoma cells 7. In order to actively target pancreatic cancer cell line, EGFR specific peptide was conjugated on the particle surface through a PEG spacer.8
Most anti-tumor gene therapies are focused on administration of the tumor suppressor genes, such as wild-type p53 (wt-p53), to restore the pro-apoptotic function in the cells 9. The p53 mechanism functions as a critical signaling pathway in cell growth, which regulates apoptosis, cell cycle arrest, metabolism and other processes 10. In pancreatic cancer, most cells have mutations in p53 protein, causing the loss of apoptotic activity. With the introduction of wt-p53, the apoptosis could be repaired and further triggers cell death in cancer cells 11. 
Based on the above rationale, we have designed EGFR targeting peptide-modified thiolated gelatin nanoparticles for wt-p53 gene delivery and evaluated delivery efficiency and transfection in Panc-1 cells.

Type B gelatin-based engineered nanovectors system (GENS) was developed for systemic gene delivery and transfection in the treatment of pancreatic cancer. By modification with epidermal growth factor receptor (EGFR) specific peptide on the surface of nanparticles, they could target on EGFR receptor and release plasmid under reducing environment, such as high intracellular glutathione concentrations.

Gentransfer und Transfektion in humanen Pankreaskarzinom-Zellen mit Epidermal Growth Factor Gelatin-Based Engineered Nanovektoren Rezeptor-gezielte

More than 32,000 patients are diagnosed with pancreatic cancer in the United States per year and the disease is associated with very high mortality 1. ...

Electrospun Fibrous Scaffolds of Poly(glycerol-dodecanedioate) for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among the various fabrication methods, electrospinning is the most attractive one due to its simplicity and versatility. Additionally, electrospun nanofibers mimic the size of natural extracellular matrix ensuring additional support for cell survival and growth. This study showed the viability of the fabrication of long fibers spanning a larger deposit area for a novel biodegradable and biocompatible polymer named&#160;poly(glycerol-dodecanoate) (PGD)1 by using a newly designed collector for electrospinning. PGD exhibits unique elastic properties with similar mechanical properties to nerve tissues, thus it is suitable for neural tissue engineering applications. The synthesis and fabrication set-up for making fibrous scaffolding materials was simple, highly reproducible, and inexpensive. In biocompatibility testing, cells derived from mouse embryonic stem cells could adhere to and grow on the electrospun PGD fibers. In summary, this protocol provided a versatile fabrication method for making PGD electrospun fibers to support the growth of mouse embryonic stem cell derived neural lineage cells.

Electrospun Fibrous Scaffolds of Polyglycerol-dodecanedioate for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

Synthesis and fabrication of electrospun long fibers spanning a larger deposit area via a newly designed collector from a novel biodegradable polymer named poly(glycerol-dodecanoate) (PGD) was reported. The fibers were able to support the growth of cells derived from mouse pluripotent stem cells.

Elektro Faser-Gerüste von Poly (Glycerin-dodecandioat) für Ingenieurnervengewebe aus embryonalen Stammzellen der Maus

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among ...

Studying the Stoichiometry of Epidermal Growth Factor Receptor in Intact Cells using Correlative Microscopy

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative fluorescence microscopy and environmental scanning electron microscopy (ESEM) of whole cells in hydrated state. Fluorescent quantum dots (QDs) were coupled to EGFR via a two-step labeling protocol, providing an efficient and specific protein labeling, while avoiding label-induced clustering of the receptor. Fluorescence microscopy provided overview images of the cellular locations of the EGFR. The scanning transmission electron microscopy (STEM) detector was used to detect the QD labels with nanoscale resolution. The resulting correlative images provide data of the cellular EGFR distribution, and the stoichiometry at the single molecular level in the natural context of the hydrated intact cell. ESEM-STEM images revealed the receptor to be present as monomer, as homodimer, and in small clusters. Labeling with two different QDs, i.e.,&#160;one emitting at 655 nm and at 800 revealed similar characteristic results.

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative light- and electron microscopy of whole cells in hydrated state. The label contained fluorescent quantum dots. The protocol can be used to study the stoichiometry of EGFR at the single molecule level.

Studieren der Stöchiometrie der Epidermal Growth Factor Receptor in intakten Zellen mit korrelative Mikroskopie

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative fluorescence ...

Polyelectrolyte Complex for Heparin Binding Domain Osteogenic Growth Factor Delivery

During reconstructive bone surgeries, supraphysiological amounts of growth factors are empirically loaded onto scaffolds to promote successful bone fusion. Large doses of highly potent biological agents are required due to growth factor instability as a result of rapid enzymatic degradation as well as carrier inefficiencies in localizing sufficient amounts of growth factor at implant sites. Hence, strategies that prolong the stability of growth factors such as BMP-2/NELL-1, and control their release could actually lower their efficacious dose and thus reduce the need for larger doses during future bone regeneration surgeries. This in turn will reduce side effects and growth factor costs. Self-assembled PECs have been fabricated to provide better control of BMP-2/NELL-1 delivery via heparin binding and further potentiate growth factor bioactivity by enhancing in vivo stability. Here we illustrate the simplicity of PEC fabrication which aids in the delivery of a variety of growth factors during reconstructive bone surgeries.

Self-assembled polyelectrolyte complexes (PEC) fabricated from heparin and protamine were deposited on alginate beads to entrap and regulate the release of osteogenic growth factors. This delivery strategy enables a 20-fold reduction of BMP-2 dose in spinal fusion applications. This article illustrates the benefits and fabrication of PECs.

Polyelektrolytkomplex für Heparin-Bindungsdomäne Osteogenisches Growth Factor Lieferung

During reconstructive bone surgeries, supraphysiological amounts of growth factors are empirically loaded onto scaffolds to promote successful bone ...

Preparation and Characterization of Novel HDL-mimicking Nanoparticles for Nerve Growth Factor Encapsulation

The objective of this article is to introduce preparation and characterization methods for nerve growth factor (NGF)-loaded, high-density, lipoprotein (HDL)-mimicking nanoparticles (NPs). HDLs are endogenous NPs and have been explored as vehicles for the delivery of therapeutic agents. Various methods have been developed to prepare HDL-mimicking NPs. However, they are generally complicated, time consuming, and difficult for industrial scale-up. In this study, one-step homogenization was used to mix the excipients and form the prototype NPs. NGF is a water-soluble protein of 26 kDa. To facilitate the encapsulation of NGF into the lipid environment of HDL-mimicking NPs, protamine USP was used to form an ion-pair complex with NGF to neutralize the charges on the NGF surface. The NGF/protamine complex was then introduced into the prototype NPs. Apolipoprotein A-I was finally coated on the surface of the NPs. NGF HDL-mimicking NPs showed preferable properties in terms of particle size, size distribution, entrapment efficiency, in vitro release, bioactivity, and biodistribution. With the careful design and exploration of homogenization in HDL-mimicking NPs, the procedure was greatly simplified, and the NPs were made scalable. Moreover, various challenges, such as separating unloaded NGF from the NPs, conducting reliable in vitro release studies, and measuring the bioactivity of the NPs, were overcome.

Simple homogenization was used to prepare novel, high-density, lipoprotein-mimicking nanoparticles to encapsulate nerve growth factor. Challenges, detailed protocols for nanoparticle preparation, in vitro characterization, and in vivo studies are described in this article.

Vorbereitung und Charakterisierung von neuartigen HDL-imitierenden Nanopartikeln für die Nervenwachstumsfaktorverkapselung

The objective of this article is to introduce preparation and characterization methods for nerve growth factor (NGF)-loaded, high-density, lipoprotein ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology with great potential for biomedical applications. The technique facilitates the direct deposition of biocompatible polymer fibers to fabricate well-ordered scaffolds in the sub-micron to micro scale range. The establishment of a stable, viscoelastic, polymer jet between a spinneret and a collector is achieved using an applied voltage and can be direct-written. A significant benefit of a typical porous scaffold is a high surface-to-volume ratio which provides increased effective adhesion sites for cell attachment and growth. Controlling the printing process by fine-tuning the system parameters enables high reproducibility in the quality of the printed scaffolds. It also provides a flexible manufacturing platform for users to tailor the morphological structures of the scaffolds to their specific requirements. For this purpose, we present a protocol to obtain different fiber diameters using melt electrospinning writing (MEW) with a guided amendment of the parameters, including flow rate, voltage and collection speed. Furthermore, we demonstrate how to optimize the jet, discuss often experienced technical challenges, explain troubleshooting techniques and showcase a wide range of printable scaffold architectures.

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&amp;#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This protocol serves as a comprehensive guideline to fabricate scaffolds via electrospinning with polymer melts in a direct writing mode. We systematically outline the process and define the appropriate parameter settings for achieving targeted scaffold architectures.

Elektrospinnen Schreiben von dreidimensionalen Poly(ε-caprolactone) Gerüste mit steuerbaren Morphologien für Tissue Engineering Anwendungen zu schmelzen

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Fabrication of Decellularized Cartilage-derived Matrix Scaffolds

Osteochondral defects lack sufficient intrinsic repair capacity to regenerate functionally sound bone and cartilage tissue. To this extent, cartilage research has focused on the development of regenerative scaffolds. This article describes the development of scaffolds that are completely derived from natural cartilage extracellular matrix, coming from an equine donor. Potential applications of the scaffolds include producing allografts for cartilage repair, serving as a scaffold for osteochondral tissue engineering, and providing in vitro models to study tissue formation. By decellularizing the tissue, the donor cells are removed, but many of the natural bioactive cues are thought to be retained. The main advantage of using such a natural scaffold in comparison to a synthetically produced scaffold is that no further functionalization of polymers is required to drive osteochondral tissue regeneration. The cartilage-derived matrix scaffolds can be used for bone and cartilage tissue regeneration in both in vivo and in vitro settings.

Decellularized cartilage-derived scaffolds can be used as a scaffold to guide cartilage repair and as a means to regenerate osteochondral tissue. This paper describes the decellularization process in detail and provides suggestions to use these scaffolds in in vitro settings.

Herstellung von Decellularized Knorpel abgeleitet Matrix Gerüste

Osteochondral defects lack sufficient intrinsic repair capacity to regenerate functionally sound bone and cartilage tissue. To this extent, cartilage ...