Keine Finanzierung zu erklären.

Die beschriebenen Skelettmuskel Verfahren folgt den Richtlinien der Appalachian State University Institutional Review Board. HINWEIS: Das Team besteht aus einem Operator (Ph.D. oder MD in der Biopsietechnik trainiert), und mindestens eine, aber im Idealfall drei oder mehr Techniker. Der Betreiber ist für die Durchführung und Überwachung aller Aspekte der Skelettmuskelbiopsie Verfahren verantwortlich. Ein Techniker (Techniker # 1) ist für die Unterstützung der Betreiber mit allen Aspekten der Muskel Extraktion unmittelbar verantwortlich. Dazu gehören vor allem die &quot;nicht-sterilen Händen&quot; und eine Saugwirkung mit einer sterilen Spritze. Ein zweiter Techniker (Techniker # 2) greift im Gespräch mit Subjekt und Massagen gegenüberliegende Bein des Patienten während des Eingriffs zu der Person Angst zu minimieren. Der dritte Techniker (Techniker # 3) ist für die Handhabung und Verarbeitung der Skelettmuskelprobe verantwortlich. Nachgeschalteten analytischen Maßnahmen vorschreiben, wie viele additionalen Techniker sind für die Verarbeitung erforderlichen / Vorbereitung der Skelettmuskelprobe. 1. Gegenstand Vorbereitung <ol><li> Sammeln, vorzubereiten und zu organisieren, die für die Muskelbiopsie Verfahren (Tabelle 1) angegebenen Materialien. Dekontaminieren und sterilisieren Bergström Nadel (Außenkanüle und Innen Trokar) und den Kolben nach den üblichen 16. </li><li> Überprüfen Sie die Einverständniserklärung mit dem Thema. Die Skelettmuskelbiopsie Teil der Einwilligung in die Form an der Appalachian State University verwendet zu beteiligen, ist in der Online-Ergänzung 1 zur Verfügung gestellt. <ol><li> Sprechen Sie das Thema über die allgemeinen Aspekte der Muskelbiopsie Verfahren mit Fokus auf mögliche Risiken des Verfahrens, Vorbereitung der Haut, die Anwendung des Narkosemittels, typische Empfindungen. Weisen Sie den Gegenstand sorgfältig die Einwilligung in Form mitmachen und unterschreiben, um zu bestätigen, dass das Studiendesign und Verfahren verstanden werden. </li></ol></li><li> Bestätigen, dass die sorbehaltlich ist nicht allergisch auf &quot;___ Caine&quot; vom Typ Medikamente (zB Lidocain). </li><li> Weisen Sie den Gegenstand auf einem gepolsterten Tisch mit dem Oberschenkel liegen in Rückenlage ausgesetzt. Legen Sie zwei Einweg-Absorptions Underpads mit Kunststoffunterlage unter der Person Bein. Positionieren Sie das Bein in einer entspannten Art und Weise mit einem kleinen Handtuchrolle unter der Ferse, so dass das Knie vollständig ausgefahren ist (erhöhte ~ 1 cm), so Platzieren der vastus lateralis in einer verkürzten Position. </li><li> Haben die Betreiber anweisen, das Thema vorübergehend ausgesetzt Vertrag die Oberschenkelmuskulatur, so dass die Biopsiestelle visualisiert werden können. Hinweis: Die vastus lateralis Biopsiestelle wird nur auf die Fascia lata (illiotibial Band), etwa ein Drittel der Entfernung zwischen der Spitze der Patella und Trochanter major 7 vordere. </li><li> Haben die Betreiber Marke knapp unter (~ 0,5 cm) der Einschnittstelle mit einer feinen Spitze Permanentmarker. </li><li> Haben der Betreiber bestimmen die ungefähre Hautfaltendicke von pincHing die Hautfalte. </li><li> Haben die Betreiber und Techniker waschen ihre Hände mit Seife und warmem Wasser und Einmalhandschuhe anziehen. </li><li> Haben der Betreiber entfernen die Haare von einem Bereich ~ 15 cm x 15 cm um die Biopsiestelle (über Klipper). Hinweis: Abschneiden der Haare von der Biopsiestelle verhindert, dass Haare immer in den Einschnitt während des Verfahrens und während des Schließens, und Haarentfernung ermöglicht einen besseren Kontakt zwischen den Bandverschlüsse und der Haut (siehe 3.4). </li><li> Haben die Betreiber sterilisieren Sie den Bereich mit Tupfer mit einem Antiseptikum vorgeweicht, (wie PVP-Jod oder Chlorhexidinglukonat für Themen allergisch auf Jod / Schalentiere). Beginnen Sie in der Mitte und arbeiten in konzentrischen Kreisen auf der Außenkante des ausgeschnittenen Bereich. Zumindest jedes Mal wiederholen, zweimal mit einem neuen Pre-getränkten Wattestäbchen. </li></ol> 2. Biopsie <ol><li> Haben die Betreiber von Einmalhandschuhen zu entfernen, waschen Sie die Hände mit Seife und warmem Wasser, und Don sterilen chirurgischen gloves unter aseptischen Bedingungen. </li><li> Techniker haben # 1 vorhanden den sterilen Lochtuch an den Betreiber. Haben die Betreiber unter aseptischen Bedingungen, legen Sie das Tuch über die Biopsiestelle, um einen sterilen Bereich zu halten. </li><li> Techniker haben # 1 vorhanden der Betreiber eine 5 ml-Spritze mit einer 21 G Nadel ausgestattet, während aseptische Technik. Reinigen Sie die Oberseite des Lidocain Fläschchen mit einem Alkoholtupfer. <ol><li> Haben der Betreiber unverzüglich zurückzutreten 5 ml Lidocain. Entfernen Sie die 21 G-Nadel aus der Spritze und entsorgen Sie die Nadel in einen Behälter für scharfe Gegenstände. </li><li> Techniker haben # 1 vorhanden die Betreiber mit einer 1 ½-Zoll-25 G-Nadel unter Beibehaltung aseptische Technik. Haben die Betreiber Ort des 1-Zoll ½ Nadel auf die Spritze und evakuieren die Luftblasen aus der Spritze. </li></ol></li><li> Techniker haben # 1 Spray Äthylchlorid auf der Einschnittstelle (~ 0,5 cm über der Marke fester Tinte auf der Haut), bis die Haut scheint &quot;blanchieren&quot;. <ol><li> Have der Bediener die Nadel etwa horizontal auf die Haut in die Dermis, saugen die Nadel, und dann zu infiltrieren mit ~ 100 ul von Lidocain, eine &quot;Blase&quot; 2-4 mm Durchmesser zu produzieren. <ol><li> Haben die Betreiber absaugen die Nadel (die Kolben der Spritze etwas zurückziehen), um zu bestätigen, dass die Nadel nicht in einem Blutgefäß platziert. Wenn Blut in der Spritze erscheint, ziehen Sie die Nadel, verwerfen in einem Behälter für scharfe Gegenstände, und beginnen wieder bei 2,3. </li><li> Haben die Betreiber vorab die Nadel in das subkutane Gewebe, aspirieren die Nadel und dann infiltrieren das Gewebe mit ~ 1 ml Lidocain, eine Blase zu bilden. Sobald die Blase hat sich gelegt, legen Sie die 1 ½-Zoll-Nadel auf der Lidocain-Spritze geladen senkrecht in die Einschnittstelle, Stoppen oberflächlich an der Faszie. Hinweis: Das Subjekt kann eine leichte augenstechendes Gefühl auf der ersten Injektion von Lidocain (ähnlich einem Bienenstich) fühlen. </li></ol></li><li> Sicherzustellen, dass der OPERAToder hat der Muskel nicht infiltrieren mit lidocoine weil es myotoxische 17-19 ist. </li><li> Haben die Betreiber die Nadel absaugen und dann langsam injizieren die restlichen 4 ml Lidocain beim Herausziehen der Nadel aus dem Oberschenkel. Zeigen steriler Gaze über der Injektionsstelle und lassen Sie das Thema zu entspannen, während das Lokalanästhetikum wirksam wird. </li></ol></li><li> Nach 2-3 min, haben Techniker # 1 vorhanden der Betreiber ein Skalpell, während aseptische Technik. <ol><li> Haben die Betreiber leicht Sonde die Biopsiestelle mit der Spitze des Skalpells, um zu bestätigen, dass der Bereich betäubt. Falls notwendig, injizieren weitere 3-4 ml Lidocain in den Einschnitt Website finden 2.4.1.2. </li></ol></li><li> Haben die Betreiber eine gerade 1 cm Schnitt durch die Haut und das Unterhautgewebe (~ 2-3 mm über der Tintenmarkierung) parallel zum Femur. <ol><li> Haben die Betreiber legen das Skalpell tiefer, um einen Schnitt durch die Faszie in den Muskel zu machen. Tun Sie dies einmal in jede Richtung<html> . Hinweis: Das Subjekt kann einen Stich oder Druck mit dem tieferen Schnitt, wenn das Skalpell Schnitte in den Muskel spüren. </li><li> Haben Techniker # 2 eingreifen das Thema im Gespräch und massieren Sie die anderen Bein. </li></ol></li><li> Haben die Betreiber Ort eine großzügige Menge von steriler Gaze über der Schnittführung und Biopsiestelle und gelten direkten Druck auf den Schnitt, um Blutungen zu verringern. <ol><li> Techniker haben # 1 Schließen Sie das 3-Wege-Metall-Hahn auf die Einweg-60-ml-Spritze und dem 30 cm Verlängerungsschlauch (Abbildung 1). </li><li> Techniker haben # 1 schließen Sie ein Ende des konischen Kunststoffschlauch Verbinder in das freie Ende des Verlängerungsschlauch und fest stecken Sie das andere Ende des konischen Kunststoffschlauch Verbinder in das große Ende einer 200 ul Pipettenspitze mit ~ 15-18 mm die Spitze abgeschnitten. </li></ol></li></ol>jpg &quot;width =&quot; 500 &quot;/&gt; Abbildung 1. Die Bergström Nadel. (A) Die Bergström Nadel (5 mm) ist der (a) Außenkanüle und (b) Innen Trokar besteht, sind die damit verbundenen Komponenten (c) Kolben, (d) 200 ul Pipettenspitze mit ~ 15-18 mm abgeschnitten , (e) verjüngt Kunststoffleiste, (f) 3-Wege-Absperrhahn Metall, (g) 30 cm Verlängerungsschlauch, und (h) 60 ml Einwegspritze. (B) Die Bergström Adel (5 mm) und die zugehörigen Komponenten zusammengebaut. ( c) Der innere Trokar des Bergström Adel (5 mm) etwa 1 cm zurückgezogen wird das Fenster der äußeren Kanüle. <ol start="9"><li> Nachdem die Blutung nachgelassen hat, haben Techniker # 1 Öffnen Sie die Beutel Autoklav sterilisiert und präsentieren die 5 mm Biopsienadel und der inneren Trokar (Abbildung 1) an den Betreiber unter Beibehaltung aseptische Technik. <ol><li> Haben die Betreiber die Nadel (Außenkanüle und Innen Trokar) montieren, prüfen Sie die Ausrichtung und Gleiten. </li> &lt;/ Ol&gt; </li><li> Haben die Betreiber fest zu halten die Nadelanordnung (Außenkanüle und Innen Trokar) mit beiden Händen, um die innere Trokar am Drehen zu hindern. Techniker haben # 1 Stecken Sie das Schnittpipettenspitze in die Oberseite des inneren Trokar Teil der Biopsienadel mit einer leichten Drehbewegung nach unten. Stellen Sie sicher, dass die Techniker # 1 der Betreiber oder der Biopsienadel, nur die Pipettenspitze nicht berühren. </li><li> Haben die Betreiber führen die Biopsie-Nadel in das Gewebe durch den Schnitt. Suchen Sie den Schnitt in der Faszie (eine erworbene &quot;Feel&quot;) mit der Spitze der Biopsienadel. Vorab die Nadel kurz hinter der Blende und Winkel der Nadel nach unten zu dem Boden, während die Nadel in den Muskel schoben. Hinweis: Themen kann einige leichte Beschwerden (zB &quot;tiefen Druck&quot; oder leichte Krämpfe Empfindung) als der Schnitt durch die Faszie wird mit der Spitze der Biopsienadel und die Nadel wird in den Muskel erweiterte Erfahrung. <ol> &lt;li&gt; Techniker # 2 Weisen Sie den unter &quot;locker&quot; zu bleiben und ihre Oberschenkelmuskulatur nicht bis zum Vertragsabschluss, während der Bediener voran die Nadel in den Muskel. </li></ol></li><li> Sobald die Biopsie-Nadel in Position ist, haben die Betreiber Signal Techniker # 1, um die Wegwerf 60-ml-Spritze zu öffnen. <ol><li> Techniker haben # 1 schnell ziehen Sie die Einweg-Spritze 60 ml offen für die 40-50 ccm Marke um einen Sog in der Biopsienadel zu schaffen. </li><li> Haben die Betreiber ziehen Sie den inneren Trokar aus ca. 1 cm, um das Fenster der Außenkanüle öffnen und gleichzeitig die Position des Außen Trokar in den Muskel. Haben die Betreiber schnell schließen Sie die innere Trokar zu schneiden (Clip) und sammeln die Muskelprobe. Haben die Betreiber Signal Techniker # 1 bis Absaugung freizugeben. </li><li> Techniker haben # 1 öffnen Sie den Hahn in den Raum, um die Saugwirkung zu lösen. </li><li> Haben die Betreiber drehen die Biopsienadel 90 ° und wiederholen Sie den Vorgang. Falls erforderlich, haben die Betreiber repeat die Rotationsverfahren bis zu (für insgesamt 4 Clips) 3x. </li></ol></li><li> Haben der Betreiber direkten Gegendruck auf der Einschnittstelle mit steriler Gaze beim Entfernen der Biopsienadel aus dem Oberschenkel, man aufpassen, nicht an der Blende oder der Haut zu fangen. Wenn erheblichen Widerstand zu spüren ist, umgeschnitten, während eine Drehbewegung auf die innere Trokar. </li><li> Nach dem Entfernen der Biopsienadel aus dem Oberschenkel, haben die Betreiber ziehen Sie den inneren Trokar zurück 1 cm, um visuell inspizieren das Lumen des äußeren Kanüle zu schätzen, wenn eine ausreichende Menge an Gewebe gesammelt wurde. <ol><li> Haben die Betreiber der Hand der Biopsienadel auf Techniker # 1. Zur Aufrechterhaltung aseptischer Technik sorgen dafür, dass Techniker # 1 berührt nur die Nadel, nicht der Betreiber. Techniker haben # 1 Hand die Biopsienadel auf Techniker # 3. </li></ol></li><li> Techniker haben # 3 Entfernen Sie die Gewebe aus der Biopsienadel. <ol><li> Techniker haben # 3 Mit den Kolben (Abbildung 1) und ein Paar feine Spitze Pinzetteum sicherzustellen, dass alle Muskelgewebe von der inneren und äußeren Trokar-Kanüle entfernt. </li><li> Techniker haben # 3 schnell die Probe wiegen, um zu bestätigen, dass eine ausreichende Menge von Muskelgewebe gesammelt und legen Sie die Proben auf einem eiskalten Dissektion Block. </li></ol></li><li> Techniker haben # 3 sorgfältig sezieren sichtbar Bindegewebe und Fett aus den Muskelproben. Techniker haben # 3 Bereiten Sie die Muskelproben für die Lagerung nach Downstream-Analysen. Zum Beispiel sollten sofort Proben in einem Kryoröhrchen und rasten in flüssigem Stickstoff einfrieren, montieren und frieren für die Histologie, oder in einem Kryoröhrchen mit RNase-Inhibitor, usw. </li><li> Falls erforderlich, wiederholen Sie den Vorgang mit einer zweiten Biopsie-Nadel sterilisiert, während aseptische Technik. </li></ol> 3. Schließung <ol><li> Haben der Betreiber direkten Druck auf Biopsiestelle mit steriler Gaze und einer Packung Eis für 10-15 min an. </li><li> Sobald die Hämostase erreicht ist, haben die Betreiber den Einsatz Alkohol prep Pads getrocknetes Blut aus der Gegend um den Schnitt zu entfernen. </li><li> Techniker haben # 1 vorhanden ein Rohr von topischen chirurgischen Klebstoff und Applikator für den Bediener. Haben die Betreiber das Rohr des chirurgischen Klebstoff und Applikator montieren, ohne den Auftragsspitze oder die Spitze des Rohres. </li><li> Haben die Betreiber ziehen der Schnitt geschlossen mit einer Hand, während eine einzelne Schicht von chirurgischen Klebstoff über der Spitze des trockenen Schnitt mit der anderen Hand. Nach der Klebstoff aushärtet (~ 90 sec), gelten Band closuresperpendicular zum Einschnitt. Alternativ schließen Sie den Schnitt mit zwei sterilen 4-0 Nähten. </li><li> Haben der Betreiber direkten Druck ausüben, indem Februar von 03 bis 04 &quot;x 2&quot; nicht-steriler Gaze-Pads auf der Einschnittstelle und mit selbsthaftenden Klebefolie. </li><li> Haben die Betreiber bieten das Thema verbale und schriftliche Anweisungen zur richtigen Wundversorgung, normale und abnormale Reaktionen und Aktivität Leitlinien für die folgenden 1-4 Tage (siehe Online-supplement 2). </li></ol>

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The authors have no conflicts of interest.

Dieses Video bietet eine Schritt-für-Schritt-Zusammenfassung der an der ASU Human Performance Laboratory verwendet Skelettmuskelbiopsie Verfahren. Dieses Verfahren, mit kleinen Modifikationen, wurde genutzt, um rund 1.600 Muskelbiopsien in den letzten 13 Jahren zu sammeln. Die Muskelbiopsie Proben wurden wichtige Daten in der Sporternährung auf Basis Untersuchungen vorgesehen, was zu wichtigen Forschungs Entdeckungen. Es gibt viele Techniken, um kritische bewusst sein, wenn die Durchführu...

Die perkutane oder &quot;halboffen&quot; Biopsietechnik wird verwendet, um die Skelettmuskulatur Gewebeproben von menschlichen Patienten und Versuchspersonen erhalten. Duchenne (1806-1875) wird als der erste, der eine Nadel mit einem Trokar zu konstruieren, um die Skelettmuskulatur von lebendigen Subjekten durch perkutane Biopsie 1 zu erhalten gutgeschrieben. In den 1960er Jahren eingeführt Bergström einer perkutanen Biopsienadel ähnlich dem von Duchenne 2-4 beschrieben. Zwanzig Jahre später, Evans et al. 5 modifiziert die Technik durch Anlegen eines Unterdrucks durch die Schneide Trokar des Bergström Nadel. Diese Modifikation kann die Ausbeute des Gewebes 3-bis 5-fach 6,7 zu erhöhen und in der biomedizinischen Forschung und der klinischen Einstellungen verwendet. Diese Technik hat, und weiterhin die Diagnose von Myopathien und unser Verständnis der Struktur und Funktion der Skelettmuskulatur zu fördern. Die perkutane Biopsie Muskel-Technik ist straightforward. Wenn es richtig gemacht, nur unter Einhaltung aseptischer Technik, sind die damit verbundenen Risiken minimal. Die Muskelbiopsie Verfahren wird als Untersuchungswerkzeug für Forschungsprojekte betrachtet. Einige akademische Institutionen ermöglichen geschulten Dozenten Forscher mit einem Ph.D., mit direktem Arzt Aufsicht, um die Muskelbiopsien erhalten und andere eine Bord-zertifiziert Arzt, um die Technik durchzuführen. Die ASU-Biopsie-Team hat erfolgreich über 1.600 Muskelbiopsien während der letzten 13 Jahre durchgeführt 8-15. Der Zweck dieses Video ist, das modifizierte Bergström Nadel perkutan Muskelbiopsietechnik 5 beschreiben Skelettmuskelproben aus den vastus lateralis Personen erhalten.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="969">
	<tbody>
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			<td>119-29187-50</td>
			<td>1 ea</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Durasorb blue pad</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>22-031-340</td>
			<td>case of 300</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Prep Razor Disposable</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>89760</td>
			<td>1 ea</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Shave Cream</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>92869</td>
			<td>1 can</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Alcohol Swab</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>98721</td>
			<td>box/200</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Povidone-iodine Swabsticks (3 pack)</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>90691</td>
			<td>pack of 50</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Face masks</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>19-039-690</td>
			<td>case of 50</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sterile Gloves; sz 6.5</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>68128</td>
			<td>box of 50 pairs</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sterile Gloves; sz 7.0</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>68129</td>
			<td>box of 50 pairs</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sterile Gloves; sz 8.5</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>68132</td>
			<td>box of 50 pairs</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Fenestrated Towel Drape</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>92712</td>
			<td>case of 50</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Lidocaine (1% HCl, w/o Epi</td>
			<td>Dealmed</td>
			<td>427902</td>
			<td>30cc vial</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Ethyl Chloride spray</td>
			<td>Dealmed</td>
			<td>386020</td>
			<td>3.5 fl. Oz. bottle</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">5 mL syringe w/ 21G needle</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-827-48</td>
			<td>case of 100</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">25G 5/8&#34; needle</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-826AA</td>
			<td>case of 100</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">25G 1 1/2&#34; needle</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-826-49</td>
			<td>case of 100</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Single-Use Scalpels&#160; w/ #11 blade</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>0-8927-5B</td>
			<td>box of 20</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">60 mL Syringe</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>13-689-8</td>
			<td>case of 40</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">~30 inch extension tubing</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-169-7A</td>
			<td>roll of 50ft</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Metal stopcock</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>01-290-38</td>
			<td>each</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Polypropylene tubing connector w/ tapered ends, 3.2 to 5.5 mm</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>15-315-28A</td>
			<td>case of 100</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Yellow pipette tips (1-200 &#181;L)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>02-681-2</td>
			<td>cut off&#160; ~15-18 mm of the tip</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Topical surgical adhesive</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MSC091076</td>
			<td>case of 36 tubes</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Topical surgical adhesive</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MSC091076Z</td>
			<td>box of 6 tubes</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Butterfly stitches (adhesive strips) 1/2&#34; x 4&#34; (6 per pack)</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>93050</td>
			<td>box/300</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Bandadge, Strip, 3/4 x 3 in.</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>19-027-202</td>
			<td>pack of 100</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Adhesive bandage (5m rolls)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>19-027-768</td>
			<td>case of 36</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">1&#34; paper surgical tape</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>19-027-761</td>
			<td>case of 12</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Sutures (4-0 reverse cutting, FS2)</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>82926</td>
			<td>box of 36</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">4 x 4 sterile gauze pads</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>66949</td>
			<td>pkg/50</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">2 x 2 non-sterile gauze pads</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>37336</td>
			<td>pkg/200</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">3 x 4 Non-Adherent Pads</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>74389</td>
			<td>bx/100</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Autoclave bags 3.5 x 9</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>40390</td>
			<td>box of 200</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Autoclave bags 5.25 x 10</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>40391</td>
			<td>box of 200</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Autoclave indicator tape</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>31608</td>
			<td>box of 250</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Lab Coats&#8212;small</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>23-900-520A&#160;</td>
			<td>10/pk</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Lab Coats&#8212;medium</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>23-900-520B&#160;</td>
			<td>10/pk</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Lab Coats&#8212;large</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>23-900-520C&#160;</td>
			<td>10/pk</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">Germicidal Disposable Cloth Wipes</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>62879</td>
			<td>Can/160</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

human skeletal muscle biopsy procedures using the modified bergstr&#246;m technique

Die perkutane Biopsie-Technik ermöglicht es Forschern und Klinikern der Skelettmuskulatur Gewebeproben zu sammeln. Das Verfahren ist sicher und sehr effektiv. Dieses Video beschreibt die perkutane Biopsie-Technik unter Verwendung eines modifizierten Bergström Nadel Skelettmuskelproben aus den vastus lateralis Personen erhalten. Die Bergström Nadel besteht aus einer äußeren Kanüle mit einer kleinen Öffnung (&quot;Fenster&quot;) auf der Seite der Spitze und einer inneren Trokar mit einer Schneidklinge an seinem distalen Ende. Unter lokaler Anästhesie und aseptischen Bedingungen wird die Nadel in den Skelettmuskel durch einen Einschnitt in der Haut, Unterhaut und Faszie schoben. Als nächstes wird Saugkraft auf die innere Trokar eingesetzt, wird die äußere Trokar zurückgezogen, Skelettmuskelgewebe in das Fenster des äußeren Kanüle durch die Saugwirkung gezogen wird, und der innere Trokar schnell geschlossen wird, wodurch das Schneiden oder Abschneiden des Skelettmuskelgewebes Proben . Die Nadel wird um 90 ° gedreht60, und ein weiterer Schnitt durchgeführt wird. Dieser Vorgang kann noch dreimal wiederholt. Diese Mehrfachschnitttechnik erzeugt typischerweise eine Probe von 100-200 mg oder mehr bei gesunden Probanden und kann unmittelbar vor, während getan werden, und nach einer Trainingseinheit oder sonstigen Eingriffen. Nach Post-Biopsie Verband der Einschnittstelle, Themen in der Regel wieder ihre Aktivitäten des täglichen Lebens sofort und vollständig in starke körperliche Aktivität innerhalb von 48-72 Stunden zu beteiligen. Themen sollten Schwerkrafttraining für 48 Stunden zu vermeiden, um das Risiko von Bandscheibenvorfall des Muskels durch den Einschnitt in der Faszie zu reduzieren.

Die wie oben beschrieben Muskelbiopsie Verfahren ermöglicht die Forscher Skelettmuskelgewebe Proben schnell und konsequent zu sammeln. Die typische Ausbeute bei gesunden, sportlich Themen ist 200 mg oder mehr in einem einzigen Durchgang mit 3-4 Clips. Das Verfahren dauert 15-20 Minuten, von denen die meisten in der Vorbereitung für den Einschnitt ausgegeben wird. In Übung basierte Studien sind oft Muskelproben vor und nach dem Training eingenommen, mit einem oder zwei Proben während der Wiederherstellung gesammelt. ...

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Human Skeletal Muscle Biopsy Procedures Using the Modified Bergstr&#246;m Technique

The purpose of this video is to present the modified Bergstr&#246;m skeletal muscle biopsy technique on human subjects.

Menschlichen Skelettmuskelbiopsie Verfahren unter Verwendung der modifizierten Technik Bergström

The percutaneous biopsy technique enables researchers and clinicians to collect skeletal muscle tissue samples. The technique is safe and highly ...

human-skeletal-muscle-biopsy-procedures-using-modified-bergstrm

Research

JoVE Journal

Medicine

39.7K Aufrufe.  Appalacian State University. The purpose of this video is to present the modified Bergström skeletal muscle biopsy technique on human subjects. 

Serie: Human Skeletal Muscle Biopsy Procedures Using the Modified Bergström Technique

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

Myo-mechanischen Analyse von isolierten Skelettmuskel

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Forschung

Medizin

Skeletal Muscle Gender Dimorphism from Proteomics

Gross contraction in skeletal muscle is primarily determined by a relatively small number of contractile proteins, however this tissue is also remarkably adaptable to environmental factors1 such as hypertrophy by resistance exercise and atrophy by disuse. It thereby exhibits remodeling and adaptations to stressors (heat, ischemia, heavy metals, etc.)2,3. Damage can occur to muscle by a muscle exerting force while lengthening, the so-called eccentric contraction4. The contractile proteins can be damaged in such exertions and need to be repaired, degraded and/or resynthesized; these functions are not part of the contractile proteins, but of other much less abundant proteins in the cell. To determine what subset of proteins is involved in the amelioration of this type of damage, a global proteome must be established prior to exercise5 and then followed subsequent to the exercise to determine the differential protein expression and thereby highlight candidate proteins in the adaptations to damage and its repair. Furthermore, most studies of skeletal muscle have been conducted on the male of the species and hence may not be representative of female muscle. 
In this article we present a method for extracting proteins reproducibly from male and female muscles, and separating them by two-dimensional gel electrophoresis followed by high resolution digital imaging6. This provides a protocol for spots (and subsequently identified proteins) that show a statistically significant (p &lt; 0.05) two-fold increase or decrease, appear or disappear from the control state. These are then excised, digested with trypsin and separated by high-pressure liquid chromatography coupled to a mass spectrometer (LC/MS) for protein identification (LC/MS/MS)5. This methodology (Figure 1) can be used on many tissues with little to no modification (liver, brain, heart etc.).

A straight-forward set of methods to isolate and determine the identity of the most abundant proteins expressed in skeletal muscle. About 800 spots are discerned on a two-dimensional gel from 10 mg muscle; this allows for the determination of gender-specific protein expression. These methods will give equivalent results in most tissues.

Skeletal Muscle Gender Dimorphismus von Proteomics

Gross contraction in skeletal muscle is primarily determined by a relatively small number of contractile proteins, however this tissue is also remarkably ...

Skin Punch Biopsy Explant Culture for Derivation of Primary Human Fibroblasts

Tissues and cell lines derived from an individual with disease are ideal sources to study disease-related cellular phenotypes. Patient-derived fibroblasts in this protocol have been successfully used in the derivation of induced pluripotent stem cells to model disease1. Early passages of these fibroblasts can also be used for cell-based functional assays to study specific disease pathways, mechanisms2 and subsequent drug screening approaches. The advantage of the presented protocol over enzymatic procedures are 1) the reproducibility of the technique from small amounts of tissue derived from older patients, e.g. patients affected with Parkinson's disease, 2) the technically simple approach over more challenging methodologies using enzymatic treatments, and 3) the time consideration: this protocol takes 15-20 min and can be performed immediately after biopsy arrival. Enzymatic treatments can take up to 4 hr and have the problems of overdigestion, reduction of cell viability and subsequent attachment of cells when not handled properly. This protocol describes the dissection and preparation of a 4-mm human skin biopsy for derivation of a fibroblast culture and has a very high success rate which is important when dealing with patient-derived tissue samples. In this culture, keratinocytes migrate out of the biopsy tissue within the first week after preparation. Fibroblasts appear 7-10 days after the first outgrowth of keratinocytes. DMEM high glucose media supplemented with 20% FBS favors the growth of fibroblasts over keratinocytes and fibroblasts will overgrow the keratinocytes. After 2 passages keratinocytes have been diluted out resulting in relatively homogenous fibroblast cultures which expresses the fibroblast marker SERPINH1 (HSP-47). Using this approach, 15-20 million fibroblasts can be derived in 4-8 weeks for cell banking. The skin dissection takes about 15-20 min, cells are then monitored once a day under the microscope, and media is changed every 2-3 days after attachment and outgrowth of cells.

The fibroblast explant culture protocol from human skin punch biopsies is a technically robust and simple way to derive skin cells within 4-8 weeks for banking of about 15-20 million cells at a low passage number.

Haut Stanzbiopsie Explantatkultur für die Ableitung des primären humanen Fibroblasten

Tissues and cell lines derived from an individual with disease are ideal sources to study disease-related cellular phenotypes. Patient-derived fibroblasts ...

Tibial Nerve Transection - A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. Although originally developed and used extensively in the rat due to its larger size, the tibial nerve in mice is big enough that it can be easily manipulated with either crush or transection, leaving the peroneal and sural nerve branches of the sciatic nerve intact and thereby preserving their target muscles. Thus, this model offers the advantages of inducing less morbidity and impediment of ambulation than the sciatic nerve transection model and also allows investigators to study the physiologic, cellular and molecular biologic mechanisms regulating the process of muscle atrophy in genetically engineered mice. The tibial nerve supplies the gastrocnemius, soleus and plantaris muscles, so its transection permits the study of denervated skeletal muscle composed of fast twitch type II fibers and/or slow twitch type I fibers. Here we demonstrate the tibial nerve transection model in the C57Black6 mouse. We assess the atrophy of the gastrocnemius muscle, as a representative muscle, at 1, 2, and 4 weeks post-denervation by measuring muscle weights and fiber type specific cross-sectional area on paraffin-embedded histologic sections immunostained for fast twitch myosin.

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of skeletal muscle atrophy. The model surgical protocol is described and demonstrated in C57Black6 mice. &#160;

Tibialisnerv Durchtrennung - ein standardisiertes Modell für Denervation-induzierte Skelettmuskelatrophie in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

High-throughput Flow Cytometry Cell-based Assay to Detect Antibodies to N-Methyl-D-aspartate Receptor or Dopamine-2 Receptor in Human Serum

Over the recent years, antibodies against surface and conformational proteins involved in neurotransmission have been detected in autoimmune CNS diseases in children and adults. These antibodies have been used to guide diagnosis and treatment. Cell-based assays have improved the detection of antibodies in patient serum. They are based on the surface expression of brain antigens on eukaryotic cells, which are then incubated with diluted patient sera followed by fluorochrome-conjugated secondary antibodies. After washing, secondary antibody binding is then analyzed by flow cytometry. Our group has developed a high-throughput flow cytometry live cell-based assay to reliably detect antibodies against specific neurotransmitter receptors. This flow cytometry method is straight forward, quantitative, efficient, and the use of a high-throughput sampler system allows for large patient cohorts to be easily assayed in a short space of time. Additionally, this cell-based assay can be easily adapted to detect antibodies to many different antigenic targets, both from the central nervous system and periphery. Discovering additional novel antibody biomarkers will enable prompt and accurate diagnosis and improve treatment of immune-mediated disorders.

Over the recent years, live cell-based assays have been used successfully to detect antibodies against surface and conformational antigens. Here, we describe a method using high-throughput flow cytometry enabling the analysis of large cohorts of patients. Detection of novel antibodies will improve diagnosis and treatment of immune-mediated disorders.

Hochdurchsatz-Durchflusszytometrie zellbasierten Assay auf Antikörper gegen N-Methyl-D-Aspartat-Rezeptor oder Dopamin-2-Rezeptor im menschlichen Serum Detect

Over the recent years, antibodies against surface and conformational proteins involved in neurotransmission have been detected in autoimmune CNS diseases ...

Preparation and Respirometric Assessment of Mitochondria Isolated from Skeletal Muscle Tissue Obtained by Percutaneous Needle Biopsy

Respirometric profiling of isolated mitochondria is commonly used to investigate electron transport chain function. We describe a method for obtaining samples of human Vastus lateralis, isolating mitochondria from minimal amounts of skeletal muscle tissue, and plate based respirometric profiling using an extracellular flux (XF) analyzer. Comparison of respirometric profiles obtained using 1.0, 2.5 and 5.0 &#956;g of mitochondria indicate that 1.0 &#956;g is sufficient to measure respiration and that 5.0 &#956;g provides most consistent results based on comparison of standard errors. Western blot analysis of isolated mitochondria for mitochondrial marker COX IV and non-mitochondrial tissue marker GAPDH indicate that there is limited non-mitochondrial contamination using this protocol. The ability to study mitochondrial respirometry in as little as 20 mg of muscle tissue allows users to utilize individual biopsies for multiple study endpoints in clinical research projects.

Methods for biopsy of Vastus lateralis, preparation of purified mitochondria, and respirometric profiling are described. The use of small muscle volume makes this technique suitable for clinical research applications.

Vorbereitung und Respirometrische Bewertung der Mitochondrien isoliert aus dem Skelettmuskelgewebe durch perkutane Nadelbiopsie Erhalten

Respirometric profiling of isolated mitochondria is commonly used to investigate electron transport chain function. We describe a method for obtaining ...

Quantitative Magnetic Resonance Imaging of Skeletal Muscle Disease

Quantitative magnetic resonance imaging (qMRI) describes the development and use of MRI to quantify physical, chemical, and/or biological properties of living systems. Neuromuscular diseases often exhibit a temporally varying, spatially heterogeneous, and multi-faceted pathology. The goal of this protocol is to characterize this pathology using qMRI methods. The MRI acquisition protocol begins with localizer images (used to locate the position of the body and tissue of interest within the MRI system), quality control measurements of relevant magnetic field distributions, and structural imaging for general anatomical characterization. The qMRI portion of the protocol includes measurements of the longitudinal and transverse relaxation time constants (T1 and T2, respectively). Also acquired are diffusion-tensor MRI data, in which water diffusivity is measured and used to infer pathological processes such as edema. Quantitative magnetization transfer imaging is used to characterize the relative tissue content of macromolecular and free water protons. Lastly, fat-water MRI methods are used to characterize fibro-adipose tissue replacement of muscle. In addition to describing the data acquisition and analysis procedures, this paper also discusses the potential problems associated with these methods, the analysis and interpretation of the data, MRI safety, and strategies for artifact reduction and protocol optimization.

Neuromuscular diseases often exhibit a temporally varying, spatially heterogeneous, and multi-faceted pathology. The goal of this protocol is to characterize this pathology using non-invasive magnetic resonance imaging methods.

Quantitative Magnetresonanztomographie von Skelettmuskelerkrankung

Quantitative magnetic resonance imaging (qMRI) describes the development and use of MRI to quantify physical, chemical, and/or biological properties of ...

Human Vastus Lateralis Skeletal Muscle Biopsy Using the Weil-Blakesley Conchotome

Percutaneous muscle biopsy using the Weil-Blakesley conchotome is well established in both clinical and research practice. It is a safe, effective and well tolerated technique. The Weil-Blakesley conchotome has a sharp biting tip with a 4 - 6 mm wide hollow. It is inserted through a 5 - 10 mm skin incision and can be maneuvered for controlled tissue penetration. The tip is opened and closed within the tissue and then rotated through 90 -180&#176; to cut the muscle. The amount of muscle obtained following repeated sampling can vary from 20 mg to 290 mg which can be processed for both histology and molecular studies. The wound needs to be kept dry and vigorous physical activity kept to a minimum for approximately 72 hr although normal levels of activity can restart immediately following the procedure. This procedure is safe and effective when close attention is paid to the selection of subjects, full asepsis and post procedure care. &#160;Both right and left vastus lateralis are suitable for biopsy dependent on participant preference.

Human Vastus Lateralis Skeletal Muscle Biopsy Using the Weil-Blakesley Conchotome

This video demonstrates the technique of percutaneous muscle biopsy of the human vastus lateralis using the Weil-Blakesley conchotome.

Mensch<em&gt; Vastus lateralis</em&gt; Skeletal Muscle Biopsy die Weil-Blakesley Conchotom Verwendung

Percutaneous muscle biopsy using the Weil-Blakesley conchotome is well established in both clinical and research practice. It is a safe, effective and ...

Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Phosphor-31 Magnet-Resonanz-Spektroskopie: Ein Werkzeug zur Messung<em&gt; In Vivo</em&gt; Mitochondrial Oxidative Phosphorylierung Kapazität im menschlichen Skelettmuskel

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo ...