The authors have nothing to disclose.

Alle Verfahren und Verhaltenstests wurden von MacEwan University Animal Research Ethics Board unter Protokollnummer 06-11-12, die nicht im Einklang mit dem kanadischen Rat für Richtlinien Animal Care ist für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren ist genehmigt. 1. Bereiten Dosierbehälter, Lösungen und Applikationsplan <ol><li> Bereiten Sie eine Verabreichungsschema, so dass die Tiere in der gleichen Umgebung und während der gleichen Zeit des Tages, um alle verwechselt der Zeit oder Vorspann auf visuelle Reize zu vermeiden dosiert. </li><li> Zu erhalten, wie viele identische, 1,5 L, klare Polypropylen Laichbehältern für die Anzahl der Gruppengrößen wie nötig. Verwenden Sie Gruppen von 8 Fischen pro Behälter, die für 2 Gruppen von Fischen erlaubt, pro Tag später im Verfahren geprüft werden (siehe Schritt 3). Verwenden Sie eine Haltetank und ein Dosierbehälter pro Gruppe (2x Gesamtzahl der Gruppen). <ol><li> Zeigen 400 um Laich Einsätze in allen Haltetanks. Fill die Tanks mit Lebensraum Wasser oder Umkehrosmosewasser bei der richtigen Temperatur (für Zebrafisch, 25-28 ° C), die im Einklang mit der Temperatur Fisch ist in der Regel bei untergebracht. HINWEIS: Es können unerwünschte chemische Wechselwirkungen zwischen einigen Drogen und die chemischen Komponenten der gepufferten Lebensraum Wasser sein. In dieser Situation verwenden Umkehrosmose mit minimalen oder keinen Aquarium Salze zur Verabreichung des Arzneimittels gepuffert, als auch für die Kontrollgruppen. </li><li> Sicherzustellen, daß die Behälter in einer neutralen Umgebung Anlage Fisch externe visuelle Reize bei der Dosierung zu vermeiden. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Medikamentenlösung. Mischen Sie die entsprechende Menge des Arzneimittels mit Lebensraum Wasser in den Laichbehältern. Bereiten Sie die 0,2% ige Ethanollösung durch die Kombination von 3 ml einer hochgradigen Ethanol (95% nicht denaturierten Ethanol) mit 1497 ml Wasser. Vorbereitung der 1,4% igen Ethanollösung durch Kombinieren von 21 ml Ethanol mit 1,479 ml Wasser. </li></ol> 2. Netting Fische und Ethanol Verwaltungsordnung <ol><li> Sorgfältig Netto Fische aus ihrem Lebensraum Tanks und Überführung in die entsprechenden Vorratstank, der die Laicheinsatz. Idealerweise beherbergen die Fische in der Laich Einlage zusammen beseitigen Netting. </li><li> Mit aller Fische in ihren jeweiligen Haltetanks, heben die Laicheinsatz aus dem Auffangbehälter und legen Sie sie in den entsprechenden Tank Wirkstofflösung (Abbildung 1A). <ol><li> Notieren Sie die Dosierzeit nach Bedarf. Verwenden 30 min in der Ethanol-Lösung für das hier beschriebene Verfahren. </li><li> Wenn möglich, haben Assistenten helfen bei der Übertragung aller Versuchsgruppen auf die Arzneimittellösung gleichzeitig auf eine genaue Dosierung zu gewährleisten. Alternativ übertragen eine Gruppe zu einem Zeitpunkt und zu verfolgen, einzelne Gruppen &#39;Dosierzeiten (Abbildung 1A). </li></ol></li><li> Am Ende der erforderlichen Dosierungsperiode, entfernen Sie den Fisch aus der Ethanollösung durch vorsichtiges Anheben des Laicheinsatzaus der Wirkstofflösung und Platzierung sanft zurück in den Vorratsbehälter. </li><li> Sanft Netto die Fische in den Haltetanks und legen Sie sie zurück in ihren Lebensräumen bis zum nächsten geplanten Dosierung Zeit, oder legen Sie das Laich einfügen zurück in den Vorratsbehälter zu Netting beseitigen. </li><li> Wie vorher, wenn möglich innerhalb der Parameter der Tierhaltungsgeräte, Haus die Tiere in demselben Tank und Laicheinsatz, der als Haltetank verwendet wird erwähnt. Dies wird zusammen beseitigen während der Verwaltungsverfahren Netting. </li></ol> 3. Behavioral Testing <ol><li> Besorgen Sie sich eine hell / dunkel-Arena 9,5 cm breit und 55 cm lang und 9,5 cm tief mit einem weißen wasserdichten Boden (Abbildung 1B). Bringen weiß und schwarz wasserdicht entspiegeltes Papier an den Innenwänden der Arena mit Klettverschluss, mit der Hälfte der Arena abgedeckt in weiß und halb in schwarz abgedeckt. Füllen Sie die Arena zu einer Tiefe von 5 cm mit Lebensraum Wasser mit einer Temperatur von 25-28 ° C. Maintain diese Temperatur während des Tests. </li><li> Minimalize externe visuelle Reize, indem er eine weiße dreiseitigen Gehäuse für die Arena in entfernt werden. Stellen Sie sicher, das Testgebiet hat diffundieren Deckenbeleuchtung, die nicht Reflexionen auf der Wasseroberfläche hervorruft, noch ausreichend hell für die Bewegung Tracking-Software, oder senden -hoc manuelle Quantifizierung von Videobildern. </li><li> Legen Sie die Arena in das Gehäuse und setzen Sie die Aufzeichnung und Bewegungsanalyseparameter des Verhaltens-Tracking-Software. Legen Sie die Testdauer auf 5-15 min, je nach Fragestellung. HINWEIS: Hier verwendeten wir 5 min. </li><li> Transportieren Sie die Gruppe der Fische auf den Forschungsbereich in den Lebensraum Tank getestet werden und legen Sie sie außerhalb der Arena Gehäuse. Akklimatisieren Sie den Fisch für 10 min. </li><li> Sanft Netto ein Fisch aus der entsprechenden Gruppe und in der Mitte der Hell / Dunkel-Arena, wobei Sie auf den Fisch zu lösen, wenn sie parallel zu der langen Achse der Arena positioniert, um AVOid Vorspannen der Fisch auf den hellen oder dunklen Zone. </li><li> Starten Sie die Aufnahme Verhalten sofort nachdem das Tier losgelassen wird. Achten Sie auf jegliche Softwareprobleme bei der Verfolgung der Fisch oder für Fische springen oder Gefrieren. Drehen der Arena 180 ° nach der Hälfte der Probanden wurden getestet, alle verwechselt zu verhindern wegen Verzerrungen, die sich aus dem Ende der Arena wird zum offenen Ende des Gehäuses ausgerichtet ist. </li><li> Nach Ablauf der Test hat, sanft net beendet und entfernen Sie den Fisch aus der Arena in einen Vorratstank oder Lebensraum Tank. </li></ol> 4. Analyse <ol><li> Untersuchen Zeit in Licht verbrachte gegen Dunkelzonen. Für jede Gruppe und jeden Fisch, erhalten die relative Zeit in den hellen und dunklen Zonen verbracht und zu analysieren, mit einem eine Probe t-Test (oder Wilcoxon-Test für nicht-parametrische Daten; Unterschied (die Hälfte der gesamten Probezeit) 150 sec) zu ermitteln, ob Gruppen ein Bereich über den anderen deutlich bevorzugen. </li><li> Um Einstellungen zu vergleichen, berechnen preferenzIndex durch Subtrahieren der Zeit entsprechend der Zone von der Zeit, in der dunklen Zone aufgewendet und vergleichen Unterschiede zwischen den Gruppen. t- Tests können verwendet werden, um zwei Gruppen zu vergleichen. Vergleichen Sie mehrere Gruppen mit einer Einwegvarianzanalyse unter Verwendung von Tukey HSD post hoc Test, wo notwendig (oder Kruskal-Wallis-Test mit Dunn-Mehrfachvergleichs post hoc Test für nicht-parametrische Daten). </li><li> Vergleichen Geschwindigkeit, Anzahl der Zonenübergänge, mäandernden, und Unbeweglichkeit in Gruppen. Verwenden Sie Einwegvarianzanalyse unter Verwendung von Tukey HSD post hoc Test, wo notwendig (oder Kruskal-Wallis-Test mit Dunn-Mehrfachvergleichs post hoc Test für nicht-parametrische Daten). </li></ol>

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	<li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biological Reviews. 83 (1), 13-34 (2008).</li><li>Langheinrich, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+A+new+model+on+the+pharmaceutical+catwalk.">Zebrafish: A new model on the pharmaceutical catwalk.</a> BioEssays. 25 (9), 904-912 (2003).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+Modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! 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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+cortisol+response+of+zebrafish+to+acute+net+handling+stress.">Whole-body cortisol response of zebrafish to acute net handling stress.</a> Aquaculture. 297 (1-4), 157-164 (2009).</li><li>Hamilton, T. J., Paz-Yepes, J., Morrison, R. A., Palenik, B., Tresguerres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exposure+to+bloom-like+concentrations+of+two+marine+Synechococcus+cyanobacteria+(strains+CC9311+and+CC9902)+differentially+alters+fish+behaviour.">Exposure to bloom-like concentrations of two marine Synechococcus cyanobacteria (strains CC9311 and CC9902) differentially alters fish behaviour.</a> Conservation Physiology. 2 (1), (2014).</li></ol>

Die Autoren danken Joshua Gallup für die Verwendung seiner Fotoausrüstung 1 verwendet wird. Diese Arbeit wurde von einem Natur- und Ingenieurwissenschaften Research Council (NSERC) Kanada Entdeckung Zuschuss (bis TJH) unterstützt.

Vorherige Studien mit Medikamentenverabreichung im Zebrafisch haben einfach auf Netting Fische, um sie aus ihrer Heimat Tank in der Arzneimittellösung 12,16 transportieren verlassen. Netting ist nicht immer konsistent und dauert oft länger als aufgrund der Fluchtreaktion der Zebrafisch, die erhebliche individuelle Variabilität hat erwartet. Traditionelle Methoden der Übertragung, während nützlich, können auf durch Verringern der Menge der Gesamtzeit der Fisch außerhalb des Wassers zu verbringen, als a...

Der Zebrafisch (Danio rerio) ist ein kleines Knochenfisch-Arten mit Ursprung in Indien, die eine sinnvolle Modellorganismus für Verhaltens 1 und medizinischen Forschung 2,3 ist. Zebrafische sind auch häufig bei der Prüfung von verschiedenen pharmakologischen Substanzen eingesetzt, um deren Auswirkungen auf das Verhalten zu charakterisieren. Verschiedenen Dosierungen und Zeitpläne der Arzneimittelverabreichung verwendet worden, um das Verhalten der Zebrafisch nach der Verabreichung von Verbindungen, wie Stimulanzien 4, Anxiolytika 5 und Ethanol 6-8 zu untersuchen. Unser Labor hat die Auswirkungen der unterschiedlichen Zeitpläne der Ethanol-Administration an Zebrafischen Angst und Fortbewegung in der gut validierten Hell / Dunkel-Assay 9, 20, auch gemeinhin als scototaxic Assay bezeichnet sucht. Eine neue Methode der Ethanol-Verabreichung wurden entwickelt, um die Effizienz für wiederholte tägliche Verabreichung über einen langen Zeitraum (21 Tage) 6 zu erhöhen </sup&gt;. Bisher verwendete Methoden waren praktisch, allerdings haben wir versucht, eine Methode, die Netting reduziert, mit den damit verbundenen Einmalkosten entwickeln und erlaubt die gleichzeitige, zeitgenaue Verabreichung des Arzneimittels von Interesse, eine große Anzahl von Fischen. In der traditionellen Forschung mit Ethanol, Zebrafisch saldiert und von einem Tank zum anderen, die die geeignete Mischung aus Ethanol und Wasser 10-12 übertragen. Während diese Methode ist weitgehend akzeptiert, kann Netting Zebrafisch die Variabilität in der Zeit, die die Einführung und entfernen Sie den Fisch aus der Wirkstofflösung zu erhöhen. Daher kann die genaue Exposition gegenüber der Verbindung von Interesse im Verlauf eines Experiments mit wiederholter Dosierung variieren. Eine Methode, die Fehlerquellen die sich aus Schwankungen der Transportzeiten reduziert ist daher wünschenswert. Mit unserer Methode können wir alle Fische gleichzeitig zu bewegen, was zu identischen Dosierung Zeit in jedem Fisch. Nach Ethanolexposition (hier beschrieben), können Zebrafisch in jeder numbe getestet werdenr von Verhaltenstests, einschließlich derjenigen, die Angst zu bewerten. Dosierungsgruppen von Fischen mit der neuen Methode hat praktische Anwendungen jenseits der Fähigkeit, genau zu replizieren und zu standardisieren Dosierung zwischen Subjekten und zwischen Gruppen von Fischen. Das Aufkommen der neuen Software, die für die Verfolgung mehrerer Fisch ermöglicht auf einmal sehen können Forscher nutzen unsere Methoden, um Reproduzierbarkeit und Genauigkeit in ihren Experimenten zu gewährleisten. Angesichts der weit verbreiteten Einsatz von Zebrafisch als Modellorganismus für Behavioral Neuroscience, wird diese Methode Effizienz und Praktikabilität in Zukunft pharmakologische Studien zu erhöhen. Im vorliegenden Paradigma wurde eine wiederholte Dosierungsschema verwendet, dass etwa spiegelt menschliche Trinkpläne. Anlage, täglicher-mäßig oder Wochen-Binge: Die Fische wurden randomisiert einer von drei Gruppen zugeordnet. Das Dosierungsschema war 21 Tage in der Dauer, gewählt, weil es deutlich Belichtungszeiten in früheren Studien 7 überschritten. Kontrollfische erhielten Null alcohol, erhielten täglich mäßiger Fisch 0,2% Alkohol einmal pro Tag, und Wochen-binge Fische erhielten 1,4% Alkohol einmal pro Woche. Der Hell / Dunkel Aufgabe wurde verwendet, um Angst nach 2 Tagen Widerrufs beurteilen. Dies ist ein relativ einfacher Test, um zu verwalten, welche einen rechteckigen Arena, in der die Wände auf einer Seite weiß und auf der anderen Seite sind dunkel 9 verwendet. Erwachsenen Zebrafisch lieber robust die dunkle Seite der Arena unter Kontrollbedingungen 6,9,13. Erhöhte Angst operational als deutlich mehr Zeit in der dunklen Zone verbracht definiert und verminderte Angst kann davon ausgegangen, wenn die Fische relativ mehr Zeit in der Lichtzone verbracht verbringt werden. Mit bewegungs Tracking-Software können auch andere informative Variablen auch quantifiziert werden, einschließlich Durchschnittsgeschwindigkeit, Immobilität, mäandernden und Zonenübergänge 14. Die in unserem Labor entwickelt Dosierverfahren kann zu jeder Forschungs in denen wasserlösliche Verbindungen sind, eine oder mehrere zebrafi verabreicht geltensh. Viele andere pharmakologische Mittel, die von dieser Methode profitieren können, sind derzeit im Zebrafisch getestet. Häufigsten getesteten Verbindungen umfassen Nikotin, Chlordiazepoxid, Buspiron und Scopolamin, die in ähnlicher Weise wie in Ethanol gelöst; durch Vermischen der geeigneten Menge der Chemikalie in Wasser. Deshalb ist die allgemeine Aufgabe der vorliegenden Verfahren viel breiter und nicht beschränkt auf Ethanol. Außerdem nach der Gabe von Medikamenten für mehrere Tage, ist die Hell / Dunkel-Aufgabe nur eine von vielen Verhaltenstests, die eingesetzt werden könnten. Nach Verabreichung des Arzneimittels oder bei der Entnahme, anderen beliebten Assays, die verwendet werden können, gehören die neuartigen Tank Tauchtest 15 und Tests des Sozialverhaltens wie shoaling 16. Das folgende Verfahren wird ein effizientes Verfahren zum wiederholten Übertragung Fischgruppen oder einzelne Fische in Lösungen, die eine pharmakologische Verbindung von Interesse zu skizzieren. Zusätzlich wird der Prozess der Prüfung Angst mit der Hell / Dunkel-Testin Gruppen von Fischen, die, nachdem sie lange Listen der Alkoholverwaltung ausgesetzt, der zur Rücknahme sind, beschrieben.

<table><tbody><tr><td>Three shelf benchtop housing system</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/research-systems/z-hab-system/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>1.5 L Spawning tank w/400 &amp;mu;m baffle</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/consumables/tanks-lids-and-baffles/info/nursery-tank-and-baffles/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pure Grain Ethanol</td><td><a href="http://www.luxco.com/brands/vodka-neutral-spirits-neutral-spirits-everclear" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Luxco, INC</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Ethovision XT Motion tracking software</td><td><a href="http://www.noldus.com/animal-behavior-research/products/ethovision-xt" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Noldus Information Technology</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td><a href="http://eshop.eppendorf.ca/categories/1" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Eppendorf Canada</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Light/Dark Arena</td><td>Custom</td><td></td><td>Construct as per procedure description. 9.5 cm wide, 9.5 cm deep, 55 cm long.</td></tr></tbody></table>

a novel method of drug administration to multiple zebrafish (danio rerio) and the quantification of withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

Um die Genauigkeit und die Steuerung in pharmakologischen Studien mit Zebrafisch ist es wichtig, wenn die Dauer der Verabreichung Ethanol konsequent und genau wie oben beschrieben erhalten. Unsere Vorgehensweise kann die Leichtigkeit und den Durchsatz des Dosierungsverfahren zu erhöhen. Die Verabreichung von Ethanol auf entweder eine wöchentliche-binge oder täglich mäßiger Plan führte zu veränderten Angst Ebenen, mit der Hell / Dunkel-Test gemessen, im Vergleich zur Kontrollgruppe. Wenn zwei Tage nach der letzten...

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A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Und die Quantifizierung der Widerrufs

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

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Research

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Neuroscience

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

12.1K Aufrufe.  MacEwan University. A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Serie: A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

Drug Screening of Primary Patient Derived Tumor Xenografts in Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the standard in the field, but zebrafish have emerged as an alternative model with several advantages, including the ability for high-throughput and low-cost drug screening. Zebrafish also allow for in vivo drug screening with large replicate numbers that were previously only obtainable with in vitro systems. The ability to rapidly perform large scale drug screens may open up the possibility for personalized medicine with rapid translation of results back to clinic. Zebrafish xenograft models could also be used to rapidly screen for actionable mutations based on tumor response to targeted therapies or to identify new anti-cancer compounds from large libraries. The current major limitation in the field has been quantifying and automating the process so that drug screens can be done on a larger scale and be less labor-intensive. We have developed a workflow for xenografting primary patient samples into zebrafish larvae and performing large scale drug screens using a fluorescence microscope equipped imaging unit and automated sampler unit. This method allows for standardization and quantification of engrafted tumor area and response to drug treatment across large numbers of zebrafish larvae. Overall, this method is advantageous over traditional cell culture drug screening as it allows for growth of tumor cells in an in vivo environment throughout drug treatment, and is more practical and cost-effective than mice for large scale in vivo drug screens.

Zebrafish xenograft models allow for high-throughput drug screening and fluorescent imaging of human cancer cells in an in vivo microenvironment. We developed a workflow for large scale, automated drug screening on patient-derived leukemia samples in zebrafish using an automated fluorescence microscope equipped imaging unit.

Arzneimittel-Screening von Primärpatienten abgeleitetTumor Xenografts in Zebrafischen

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the ...

Forschung

Krebsforschung

Behavioral Approaches to Studying Innate Stress in Zebrafish

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of stress-related diseases and psychiatric disorders, yet further studies into the genetic and neuronal regulation of stress are still required to develop better therapeutics. The zebrafish provides a powerful genetic model to investigate the neural underpinnings of stress, as there exists a large collection of mutant and transgenic lines. Moreover, pharmacology can easily be applied to zebrafish, as most drugs can be added directly to water. We describe here the use of the 'novel tank test' as a method to study innate stress responses in zebrafish, and demonstrate how potential anxiolytic drugs can be validated using the assay. The method can easily be coupled with zebrafish lines harboring genetic mutations, or those in which transgenic approaches for manipulating precise neural circuits are used. The assay can also be used in other fish models. Together, the described protocol should facilitate the adoption of this simple assay to other laboratories.

This manuscript describes a simple method to measure stress behaviorally in adult zebrafish. The approach takes advantage of the innate tendency that zebrafish prefer the bottom half of a tank when in a stressful state. We also describe methods for coupling the assay with pharmacology.

Verhaltensweisen für den Studierenz-Stress in Zebrafischen

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of ...

Verhalten

Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system measures spontaneous behaviors and the response to an aversive stimulus, which is shown to the larvae via a PowerPoint presentation. The recorded images are analyzed with an ImageJ macro, which automatically splits the color channels, subtracts the background, and applies a threshold to identify individual larvae placement in the lanes. We can then import the coordinates into an Excel sheet to quantify swim speed, preference for edge or side of the lane, resting behavior, thigmotaxis, distance between larvae, and avoidance behavior. Subtle changes in behavior are easily detected using our system, making it useful for behavioral analyses after exposure to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Our laboratory developed a novel high-throughput automated imaging system that is useful for the detection of several different behaviors in 7-day-old zebrafish larvae. The system can be used for detecting subtle changes in behavior after the larvae have been exposed to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Automatisierte Hochdurchsatz-Analysen in Behavioral Zebrafischlarven

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

Neurowissenschaften

Optimized Intravenous Injection in Adult Zebrafish

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in mammalian research models. However, its application in adult zebrafish for drug delivery, stem cell transplantation, and regenerative and cancer studies has been limited due to the challenges posed by their small body size and intricate blood vessels. To overcome these limitations, alternative injection techniques such as intracardiac and retro-orbital (RO) injection have been explored in the past for stem cell transplantation in adult zebrafish. However, these techniques have their drawbacks, including the need for meticulous injection techniques or increased risk of mortality.
In this study, we have developed a refined and optimized IV injection procedure specifically tailored to adult zebrafish, addressing the challenges associated with their unique anatomy. To demonstrate the effectiveness of this technique, we performed successful IV injections of whole kidney marrow cells from Tg(mpo: EGFP) fish and FITC-dextran dye into adult Casper fish. The subsequent visualization of injected cells and dyes using a fluorescence microscope confirmed their successful delivery and engraftment within the zebrafish. Furthermore, we demonstrated that compared with the intracardiac and RO injections, the IV injection resulted in improved survival rates and engraftment efficiency in treated zebrafish. This approach enables precise delivery and localization of substances and holds great potential for large-scale drug and chemical screening using adult zebrafish. Additionally, the ability to visually track the injected cells and dyes provides invaluable insights into their engraftment, migration, and interactions with host tissues, enabling a more comprehensive evaluation of therapeutic effects and biological processes in zebrafish models.

Here, we present an optimized and effective protocol for the intravenous injection of cells or pharmacological agents into adult zebrafish, resulting in enhanced cell engraftment and increased survival rates of the treated zebrafish.

Optimierte intravenöse Injektion bei adulten Zebrafischen

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in ...

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Gavaging Adult Zebrafisch

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Biologie

Rapid Evaluation of Toxicity of Chemical Compounds Using Zebrafish Embryos

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has transparent embryos and rapid external development. Zebrafish embryos can, therefore, also be used for the rapid evaluation of toxicity of the drugs that are precious and available in small quantities. In the present article, a method for the efficient screening of the toxicity of chemical compounds using 1-5-day post fertilization embryos is described. The embryos are monitored by stereomicroscope to investigate the phenotypic defects caused by the exposure to different concentrations of compounds. Half-maximal lethal concentrations (LC50) of the compounds are also determined. The present study required 3-6 mg of an inhibitor compound, and the whole experiment takes about 8-10 h to be completed by an individual in a laboratory having basic facilities. The current protocol is suitable for testing any compound to identify intolerable toxic or off-target effects of the compound in the early phase of drug discovery and to detect subtle toxic effects that may be missed in the cell culture or other animal models. The method reduces procedural delays and costs of drug development.

Zebrafish embryos are used for evaluating the toxicity of chemical compounds. They develop externally and are sensitive to chemicals, allowing detection of subtle phenotypic changes. The experiment only requires a small amount of compound, which is directly added to the plate containing embryos, making the testing system efficient and cost-effective.

Schnelle Bewertung der Toxizität chemischer Verbindungen mit Zebrafischembryonen

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has ...

Medizin

High-throughput Measurement of Gut Transit Time Using Larval Zebrafish

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and pharmacological similarities to that of the mammals. GI intolerance during clinical testing of drug candidates is common and may pose a serious threat to human health. Testing for GI toxicity in preclinical mammalian models can be expensive in terms of time, test compound, and labor. The high-throughput method presented here may be used to predict GI safety issues. Compared to mammalian models, this method allows for more expedient assessment of test compound effects on GI transit while using low quantities of compound. In this method, larval zebrafish (7 days post fertilization) are fed food containing a fluorescent label. After feeding, each larval fish is placed into a well of a 96-conical-bottom-well plate and dosed with test compound (dissolved in water) or the vehicle. As gut transit occurs, fecal matter accumulates on the bottom of the wells, and the rate at which this happens is monitored by measuring fluorescence from the bottom of the well repeatedly over time using a plate spectrophotometer. The fluorescence from larvae in a given treatment group are averaged and these values are graphed along with standard error, for each measurement time, yielding a curve representing average transit of food over time. Effects on gut transit time are identified by comparing the area under the curve for each treatment group to that of the vehicle-treated group. This method detected changes in zebrafish GI transit time induced by drugs with known clinical GI effects; it can be employed to interrogate dozens of treatments for GI effects per day. As such, safer compounds can be quickly prioritized for mammalian testing, which expedites discovery and proffers 3Rs advancement.

The goal of this protocol is to measure the transit time of fluorescently labeled food through the gut of larval zebrafish in a high throughput fashion.

Hochdurchsatz-Messung der Darm Transitzeit mit Larven Zebrafisch

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and ...

Optimierte intraperitoneale Injektion für die Verabreichung von Verbindungen in erwachsenen Zebrafischen

An Intraperitoneal Injection Technique in Adult Zebrafish that Minimizes Body Damage and Associated Mortality

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as cardiomyopathy. Intraperitoneal (IP) injection is an important method that delivers compounds to the body for either testing therapeutic effects or generating disease models such as doxorubicin-induced cardiomyopathy (DIC). Currently, there are two methods of IP injection. Both&#160;methods have limitations when handling toxic compounds such as doxorubicin, which result in side effects manifesting as severe damage to the body shape and fish death. While these shortcomings could be overcome by extensive investigator training, a new IP injection method that has minimal side effects is desirable. Here, a unique IP injection method that is able to handle toxic compounds is reported. Consistently reduced cardiac function can result without incurring significant fish death. The technique can be easily mastered by researchers who have minimal experience with adult zebrafish.

Autor im Rampenlicht: Neuartige intraperitoneale Injektionsmethode für Zebrafisch-Kardiotoxizitätsmodelle

A new intraperitoneal (IP) injection method in adult zebrafish is described. When handling toxic compounds such as doxorubicin, this procedure is more effective than the two previously reported IP methods. The technique is designed to be easily adopted by researchers with limited experience in the zebrafish model.

Eine intraperitoneale Injektionstechnik bei erwachsenen Zebrafischen, die Körperschäden und die damit verbundene Mortalität minimiert

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as ...

Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch (

Zusammenfassung

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